JP5649745B2 - インビトロでオリゴデンドロサイト系列細胞に分化しやすい哺乳類神経幹細胞および／または神経前駆細胞の純粋または富化集団を入手および維持するための培養方法 - Google Patents

Description

本発明は一般的には、神経幹細胞および神経前駆細胞の細胞生物学の分野に関する。より具体的には、本発明は、生物学的研究、薬物スクリーニングおよびヒト治療に用いるのに適した、インビトロでオリゴデンドロサイト系列細胞に分化しやすい哺乳類神経幹細胞および／または神経前駆細胞の純粋または富化集団を提供する。

（関連出願の相互参照）
本出願は、２０１１年１月１２日出願の米国仮特許出願第６１／４３１，９４４号および２０１１年１１月１１日出願の第６１／５５８，５２７号に関連する。

中枢神経系の発達中、初期の、多能性神経幹細胞（ＮＣＳ）は増殖し、成体脳を構成する各種細胞型に最終的に分化する、一過的に分裂する前駆細胞をもたらす。成体中枢神経系は主にニューロン、ならびにアストロサイトおよびオリゴデンドロサイトを含むグリア細胞からなる。ニューロン、アストロサイトおよびオリゴデンドロサイトの前駆細胞は、発達中の脳において神経幹細胞から順次生じる（図１参照）。神経前駆細胞がまず形成され、多くの型のニューロンに分化する。アストロサイトが二番目に発達し、ニューロン生存を支持する働きをする。最後に、オリゴデンドロサイト前駆細胞が中枢神経系全体に出現および遊走し始める。それらは次に成熟オリゴデンドロサイトに分化し、これは適切なニューロン機能に必要なミエリンを生成する。

オリゴデンドロサイトは中枢神経系を支持することにおいて重要な役割を演じるため、オリゴデンドロサイトまたはそれらの前駆細胞（すなわち、オリゴデンドロサイトプレ前駆細胞および／またはオリゴデンドロサイト前駆細胞）の純粋または富化集団は、先天性脱髄疾患（例えば、クラッベ病またはペリツェウス・メルツバッヘル病）を含む神経障害、脊髄傷害および神経細胞を保護するミエリン鞘の欠陥に起因する他の症状の治療のような細胞治療および再生医療に有用であるだろう。これらの細胞は、研究ならびに多発性硬化症および統合失調症のような多くの神経障害の治療のための新規薬物の同定に用いることもできる。

成熟オリゴデンドロサイトは培養では増殖せず、十分に生存せず、オリゴデンドロサイトを研究またはヒト治療に用いるのに十分な量で組織サンプルから直接入手することは極めて困難である。結果として、これらの目的のためのオリゴデンドロサイトの使用は、これらの細胞の入手可能性の欠如により妨げられる。

この問題の１つの解決法は、神経幹細胞および／または神経前駆細胞を組織から入手し、細胞を培養において増殖し、その後オリゴデンドロサイトに分化することができる十分に多量の細胞を入手することを含む。分化は、移植の場合のように、インビトロまたはインビボで行うことができる。これは研究およびヒト治療に用いられるオリゴデンドロサイトまたはそれらの前駆細胞もしくはプレ前駆細胞の大集団をもたらすだろう。

しかしながら、科学者らは、得られる増殖細胞集団が主にオリゴデンドロサイトに分化する能力を保持する細胞からなる、オリゴデンドロサイト前駆細胞および／またはプレ前駆細胞−とくにヒトまたは非ヒト霊長類からの−の長期培養および大量増殖を可能にする培養条件を同定するのに苦労した。

何人かの科学者らは、オリゴデンドロサイト前駆細胞をラットから入手することを報告した（Ｒａｆｆ ｅｔ ａｌ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，３：１２８９，１９８３；Ｒａｆｆ ｅｔ ａｌ，Ｎａｔｕｒｅ．，３０３：３９０，１９８３；Ｅｓｐｉｎｏｓａ ｄｅ ｌｏｓ Ｍｏｎｔｅｒｏｓ ｅｔ ａｌ，Ｐｒｏｃ．Ｎａｔｌ．Ａｃａｄ．Ｓｃｉ．Ｕ．Ｓ．Ａ．，９０：５０，１９９３）。これらの増殖可能なオリゴデンドロサイト前駆細胞は、インビトロでオリゴデンドロサイトまたは２型アストロサイトに分化するそれらの能力のため、Ｏ−２Ａ前駆細胞として知られる。他の科学者らは、一次培養においてラットまたはマウスオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞を同定した（Ｇａｌｌｏ，Ａｒｍｓｔｒｏｎｇ ＲＣ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，１５：３９４，１９９５；Ｇｒｉｎｓｐａｎ，Ｆｒａｎｃｅｓｃｈｉｎｉ Ｂ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．Ｒｅｓ．，４１：５４０，１９９５；Ｄｅｃｋｅｒ ｅｔ ａｌ，Ｍｏｌ．Ｃｅｌｌ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，１６：４２２，２０００）。これらの細胞はオリゴデンドロサイト前駆細胞の前駆細胞であると考えられ、オリゴデンドロサイト前駆細胞と比較して優れたそれらの遊走能のため、細胞治療においてより有益であると期待される。残念ながら、科学者らはインビトロでこれらの細胞を長時間効果的に増殖することができなかった。対照的に、科学者らは、ラット視神経または脊髄からのＯ２Ａ前駆細胞をＢ１０４条件培地または（ｉ）血小板由来増殖因子−ＡＡ（ＰＤＧＦ−ＡＡ）と塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦもしくは塩基性ＦＧＦ）およびニューロトロフィン−３（ＮＴ−３）、もしくは（ｉｉ）ＰＤＧＦ−ＡＡと繊毛様神経栄養因子（ＣＮＴＦ）およびＮＴ−３のような増殖因子の組み合わせを用いて培養することを報告した。しかしながら、誰もこれらの増殖因子を用いる霊長類組織からのこれらの細胞型の大量増殖には成功していない。

よって、ラットまたはマウス以外の哺乳類からのオリゴデンドロサイトおよび／またはそれらの前駆細胞の純粋または富化集団を入手および増殖することは非常に困難なままである。ヒトおよび非ヒト霊長類からのこれらの細胞を入手および増殖することはとくに困難である。従って、インビトロでオリゴデンドロサイト系列細胞に分化しやすい哺乳類神経幹細胞また前駆細胞の純粋または富化集団を生成する方法の必要性は大きい。

本発明は、前駆細胞または幹細胞であり、ニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力を維持し、その後の継代を通して効率的にオリゴデンドロサイト系列細胞に分化するその能力を維持し、少なくとも細胞表面抗原ＣＤ１３３およびＣＤ１４０αを発現する、単離された増殖可能なヒト神経細胞に関する。

本発明はまた、哺乳類中枢神経系から単離された前駆細胞または幹細胞であり、ニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力ならびにオリゴデンドロサイト系列細胞に効率的に分化するその能力を維持する、増殖可能な神経細胞のインビトロ培養方法であって、少なくとも１つの細胞をヒト胎児神経組織から単離および剥離するステップ；該細胞を３７℃の温度で、１〜２０％のＯ_２、および５％のＣＯ_２を含む雰囲気において、ならびに少なくとも５ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、少なくとも０．５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および少なくとも１０μＭの１−チオグリセロールを含む既知組成の無血清培地において培養するステップ；ならびに該細胞を継代し、増殖可能なヒト神経細胞を入手するステップを含む方法に関する。

本発明はさらに、被験者に治療上有効量の、ニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力を維持することができ、その後の継代を通して効率的にオリゴデンドロサイト系列細胞に分化するその能力を維持し、少なくとも細胞表面抗原ＣＤ１３３およびＣＤ１４０αを発現する、単離された増殖可能なヒト神経細胞を含む組成物を投与するステップを含む、ミエリンの喪失またはオリゴデンドロサイトの喪失により引き起こされる症状の治療方法に関する。

本発明はまた、細胞を少なくとも５ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、少なくとも５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および少なくとも１０μＭの１−チオグリセロールを有する既知組成の無血清培地に浸漬する、哺乳類中枢神経系から得られる少なくとも１つの単離された神経細胞を含むインビトロ培養物に関する。

本発明はさらに、単離された増殖可能なヒト神経細胞を含む医薬神経幹細胞組成物に関する。

本発明はまた、症状を治療するための薬剤における医薬神経幹細胞組成物の使用に関する。

本発明はまた、培養および増殖された細胞がオリゴデンドロサイト系列細胞に分化するそれらの能力を維持する、哺乳類中枢神経系から単離された神経幹細胞および／または神経前駆細胞のインビトロ培養および増殖方法に関する。本発明における細胞の培養は懸垂培養である。

本発明はさらに、インビトロでオリゴデンドロサイト系列細胞（すなわち、図７および図１５に示されるようなクモの巣形態を有するＯ４陽性細胞）に分化しやすい増殖された哺乳類神経幹細胞および／または神経前駆細胞の単離された純粋または富化集団に関する。

本発明はさらに、哺乳類中枢神経系から単離された神経幹細胞および／または神経前駆細胞からのインビトロ増殖および分化による哺乳類オリゴデンドロサイト系列細胞に関する。

神経幹細胞および神経前駆細胞の脳における３つの主な細胞型−ニューロン、アストロサイトおよびオリゴデンドロサイトへの発達を示す。 各種ＣＮＳ細胞のマーカー発現の比較を示す。 スライドＡ〜Ｆにおいてヒト胎児幹細胞（クローン＃２ｂ）のコントラスト画像を示す。 異なる組み合わせの増殖因子の存在下でのＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖率を示す。 高投与量のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）および１−チオグリセロールのＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖に対する効果を示す。 ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖曲線を示す。 スライドＡ〜Ｆにおいて無血清培地におけるＨＦＳＣ細胞の自発的分化を示す。 倒立顕微鏡で取得され、各種継代でのＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）の形態を示す、位相コントラスト画像である。 ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）の増殖曲線を示す。 倒立顕微鏡で取得され、スライドＡ〜Ｆにおいて各種継代でのＨＦＳＣ細胞（クローン４Ａおよび４Ｂ）の形態を示す、位相コントラスト画像である。 ＨＦＳＣ細胞（クローン＃４Ａおよび＃４Ｂ）の増殖曲線を示す。 スライドＡ〜Ｓにおいて未分化ＨＦＳＣ細胞の免疫表現型を示す。 スライドＡ〜Ｈにおいて、未分化ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ、継代１３）の割合を示す細胞計測データを示す。 分化ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３、継代１５）の免疫表現型を示す。 スライドＡ〜ＥにおいてＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ、継代１５）の分化能を示す。

[図面の詳細な説明]
図１は、神経幹細胞および神経前駆細胞の脳における３つの主な細胞型−ニューロン、アストロサイトおよびオリゴデンドロサイトへの発達を示す。実矢線は１つの細胞型のもう１つへの発達を示した。ＨＦＳＣ細胞からニューロン限定前駆細胞（ＮＲＰ）までの破線は、ＨＦＳＣ細胞がニューロンとなる傾向がより低いことを示す。ＨＦＳＣ細胞からＯ２Ａ細胞までの太線は、ＨＦＳＣ細胞がオリゴデンドロサイト系列細胞を生成する傾向がより大きいことを示す。ＨＦＳＣ細胞のニューロン、アストロサイトおよびオリゴデンドロサイトに分化する多能性は実施例７（図１４参照）において示された。ＨＦＳＣ細胞のオリゴデンドロサイト系列細胞に分化する傾向は実施例２（図７参照）および実施例８（図１５参照）において示された。

図２は各種ＣＮＳ細胞のマーカー発現の比較を示す。本発明は実施例７（図１２および図１３参照）においてＨＦＳＣ細胞の表現型を開示し、本図においてこれをまとめる。後述するように、ＨＦＳＣ細胞はその他の細胞型と同じではなく、神経幹細胞およびオリゴデンドロサイト２型アストロサイト前駆細胞（Ｏ２Ａ）の両方の特徴を有する。

図３はスライドＡ〜Ｆにおいてヒト胎児幹細胞（クローン＃２ｂ）のコントラスト画像を示す。図３、スライドＡは倒立顕微鏡で取得され、３７℃、５％のＯ_２、および５％のＣＯ_２が維持されたインキュベータにおいて、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦを有し、（以降組み合わせて「ＨＦＳＣＭ１培地」と称される）グルタミンおよびＨＥＰＥＳを含有し、Ｂ２７サプリメント（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、非必須アミノ酸（ＮＥＡＡ）（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、１．５ｍＭのピルベート（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、５５μＭのβ−メルカプトエタノール（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、および１ｍＭのＮ−アセチル−Ｌ−システイン（Ｓｉｇｍａ）が添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２において培養されたＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）を示す位相コントラスト画像である。示される細胞は継代０、７日目からのものである。細胞はスフィアを形成し、これらのスフィアは継代１で、スフィアを分離することなく、ポリオルニチンでコーティングされた培養プレート上に直接播種された。

図３、スライドＢおよびスライドＣは、倒立顕微鏡で取得され、以上で図３、スライドＡの説明において記載されたように培養されたＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）を示すコントラスト画像を示す。示される細胞はそれぞれ継代１、１日目および継代２、１４日目からのものである。細胞はポリオルニチンでコーティングされた培養プレート上に直接播種され、付着させ、スフィアから分散させた（図３、スライドＢ）。継代された細胞はその後の継代においてこの培養条件でうまく増殖することができた（図３、スライドＣ）。

図３、スライドＤ〜Ｆは、倒立顕微鏡で取得され、多数の継代後の、３７℃、５％のＯ_２、および５％のＣＯ_２が維持されたインキュベータにおいて、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールを有するＨＦＳＣＭ１培地において培養されたＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）を示す位相コントラスト画像である。ほとんどのＨＦＳＣ細胞は、周辺細胞とクラスターを形成する暗位相細胞だった。クラスターから分離した散乱細胞は（図３、スライドＤおよびＥにおいて白矢頭により示される）プロ−オリゴデンドロブラストまたは未熟オリゴデンドロサイトに特徴的なプロセスベアリング多極細胞（いわゆる「クモの巣様」形態）に自発的に分化する傾向があるが、それらの出現頻度は通常１％未満だった。図３、スライドＤ、Ｅ、およびＦに示される細胞は、それぞれ継代８、８日目、継代１１、１１日目および継代１９、１１日目からのものである。

図４は、異なる組み合わせの増殖因子：（１）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ；（２）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋５ｎｇ／ｍｌのＮＴ−３；（３）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１；（４）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋５ｎｇ／ｍｌのＮＴ−３＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の存在下でのＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖率を示す。細胞は継代３の１１日目（Ｐ３Ｄ１１）で収穫され、各条件における生細胞の数が計測された。次に、それらは継代３で用いられた同じ条件において同じ細胞密度で継代された。細胞は継代４の８日目（Ｐ４Ｄ８）で収穫され、各条件における生細胞の数が計測された（これらの細胞は、それらがスフィアを形成し始め、それらがサブコンフルエントになる前に収穫された）。条件（４）は継代３ではもっとも効果的だったが、継代４ではそうではなかった。条件（３）は両方の継代で効果的だった。

図５は、高投与量のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）および１−チオグリセロールの、ＨＦＳＣＭ１培地において増殖因子の以下の組み合わせ：（１）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１；（２）：２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１＋５０μＭの１−チオグリセロール；（３）：１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１；（４）：１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１＋５０μＭの１−チオグリセロール；（５）：１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で培養されたＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖に対する効果を示す。細胞は継代５の７日目で収穫され（これらの細胞は、それらが継代４でスフィアを形成し始め、それらがサブコンフルエントになる前に収穫された）、各条件における生細胞の数が計測された。２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの組み合わせも試験されたが、回収された細胞数は評価するには低すぎ（計測可能範囲より下の１×１０^４細胞未満）、そのデータはこの図から削除された。条件（１）は継代３で細胞を増殖することができたが、継代５では細胞を増殖することができなかった。５０μＭの１−チオグリセロールの添加［条件（２）］またはＰＤＧＦ−ＡＡ濃度の１００ｎｇ／ｍｌまでの増加［条件（３）］は増殖率に対するプラスの効果が非常に小さかった。５０μＭの１−チオグリセロールの添加およびＰＤＧＦ−ＡＡ濃度の１００ｎｇ／ｍｌまでの増加が組み合わされた場合［条件（４）］、細胞増殖率は劇的に向上し、細胞はうまく増殖することができた。ＩＧＦ−１がこの条件から削除された場合［条件（５）］、増殖率は＜１まで低下し、ＩＧＦ−１はＨＦＳＣ細胞増殖および／または生存も促進したことを示した。

図６は、ヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）（白丸と黒線）の増殖曲線を示す。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）はまず１０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの存在下で培養された。１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１は継代３から添加された。ＰＤＧＦ−ＡＡの濃度は継代６から２０ｎｇ／ｍｌから１００ｎｇ／ｍｌまで増加された。しかしながら、それらは細胞の増殖率に対する効果が非常に小さい、または効果がない。５０μＭの１−チオグリセロールは継代７から添加された。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）は１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で急速に増殖し始めた。１０ｎｇ／ｍｌのＮＴ−３は継代１７で添加された。ＮＴ−３は細胞増殖を少し向上させたが、その効果は１回の継代後に消えた。このパネルは、継代１０の６日目（Ｐ１０Ｄａｙ６：白丸と破線）および継代１１の１１日目（Ｐ１１Ｄａｙ１１：白丸と点線）で凍結されたヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の増殖曲線も含む。凍結細胞は解凍後同様の速度で増殖することができた。

図７は、スライドＡ〜Ｆにおいて無血清培地におけるＨＦＳＣ細胞の自発的分化を示す。スライドＡおよびＢは、倒立顕微鏡で取得され、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールが添加された（図７、スライドＡ）、または１−チオグリセロールなしの（図７、スライドＢ）ＨＦＳＣＭ１培地において培養された後の継代１２、９日目（図７、スライドＡおよびＢ）のＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）の形態変化を示す位相コントラスト画像である。ＨＦＳＣ細胞は、培地交換の間ｂＦＧＦの補充なしで自発的に分化した。同じ条件でも、ＨＦＳＣ細胞は、ｂＦＧＦが毎日補充された場合分化せず、ゆっくり増殖すると考えられた。加えて、４０ｎｇ／ｍｌ以上のＰＤＧＦ−ＡＡが用いられた場合、ＨＦＳＣ細胞は分化がブロックされ、クラスターを形成した。ＰＤＧＦ−ＡＡ濃度を１００ｎｇ／ｍｌから２０ｎｇ／ｍｌまで減少させ、ｂＦＧＦを補充しないことにより、細胞はクモの巣様形態を有するプロセスベアリング多極細胞に自発的に分化することができ、これはオリゴデンドロサイト系列細胞［すなわち、プロ−オリゴデンドロブラスト（Ｏ４陽性およびＧａｌＣ陰性）、未熟オリゴデンドロサイト（Ｏ４陽性およびＧａｌＣ陽性）］の定義的特徴である、Ｏ４抗原（図７、スライドＣおよびＤ）および／またＧａｌＣ抗原（図７、スライドＥおよびＦ）を発現した。

図８は、倒立顕微鏡で取得され、各種継代でのＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）の形態を示す位相コントラスト画像である。従来の神経幹細胞はまずｂＦＧＦおよびＥＧＦの存在下で１５日間増殖された（継代０の１５日目の図８、スライドＡ参照）。その後、細胞は、３７℃、５％のＯ_２、および５％のＣＯ_２が維持されたインキュベータにおいて、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦを有するＨＦＳＣＭ１培地において培養された。ＰＤＧＦ−ＡＡ濃度は１００ｎｇ／ｍｌまで増加され、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１が継代４から添加された（図９参照）。５０μＭの１−チオグリセロールは継代８から添加された（図９参照）。それらの形態は何回かの継代後クローン＃２ｂとほぼ同じとなった。

図９は、ヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）（白丸と黒線）の増殖曲線を示す。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）はまず、従来の神経幹細胞を増殖するため、１０ｎｇ／ｍｌのＥＧＦおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの存在下で培養された。その後、増殖因子の組み合わせは継代１から２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦに変えられた。１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および１０ｎｇ／ｍｌのＮＴ−３は継代２から添加された。図４に示されるデータに基づき、ＮＴ−３はこの培養から除去され、ＰＤＧＦ−ＡＡの濃度は継代４から２０ｎｇ／ｍｌから１００ｎｇ／ｍｌまで増加された。しかしながら、それらはクローン＃２ｂにおいて示されるように細胞の増殖率に対する効果が非常に小さい、またはこれを有さない。５０μＭの１−チオグリセロールは継代５から添加され、その後ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）は１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下でＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）のように急速に増殖し始めた。このパネルは、継代１０の７日目で凍結されたヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）（Ｐ１０Ｄａｙ７：白丸と破線）の増殖曲線も含む。凍結細胞は解凍後同様の速度で増殖させることができた。

図１０は、倒立顕微鏡で取得され、スライドＡ〜Ｆにおいて各種継代でのＨＦＳＣ細胞（クローン４Ａおよび４Ｂ）の形態を示す位相コントラスト画像である。細胞は、３７℃、５％のＯ_２、および５％のＣＯ_２が維持されたインキュベータにおいて、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１（クローン＃４）または１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１（クローン＃４Ｂ）を有するＨＦＳＣＭ１培地および５０μＭの１−チオグリセロールにおいて培養された。クローン＃４Ａは、最初はクローン＃４Ｂよりゆっくり増殖したが、継代２からクローン＃４Ｂとほぼ同じ速度で増殖し始めた。それらはほぼ均質になり、それらの形態は３回の継代後クローン＃２ｂまたは＃３とほぼ同じとなった。

図１１はヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃４Ａ：白四角と破線および＃４Ｂ：白丸と黒線）の増殖曲線を示す。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃４Ａ）は２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で培養された。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃４Ｂ）は１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で培養された。両クローンの細胞数はまず劇的に減少し、この減少はクローン＃４Ａにおいてより顕著だった。この細胞数の初期減少後、それらは急速に増殖し始めた。このパネルは継代５の６日目で凍結されたヒトＨＦＳＣ細胞（クローン＃４Ｂ）（Ｐ５Ｄａｙ６：白丸と破線）の増殖曲線も含む。

図１２はスライドＡ〜Ｓにおいて、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、および５０μＭの１−チオグリセロール存在下で培養され、ＣＤ１３３、Ｓｏｘ２、ネスチン、Ｏｌｉｇ２、ＰＤＧＦ−Ｒα、ＮＧ２、Ａ２Ｂ５、ＰＳＡ−ＮＣＡＭ、ＧＦＡＰまたはビメンチンについて陽性に染色する、未分化ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ、継代１２〜１６）の免疫表現型を示す。ＤＡＰＩは細胞核を対比染色するため用いられた。これらの図は細胞の少なくとも９０％がＣＤ１３３、Ｓｏｘ２、ネスチン、Ｏｌｉｇ２、ＰＤＧＦ−Ｒα、ＮＧ２、Ａ２Ｂ５およびビメンチンについて陽性だったが、ＧＦＡＰ陽性細胞はなかったことを示した。ＰＳＡ−ＮＣＡＭの染色は少し弱かったが、依然として細胞の９０％より多くがＰＳＡ−ＮＣＡＭについて陽性のようだった。

図１３は、スライドＡ〜Ｈにおいて、未分化ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ、継代１３）の割合を示す流動細胞計測データを示す。黒線ヒストグラムはイソ型対照を表し、灰色ヒストグラムは各試験抗原を表した。このデータは、ＨＦＳＣ細胞のほとんどがＣＤ１３３陽性（図１３、スライドＡ）、ＣＤ９陽性（図１３、スライドＢ）、ＣＤ１４０ａ陽性（図１３、スライドＣ）、ＮＧ２陽性（図１３、スライドＤ）、Ａ２Ｂ５陽性（図１３、スライドＥ）、Ｏ４陽性（図１３、スライドＦ）、およびＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性（図１３、スライドＧ）だったことを示した。免疫細胞化学により試験されたように（データ示さず）、ＣＤ４４は陰性だった（図１３、スライドＨ）。

図１４は、血清含有培地において３１日間培養され、ニューロン（βＩＩＩチューブリン、ニューロフィラメント−Ｌ、およびＭＡＰ２）、オリゴデンドロサイト（Ｏ４、ＭＢＰ）およびアストロサイト（ＧＦＡＰ）を認識する抗体、その後蛍光二次抗体で染色された分化ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３、継代１５）の免疫表現型を示す。ＤＡＰＩは細胞核を対比染色するために用いられた。ＨＦＳＣ細胞は各マーカーについて陽性の細胞に分化することができた。ニューロン軸索およびミエリンの共存を評価するため、細胞は抗βＩＩＩチューブリン抗体および抗ＭＢＰ抗体（図１４、スライドＡ〜Ｃ）、抗ニューロフィラメント−Ｌ抗体および抗ＭＢＰ抗体（図１４、スライドＤ〜Ｆ）、抗ＭＡＰ２抗体および抗ＭＢＰ抗体（図１４、スライドＧ〜Ｉ）で共染色された。ほんのわずかのニューロン軸索およびミエリンは共存すると考えられた。Ｏ４抗原およびＭＢＰの共存を評価するため、細胞はＯ４抗体および抗ＭＢＰ抗体（図１４、スライドＪ〜Ｌ）で共染色された。ＭＢＰのほとんどの信号はＯ４抗原の信号と共存した。ＨＦＳＣ細胞はＧＦＡＰ抗原について陽性だったアストロサイトに分化することもできた（図１４、スライドＭ〜Ｏ）。加えて、多くの細胞は、アストロサイトおよび間葉細胞を含む多くの上皮細胞において発現したビメンチンについて陽性だった。さらに、未分化細胞もビメンチンについて陽性だった（データ示さず）。

図１５はスライドＡ〜ＥにおいてＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ、継代１５）の分化能を示す。細胞は、グルタミンおよびＨＥＰＥＳを含有し、Ｂ２７サプリメント、Ｎ２サプリメントおよび５０μＭの１−チオグリセロール、ならびに１０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、１０ｎｇ／ｍｌのＢＤＮＦ、および１００μＭのｐＣＰＴ−ｃＡＭＰが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２において分化した。細胞は４日の分化後、抗ＧＤ３抗体およびＯ４抗体で、次に蛍光二次抗体で染色された。未分化細胞はオリゴデンドロサイト前駆細胞より強くＧＤ３を発現し、Ｏ４については逆だった（図１５、スライドＡ、ＢおよびＣの矢頭は未分化細胞を示す）。分化細胞のほとんどは弱いＧＤ３信号および強いＯ４信号を有する多極形態を示し、それらがオリゴデンドロサイト前駆細胞またはプロ−オリゴデンドロブラストであることを示した。他の細胞型（例えばアストロサイトおよびニューロン）はＧＤ３陰性およびＯ４陰性細胞の集団として定義された。図１５、スライドＤは、分化細胞の１０の異なる画像からの各細胞集団の割合を示す。総細胞の７０％より多くはオリゴデンドロサイト前駆細胞に分化した（７５．８％±２．０９％）。総細胞の２０％より多くは依然として未分化細胞のままだった（２３．５％±２．０３％）。他の細胞型は総細胞の１％未満だった（０．７％±０．４１％）。オリゴデンドロサイト前駆細胞および他の細胞型の分化細胞（オリゴデンドロサイト前駆細胞プラス他の細胞型）に対する割合が計算され、図１５、スライドＥに示された。オリゴデンドロサイト前駆細胞は分化細胞の９９．１％±０．５６％だったが、他の細胞型は分化細胞の０．９％±０．５６％だった。

本発明は、哺乳類中枢神経系から単離された神経幹細胞または神経前駆細胞を培養および増殖し、インビトロでオリゴデンドロサイトまたはオリゴデンドロサイト系列細胞に分化する能力を有する神経幹細胞または神経前駆細胞の純粋または富化集団を生成する方法を提供する。神経幹細胞および神経前駆細胞の両方は、ニューロン細胞（例えばニューロン前駆細胞または成熟ニューロン）またはアストロサイトおよびオリゴデンドロサイトを含むグリア細胞である後代を生成する。神経幹細胞は自己再生可能であり（すなわち、無期限に増殖することができる）、神経前駆細胞は自己再生可能であり得るが、必ずしもそうではない。本発明の培養方法は、分化細胞の少なくとも７０％、８０％、９０％または９５％が、オリゴデンドロサイト前駆細胞およびオリゴデンドロサイトである、オリゴデンドロサイト系列細胞に分化することができる増殖細胞集団を生成することができる。

以下の略語および定義は本出願を通して用いられる。

「ＨＦＳＣ細胞」またはヒト胎児脊髄由来細胞の語は、本発明において記載される増殖された哺乳類神経幹細胞および／または神経前駆細胞の純粋または富化集団を指す。

「ＨＦＳＣＭ１培地」の語は、グルタミンおよびＨＥＰＥＳを含有し、Ｂ２７サプリメント（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、非必須アミノ酸（ＮＥＡＡ）（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、１．５ｍＭのピルベート（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、５５μＭのβ−メルカプトエタノール（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、および１ｍＭのＮ−アセチル−Ｌ−システイン（Ｓｉｇｍａ）が組み合わされて添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２を指す。

「グリア細胞」の語は中枢神経系の非ニューロン細胞を指し、これらの細胞型のいずれかまたは両方の成熟オリゴデンドロサイト、アストロサイトおよびコミットされた前駆細胞を含む。

「多能性前駆細胞」の語は、複数だが限られた数の系列からの細胞をもたらす能力を有する神経前駆細胞を指す。

「万能性」（ラテン語「ｐｌｕｒｉｍｕｓ」または「非常に多くの」および「ｐｏｔｅｎｔｉａ」または「力を有する」に由来）は、３つの胚葉：内胚葉（胃内壁、胃腸管、肺）、中胚葉（筋肉、骨、血、泌尿生殖器）、または外胚葉（表皮組織および神経系）のいずれかに分化する能力を有する幹細胞を指す。神経幹細胞は多能性であり、万能性ではない。胚性幹細胞は万能性であり、多能性ではない。

「コミットされた前駆細胞」は、成熟細胞の特定の型となるようにコミットまたは運命づけられた前駆細胞である。これは、成熟細胞の２つ以上の型の１つ（例えば、タイミングおよび環境要因に応じて、オリゴデンドロサイトまたは２型アストロサイトのいずれかとなることができるＯ−２Ａ前駆細胞）となる能力を有する、多能性または万能性前駆細胞とは対照的である。

「オリゴデンドロサイト」は、その主な機能がいくつかの脊椎動物の中枢神経系において神経細胞軸索を保護することである、グリア細胞の１つの型である。

「オリゴデンドロサイト系列細胞」の語は、オリゴデンドロサイト、プロ−オリゴデンドロブラストおよびオリゴデンドロサイト前駆細胞（例えばＯ２Ａ前駆細胞）を指す。この語はグリア限定前駆細胞または神経幹細胞を含まない。

「オリゴデンドロサイト前駆細胞」の語は、ニューロンまたは非ニューロン組織ではなくオリゴデンドロサイトであるより多くの前駆細胞および／または後代の形成にコミットされた細胞を指す。とくに明記されない限り、それらは、必ずしもそうではないが、グリア細胞の他の型（例えば２型アストロサイト）を生成する能力を有し得る。本明細書において用いられるこの語は、オリゴデンドロサイトプレ前駆細胞またはグリア限定前駆細胞（図１参照）を含まない。

「オリゴデンドロサイトプレ前駆細胞」はオリゴデンドロサイト前駆細胞の前駆細胞である。

「プロ−オリゴデンドロブラスト」は後有糸分裂オリゴデンドロサイトの前駆細胞である。

培地における細胞の「増殖」とは、細胞増殖を刺激するサプリメントを含有する培地の存在下で細胞数を増加させることを意味する。

細胞「増殖率」とは、培養の開始時の初期細胞数で割った特定の日の細胞数を指す。

本明細書において用いられる「増殖された」神経前駆細胞または神経幹細胞とは、インビトロで増殖し、増殖細胞集団を生成した、単離された神経前駆細胞または神経幹細胞に由来する神経前駆細胞または神経幹細胞を指す。

細胞の「継代」（あるいは細胞の「継代培養」または「分割」）とは、細胞を（トリプシンまたはコラゲナーゼのような酵素で）互いに分離した後、少数の細胞を新たな培養容器に移すことにより、細胞が実験室培養条件下で長期間生存および増殖し続けることを可能にする技術を指す。細胞は、通常の間隔で継代される場合、長時間の高細胞密度に関連する成熟前老化を回避するので、より長時間培養させることができる。

「増殖環境」とは、対象の細胞がインビトロで増殖、分化および／または成熟する環境である。環境の特徴としては、細胞が培養される培地、存在し得るいずれかの増殖因子または分化誘導因子、および存在する場合支持構造（例えば固体表面上の基質）が挙げられる。

［一般技術］
細胞生物学、タンパク質化学、および抗体技術における一般的な方法は、Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｉｎ Ｐｒｏｔｅｉｎ Ｓｃｉｅｎｃｅ（Ｊ．Ｅ．Ｃｏｌｌｉｇａｎ ｅｔ ａｌ．，ｅｄｓ．，Ｗｉｌｅｙ＆Ｓｏｎｓ）；Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｉｎ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ（Ｊ．Ｓ．Ｂｏｎｉｆａｃｉｎｏ ｅｔ ａｌ．，Ｗｉｌｅｙ＆Ｓｏｎｓ）およびＣｕｒｒｅｎｔ Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｉｎ Ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙ（Ｊ．Ｅ．Ｃｏｌｌｉｇａｎ ｅｔ ａｌ．ｅｄｓ．，Ｗｉｌｅｙ＆Ｓｏｎｓ）において見つけることができる。細胞培養方法は一般的にはＣｕｌｔｕｒｅ ｏｆ Ａｎｉｍａｌ Ｃｅｌｌｓの現行版：Ａ Ｍａｎｕａｌ ｏｆ Ｂａｓｉｃ Ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ（Ｒ．Ｉ．Ｆｒｅｓｈｎｅｙ ｅｔ ａｌ，Ｗｉｌｅｙ＆Ｓｏｎｓ）；Ｇｅｎｅｒａｌ Ｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓ ｏｆ Ｃｅｌｌ Ｃｕｌｔｕｒｅ（Ｍ．Ａ．Ｈａｒｒｉｓｏｎ＆Ｉ．Ｆ．Ｒａｅ，Ｃａｍｂｒｉｄｇｅ Ｕｎｉｖ．Ｐｒｅｓｓ）に記載される。組織培養供給用品および試薬は、Ｃｈｅｍｉｃｏｎ（登録商標）、Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ（登録商標）、Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ（登録商標）、Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標）、Ｎａｌｇｅｎｅ−Ｎｕｎｃ（商標）Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ、Ｓｉｇｍａ−Ａｌｄｒｉｃｈ（商標）、およびＳｃｉｅｎＣｅｌｌのような商業供給業者から市販される。

本開示に関する専門参考書としては、Ｐｒｉｎｃｉｐｌｅｓ ｏｆ Ｎｅｕｒｏｓｃｉｅｎｃｅ，４ｔｈ ｅｉｔｉｏｎ，Ｋａｎｄｅｌ ｅｔ ａｌ．ｅｄｓ．，ＭｃＧｒａｗ−Ｈｉｌｌ ２０００；ＣＮＳ Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ：Ｂａｓｉｃ Ｓｃｉｅｎｃｅａｎｄ Ｃｌｉｎｉｃａｌ Ａｄｖａｎｃｅｓ，Ｍ．Ｈ．Ｔｕｓｚｙｎｓｋｉ＆Ｊ．Ｈ．Ｋｏｒｄｏｗｅｒ，ｅｄｓ．，Ａｃａｄｅｍｉｃ Ｐｒｅｓｓ，１９９９；Ｔｈｅ Ｎｅｕｒｏｎ：Ｃｅｌｌ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ，３ｒｄ ｅｄｉｔｉｏｎ，Ｉ．Ｂ．Ｌｅｖｉｔａｎ ａｎｄ Ｌ．Ｋ．Ｋａｃｚｍａｒｅｋ，Ｏｘｆｏｒｄ Ｕ．Ｐｒｅｓｓ，２００１；Ｇｌｉａｌ Ｃｅｌｌｓ：Ｔｈｅｉｒ Ｒｏｌｅ ｉｎ Ｂｅｈａｖｉｏｒ，Ｐ．Ｒ．Ｌａｍｉｎｇ ｅｔ ａｌ．ｅｄｓ．，Ｃａｍｂｒｉｄｇｅ Ｕ．Ｐｒｅｓｓ １９９８；Ｔｈｅ Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ Ｒｏｌｅｓ ｏｆ Ｇｌｉａｌ Ｃｅｌｌｓ ｉｎ Ｈｅａｌｔｈ ａｎｄ Ｄｉｓｅａｓｅ，Ｍａｔｓａｓ＆Ｔｓａｃｏｐｏｕｌｏｓ ｅｄｓ．，Ｐｌｅｎｕｍ Ｐｕｂ．Ｃｏｒｐ，１９９９：Ｇｌｉａｌ Ｃｅｌｌ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，Ｊｅｓｓｅｎ＆Ｒｉｃｈａｒｄｓｏｎ ｅｄｓ．，Ｏｘｆｏｒｄ Ｕ．Ｐｒｅｓｓ，２００１；およびＭａｎ ｏｆ Ｓｔｅｅｌ，Ａｄｒｉａｎ Ｈｉｌｌ，１９９６が挙げられる。

細胞個体発生の文脈において、形容詞「分化」は相対語である。分化細胞は発達経路に沿って比較される細胞よりさらに発達した細胞である。よって、神経幹細胞は系列限定前駆細胞に分化することができる。これらは、次に、経路に沿ってさらに発達した細胞に、または成熟ニューロンもしくはオリゴデンドロサイトのような末期分化細胞に分化することができる。

本発明の分化細胞は、オリゴデンドロサイトに特徴的な表現型マーカーを発現するかによって特徴づけることができる。細胞集団の成熟度に応じて存在し得るこれらの細胞の従来の免疫細胞化学マーカーは以下のとおりである。

Ｓｏｘ２：万能性幹細胞および神経幹細胞のマーカーである。

ネスチン：神経幹細胞のマーカーである。

ＣＤ１３３：神経幹細胞の細胞表面マーカーである。

ＰＤＧＦ−受容体α（ＰＤＧＦ−Ｒα）：血小板由来増殖因子受容体のα鎖である。オリゴデンドロサイトおよびそれらの前駆細胞のマーカーである。

ＣＤ１４０ａ：ＰＤＧＦ−Ｒαと同じである。ＣＤ１４０ａ抗体はＰＤＧＦ−Ｒαの細胞外ドメインを認識する。オリゴデンドロサイトおよびそれらの前駆細胞の細胞表面マーカーである。

ＣＤ９：インテグリンおよび他の膜貫通４スーパーファミリータンパク質と複合することが知られる細胞表面糖タンパク質である。生殖細胞系幹細胞、神経幹細胞、オリゴデンドロサイト、および間葉幹細胞の細胞表面マーカーである。

ＰＳＡ−ＮＣＡＭ：ポリシアル酸化神経細胞接着分子である。ニューロン限定前駆細胞（ＮＲＰ）、ニューロン前駆細胞、神経芽細胞、およびオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞の細胞表面マーカーである。

Ａ２Ｂ５：グリア限定前駆細胞（ＧＲＰ）、グリア前駆細胞、オリゴデンドロサイト前駆細胞（ＯＰＣ）および２型アストロサイトの細胞表面マーカーである。この細胞表面マーカーはニューロン限定前駆細胞（ＮＲＰ）において陰性である。

ＮＧ２：硫酸コンドロイチンプロテオグリカンである。マクロファージおよびオリゴデンドロサイト前駆細胞の細胞表面マーカーである。

ＧＤ３：ガングリオシドＧＤ３である。オリゴデンドロサイトプレ前駆細胞およびオリゴデンドロサイト前駆細胞のマーカーである。

Ｏ４：オリゴデンドロサイトおよびそれらの前駆細胞のマーカーである。

ガラクトセレブロシドＣ（ＧａｌＣ）：未熟オリゴデンドロサイトのマーカーである。

ミエリン塩基性タンパク質（ＭＢＰ）：成熟オリゴデンドロサイトのマーカーである。

ＣＤ４４：細胞間相互作用、細胞付着および遊走に関与する細胞表面糖タンパク質であり、ヒアルロン酸の受容体である。いくつかの上皮細胞およびアストロサイト系列細胞の細胞表面マーカーである。

グリア線維性酸性タンパク質（ＧＦＡＰ）：アストロサイトのマーカーである。

βＩＩＩチューブリン：ニューロン前駆細胞およびニューロンのマーカーである。

ニューロフィラメント−Ｌ：成熟ニューロンのマーカーである。

微小管関連タンパク質２（ＭＡＰ２）：成熟ニューロンのマーカーである。

組織特異的マーカーは、細胞表面マーカーには流動免疫細胞化学、または細胞内もしくは細胞表面マーカーには（例えば、固定細胞または組織切片の）免疫組織化学のような、いずれかの適切な免疫学的技術を用いて検出することができる。流動細胞計測分析方法の詳細は、Ｇａｌｌａｃｈｅｒ ｅｔ ａｌ，Ｂｌｏｏｄ．，９６：１７４０，２０００において提供される。細胞表面抗原の発現は、任意で細胞の固定後の、および任意で標識二次抗体または標識を増幅する他の複合体を用いる標準的な免疫細胞化学または流動細胞計測アッセイにおいて、顕著に検出可能な量の抗体が抗原に結合する場合、陽性と定義される。研究または治療における使用を促進するため、集団におけるオリゴデンドロサイトまたはそれらの前駆細胞の特徴を有する細胞の割合を最大化することは有益であることが多い。少なくとも５０％、６０％、７０％、９０％または９５％がこうした細胞に特徴的な表現型マーカーの１つ以上について陽性であると同定される特定の系列細胞である、細胞の集団を入手することが可能である。

神経機能の再構成に関する治療用途について、細胞集団の他の細胞型、とくに未分化幹細胞、および非外胚葉系列の細胞を形成する能力を最小化することが望ましいことが多い。用途に応じて、ニューロン系列の細胞およびそれらのコミットされた前駆細胞またはアストロサイト系列の細胞およびそれらのコミットされた前駆細胞の割合を最小化することも有利であり得る。本発明による集団は３０％、２０％、１０％または５％未満のこれらの他の型の細胞を有する。

本発明の方法は人体全体の発達をもたらすことはできない。

本発明の方法は、多数の継代による細胞の増殖を可能にする定義された培地において哺乳類中枢神経系から単離された神経幹細胞および／または神経前駆細胞を培養するステップを含む。本発明の方法を用いて培養された細胞は、増殖によって、オリゴデンドロサイト系列細胞に分化するそれらの能力を保持する。本発明の方法を用いて培養された細胞は６回より多く継代し、その後オリゴデンドロサイト系列細胞に分化するそれらの能力を保持しながら１，０００倍より多く増殖することができる。いくつかの実施形態では、本発明の培養方法から得られる増殖細胞集団は、無血清培養条件においてオリゴデンドロサイト系列細胞が分化細胞の少なくとも３０％、５０％、７０％または８０％である細胞の集団を含む、またはこれに分化することができる。好適な実施形態では、本発明の培養方法から得られる増殖細胞培養集団は、分化細胞の少なくとも９０％のオリゴデンドロサイト系列細胞を含む。好適な実施形態では、増殖細胞は多能性である。いくつかの実施形態では、増殖細胞の大部分は、培地交換の間にｂＦＧＦを補充することなく、減少したＰＤＧＦ−ＡＡ培地（すなわち、好適には１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦを有し、５０μＭの１−チオグリセロールの有し、またはこれを有さず、任意で少なくとも１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１を有する２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ）において培養する際、オリゴデンドロサイト系列細胞に分化することができる。いくつかの実施形態では、増殖細胞の大部分は、グルタミンおよびＨＥＰＥＳを含有し、Ｂ２７サプリメント、Ｎ２サプリメントおよび５０μＭの１−チオグリセロールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２中の１０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、１００μＭのｐＣＰＴ−ｃＡＭＰおよび１０ｎｇ／ｍｌのＢＤＮＦにおいて培養する際、オリゴデンドロサイト系列細胞に分化することができる。

本発明において用いられる単離された哺乳類神経幹細胞および／または神経前駆細胞は、哺乳類、好適には、これに限定されないが、ヒトのような脊椎動物の中枢神経系から入手することができる。オリゴデンドロサイト前駆細胞およびプレ前駆細胞は、中枢神経系の白質に存在することが知られる。このようなものとして、本発明において用いられる細胞を単離する適切な供給源としては、これらに限定されないが、視神経、脳梁および脊髄が挙げられる。加えて、単離された幹細胞は、当技術分野において知られる方法を用い、哺乳類胎児、好適には、これに限定されないがヒト胎児のような、脊椎動物胎児に由来し得る。いくつかの実施形態では、単離された幹細胞はヒト胎児脊柱から入手されるヒト胎児脊髄組織から調製される。好適な実施形態では、本発明において用いられる単離された細胞は胎齢８〜２４週、好適には胎齢１２〜１８週のヒト胎児脊髄から入手される。ヒト胎児脊柱は、例えば、ＩＲＢ認可およびドナーのインフォームドコンセントとともに、Ａｄｖａｎｃｅｄ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ，Ｉｎｃ．（アラメダ、カリフォルニア州、米国）のような会社を通して商業的に入手することができる。脊髄組織は脊柱から切り離すことができ、髄膜および末梢神経が除去される。組織は次に分離し、洗浄し、細胞増殖を可能にする増殖培地を含有する培養容器に入れることができる。

適切な培養容器としては、これらに限定されないが、ポリアミノ酸（例えば、ポリリシンおよび／またはポリオルニチン）の１つまたは組み合わせを有する培養表面、組織培養プラスチックおよびラミニン、ビトロネクチンまたはフィブロネクチンで処理された表面を有する培養容器を挙げることができる。細胞は一般的には１０^４〜１０^５細胞／ｃｍ^２の範囲の密度で、好適には約３×１０^４〜５×１０^４細胞／ｃｍ^２の密度で播種することができる。以前報告されたように、培養容器をコーティングするのにポリオルニチンまたはポリリシンを用いることができる（Ｒａｆｆ ｅｔ ａｌ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，３：１２８９，１９８３；Ｒａｆｆ ｅｔ ａｌ，Ｎａｔｕｒｅ．，３０３：３９０，１９８３；Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｆｏｒ Ｎｅｕｒａｌ Ｃｅｌｌ Ｃｕｌｔｕｒｅ，３ｒｄ ｅｄｉｔｉｏｎ，Ｈｕｍａｎａ Ｐｒｅｓｓ，Ｉｎｃ．）。培養容器は１〜４０μｇ／ｍｌ、好適には２〜２０μｇ／ｍｌ、より好適には５〜１５μｇ／ｍｌのポリオルニチンでコーティングすることができる。細胞付着の強度は、培養容器の供給業者、表面修飾、フォーマットおよび特定のロットに応じて異なり得る。コーティング材料の最適濃度は、当技術分野において知られる方法を用い、培養容器の各供給源について決定することができる。いくつかの実施形態では、例えばＢＤ Ｆａｌｃｏｎ（スパークス、メリーランド州、米国）からの容器をコーティングするため、１０μｇ／ｍｌのポリオルニチンまたはポリリシンでの２時間のインキュベーションが行われる。いくつかの実施形態では、例えばＮａｌｇｅｎ Ｎｕｎｃ Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ（ロチェスター、ニューヨーク州、米国）の容器をコーティングするため、５μｇ／ｍｌのポリオルニチンまたはポリリシンでの３０分のインキュベーションを行うことができる。

哺乳類中枢神経系から入手される単離神経幹細胞および／または神経前駆細胞は、細胞の（例えば、ニューロン、アストロサイトまたはオリゴデンドロサイトへの）分化を促進することなく細胞増殖を可能にする既知組成の無血清培地において培養される。培地は、これらに限定されないが、Ｄｕｌｂｅｃｃｏ’ｓ Ｍｏｄｉｆｉｅｄ Ｅａｇｌｅ Ｍｅｄｉｕｍ：Ｎｕｔｒｉｅｎｔ Ｍｉｘｔｕｒｅ Ｆ−１２、１：１（ＤＭＥＭ／Ｆ１２）（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（登録商標））（例えば、Ｉｓｃｏｖｅ’ｓ Ｍｏｄｉｆｉｅｄ Ｄｕｌｂｅｃｃｏ’ｓ Ｍｅｄｉｕｍ、ＲＰＭＩ−１６４０およびＮｅｕｒｏｂａｓａｌ）のようなベース培地を含む。ベース培地に各種成分を添加し、細胞の健康および生存を支持することができる。こうした成分としては、これらに限定されないが、少なくとも０．２５％の非必須アミノ酸［ＮＥＡＡ（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（登録商標））−１％溶液は１００μＭのＬ−アラニン、Ｌ−アスパラギンＨ_２Ｏ、Ｌ−アスパラギン酸、Ｌ−グルタミン酸、グリシン、Ｌ−プロリン、およびＬ−セリンを含有する］、少なくとも１．０ｍＭのグルタミン、少なくとも０．５ｍＭのピルベート、少なくとも１％のＢ２７サプリメント（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（登録商標））、少なくとも０．１ｍＭのＮ−アセチル−システインおよび／または少なくとも１０μＭのβ−メルカプトエタノールを挙げることができる。いくつかの実施形態では、ベース培地はＢ２７サプリメントの代わりに（Ｙ．Ｃｈｅｎ ｅｔ ａｌ．，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．Ｍｅｔｈｏｄｓ．，１７１：２３９，２００８において開示されるような）ＮＳ２１を含むことができる。Ｂ２７サプリメントは、ウシ血清アルブミン、トランスフェリン、インスリン、プロゲステロン、コルチコステロン、トリヨード−Ｉ−チロニン、酢酸レチノール、ＤＬトコフェロール、ＤＬ酢酸トコフェロール、ビオチン、リノール酸、リノレン酸、エタノールアミン、亜セレン酸Ｎａ、Ｌ−カルニチン、還元型グルタチオン、カタラーゼ、スーパーオキシドジスムターゼ、Ｄ−ガラクトースおよびプトレシンを含有する。Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎはその材料は開示したが、それらの濃度は開示しなかった。しかしながら、それらのもとの製剤、Ｂ１８サプリメントの各材料の濃度は開示された。ＮＳ２１はこの情報に基づき開発され、各勾配の濃度が開示された。これはＢ２７サプリメントと同様に良好なニューロン培地において機能した。加えて、ＮＳ２１を用い、ヒト胚性幹細胞に由来する神経幹細胞およびオリゴデンドロサイト前駆細胞を培養することができた。従って、このサプリメントはＢ２７サプリメントを置き換える良好な候補であると考えられる。好適な実施形態では、培地は１〜４ｍＭ、より好適には２．５ｍＭのグルタミン；１０〜２５ｍＭ、より好適には１５ｍＭのＨＥＰＥＳ；０．５〜２．０ｍＭ、より好適には１ｍＭのピルベート；１〜４％、より好適には２％のＢ２７サプリメント；０．２５〜３％、より好適には１％のＮＥＡＡ；１〜２００μＭ、より好適には５０μＭの１−チオグリセロール；０．１〜３ｍＭ、より好適には１ｍＭのＮ−アセチル−システイン；および／または１０〜１００μＭ、より好適には５５μＭのβ−メルカプトエタノールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２を含む。

さらに、酸素は神経前駆細胞の分化を促進することができる。従って、細胞分化を低減するため、細胞は１〜２０％のＯ_２の増殖環境において培養することができる。好適な実施形態では、細胞は３７℃、１〜１０％、より好適には５％のＯ_２、５％のＣＯ_２の増殖環境を提供するインキュベータにおける培養フラスコにおいて培養される。ＨＦＳＣ細胞が構築された後、酸素濃度の効果が評価されたが、ＨＦＳＣ細胞を増殖する培養条件において５％Ｏ_２条件と比較して２０％Ｏ_２条件では分化細胞の増加はなかった。５％Ｏ_２条件におけるＨＦＳＣ細胞の増殖は２０％Ｏ_２条件より少し速かった。酸素は酸化ストレスの原因であり、齧歯動物細胞においてｐ５３の突然変異を誘導することが知られる。突然変異のリスクを低減するため、我々はＨＦＳＣ細胞を５％Ｏ_２条件において培養し続けた。

神経幹細胞および／または神経前駆細胞は、細胞を単離するため増殖を刺激する増殖因子をさらに含む培地において培養される。細胞を単離するため、培地は少なくとも５、１０、２０もしくは４０ｎｇ／ｍｌの血小板由来増殖因子−ＡＡ（ＰＤＧＦ−ＡＡ）、少なくとも２．５、５もしくは１０ｎｇ／ｍｌの塩基性ＦＧＦ（ｂＦＧＦ）、および／または少なくとも１０、２５もしくは５０μＭの１−チオグリセロールを含有することができる。いくつかの実施形態では、培地は少なくとも１、５または１０ｎｇ／ｍｌのインスリン様増殖因子−１（ＩＧＦ−１）をさらに含む。いくつかの実施形態では、ＰＤＧＦ−ＡＡはＰＤＧＦ−ＢＢ、ＰＤＧＦ−ＡＢ、ＰＤＧＦ−ＣＣ、またはＰＤＧＦ−ＤＤで置き換えることができる。いくつかの実施形態では、ｂＦＧＦは線維芽細胞増殖因子の他のメンバー（例えばＦＧＦ−４またはＦＧＦ−９）で置き換えることができる。いくつかの実施形態では、ＩＧＦ−１はＩＧＦ−２で置き換えることができる。好適な実施形態では、細胞を単離するため、培地は４０〜６０μＭの１−チオグリセロール、４０〜２００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、５〜１００ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および５〜１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１を含む。

単離神経幹細胞および／または神経前駆細胞は、細胞を単離した後増殖を刺激する増殖因子をさらに含む培地において培養される。細胞を増殖するため、培地は少なくとも１、２、もしくは５ｎｇ／ｍｌの血小板由来増殖因子−ＡＡ（ＰＤＧＦ−ＡＡ）、少なくとも０．５、１もしくは５ｎｇ／ｍｌの塩基性ＦＧＦ（ｂＦＧＦ）、および／または少なくとも１０、２５もしくは５０μＭの１−チオグリセロールを含有することができる。いくつかの実施形態では、培地は少なくとも１、２または５ｎｇ／ｍｌのインスリン様増殖因子−１（ＩＧＦ−１）をさらに含む。好適な実施形態では、ＨＦＳＣ細胞の分離後に細胞を増殖するため、培地は４０〜６０μＭの１−チオグリセロール、５〜１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１〜５０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および５〜１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１を含む。

本発明の培養条件下で増殖させた単離神経幹細胞および／または神経前駆細胞は、５０〜１２０時間の倍加時間を示す。好適な実施形態では、倍加時間は約６０〜１００時間である。細胞は少なくとも８、１１、１４または１７回の継代を通してこの増殖速度を継続することができる。細胞は１月当たり少なくとも１００、２５０、または好適には少なくとも５００倍増殖することができる。好適な実施形態では、本発明の方法を用いて培養された細胞は１８回より多い継代について増殖率＞１を示す。

［実施例１−ＨＦＳＣ細胞培養および増殖；ベース培地および増殖因子の同定］
いくつかの培地およびサプリメントは、ドナーのインフォームドコンセントとともにＡｄｖａｎｃｅｄ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ，Ｉｎｃ．（アラマダ、カリフォルニア州、米国）から入手された、１２週のヒト胎児脊髄に由来するＨＦＳＣ細胞を用いる予備実験において試験された。細胞はまず、２ｍＭのグルタミン（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、１ｍＭのピルベート（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））および２％のＢ２７サプリメント（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））が添加されたＤＭＥＭ：Ｆ−１２（１：１）（ＤＭＥＭ／Ｆ１２）（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標）、カールスバド、カリフォルニア州、米国）において培養された。各種増殖因子は、それらがＨＦＳＣ細胞の増殖を刺激するか試験された。もっとも効果的な増殖因子はＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦの組み合わせだった。細胞はＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦの存在下で増殖することができたが、液胞を示し、不健康に見えた。いくつかのサプリメントが試験され、２ｍＭのグルタミン、１ｍＭのピルベートおよび２％のＢ２７サプリメントに加えて１％のＮＥＡＡが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２は液胞を減少させ、細胞数をわずかに増加させることができたことが観察された（データ示さず）。１ｍＭのＮ−アセチル−システイン（Ｓｉｇｍａ−Ａｌｄｒｉｃｈ（商標）、セントルイス、ミズーリ州、米国）および５５μＭのβ−メルカプトエタノール（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））を含む他のサプリメントは細胞の状態を向上させると考えられたが、向上はＮＥＡＡほど顕著ではなかった（データ示さず）。よって、２ｍＭのグルタミン、１ｍＭのピルベート、２％のＢ２７サプリメント、１％のＮＥＡＡ、１ｍＭのＮ−アセチル−システインおよび５５μＭのβ−メルカプトエタノールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２は最適なベース培地と同定され、その後ＨＦＳＣ細胞を培養するのに用いられた。

１５週のヒト胎児脊髄は脊柱から切り離され、髄膜および末梢神経が除去された。組織は次にアキュターゼで分離され、洗浄され、ヒト胎児脊髄から入手された細胞は以下の増殖培地：２．５ｍＭのグルタミンおよび１５ｍＭのＨＥＰＥＳ、２％のＢ２７サプリメント（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、１％のＮＥＡＡ、１．５ｍＭのピルベート（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、５５μＭのβ−メルカプトエタノール（Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ（商標））、１ｍＭのＮ−アセチル−Ｌ−システイン（Ｓｉｇｍａ−Ａｌｄｒｉｃｈ（商標））、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ（Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ，Ｉｎｃ．、ミネアポリス、ミネソタ州、米国）および１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ（Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ）を含有するＤＭＥＭ／Ｆ１２を含有する培養容器に入れられた。細胞は次に３７℃、５％のＯ_２、および５％のＣＯ_２が維持されたインキュベータに入れられた。ｂＦＧＦ（１０ｎｇ／ｍｌ）は培地に毎日添加された。培地は継代中２〜３日毎に変えられた。予備実験に基づき、増殖細胞はＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦの存在下ではそう多くなく、多くの細胞は数週以内に増殖を停止した、または死滅した。ＰＤＧＦ−Ｒα発現細胞は通常は細胞の５％未満なので、この結果は合理的であると考えられた。ＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦに反応しない細胞を除去するため、細胞は超低接着培養プレート（Ｃｏｒｎｉｎｇ Ｉｎｃ．、コーニング、ニューヨーク州、米国）において培養された。ＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦに反応する細胞はスフィアを形成したが（図３、スライドＡ参照）、それらに反応しない細胞はスフィアを形成しなかった。スフィアは、培地交換および継代のため、より低い速度の遠心分離（単一細胞を回収するには１，０００ｒｐｍに対しスフィアを回収するには３００ｒｐｍ）で回収された。９日後、細胞はポリオルニチンでコーティングされた培養容器上に収穫および継代された。この期間後、細胞は７〜１４日毎に継代された。細胞はこれらの早い段階で不均質形態を示し（図３、スライドＢおよびＣ参照）、細胞の多くは１月以内に増殖を停止した。増殖速度は時間とともにより遅くなり、細胞は最終的に増殖しなかった。加えて、細胞は不健康に見え始め、それらの細胞質において液胞を形成した。

［実施例２−ＨＳＣＦ細胞増殖のための最適な増殖条件の同定］
実施例１に記載されたように、培地にＰＤＧＦ−ＡＡおよびｂＦＧＦを含むことは、最初はＨＦＳＣ細胞の適切な増殖を支持したが、増殖速度は２回の継代後に遅くなった。ＮＴ−３（Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ）およびＩＧＦ−１（Ｓｉｇｍａ−Ａｌｄｒｉｃｈ（商標））はＨＦＳＣ細胞の増殖を向上することができたかを測定するため試験された。２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの存在は、細胞の増殖率を刺激するには不十分だった（増殖率は＜１だった）（図４参照）。その後の５ｎｇ／ｍｌのＮＴ−３および／または１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の添加は、増殖率の向上をもたらした（増殖率は＞１となった）。ＮＴ−３およびＩＧＦ−１の組み合わせは継代３でもっとも効果的だった。各条件から入手された細胞はそれらの効果を確認するためさらに継代された。細胞は、スフィアを形成し始めたので、早く回収された。継代４で、ＮＴ−３およびＩＧＦ−１の組み合わせによる増殖率の回復は低下し、ＩＧＦ−１の単一添加が継代４でもっとも効果的となった。ＮＴ−３およびＩＧＦ−１の組み合わせは細胞の分化を引き起こし、またはより多くのスフィアを形成し得、培地交換中に失われた。よって、ＩＧＦ−１の添加はもっとも効果的な生存因子と同定され、その後ＨＦＳＣ細胞を培養するのに用いられた。しかしながら、ＨＦＳＣ細胞の増殖速度は継代４の終わりで再度遅くなり始め、細胞数は播種細胞数と比較して低下した。従って、別のサプリメント、１−チオグリセロールが継代５でＨＦＳＣ細胞の増殖を向上させることができたか試験された。

図５は、１−チオグリセロールのＨＦＳＣ細胞の増殖に対する効果を示す。最初の増殖因子の組み合わせ（２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ）は細胞を全く増殖できなかった（データは、計測可能な範囲より下だったので、この図では示されなかった）。継代３から用いられた増殖因子の組み合わせ（２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１）は、この組み合わせ（２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ）より効果的だったが、継代４後はＨＦＳＣ細胞増殖を十分に刺激することはできなかった（図４）。脂肪酸および関連長鎖炭化水素の生合成および分解に関連した多くの共因子はチオールを特徴とする。１−チオグリセロールは、チオール系抗酸化剤の１つであり、培養においていくつかの細胞（すなわちマウス胚性皮質および海馬ニューロン、マウス骨髄肥満細胞、およびヒトＢ細胞株）の増殖を刺激すると報告されたので、次にＨＦＳＣ細胞上で試験された。加えて、より高投与量のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）も、増殖因子に対する反応性の低下を補足し得たか試験された。

２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の存在下での５０μＭの１−チオグリセロールの添加は、増殖をわずかに刺激したが、細胞数は依然として減少した（増殖率＜１）。この結果は、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の存在下でＰＤＧＦ−ＡＡ濃度を１００ｎｇ／ｍｌまで増加させた場合、１−チオグリセロールの非存在下で得られたものと同様だった。しかしながら、培地に（１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１とともに）５０μＭの１−チオグリセロールおよび増加させたＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）の両方が含まれた場合、２つの成分は相乗的に機能し、細胞数を顕著に増加させたと考えられた（増殖率＞１）。ＩＧＦ−１がこのサプリメント混合物から除去された（すなわち総添加が１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ＋１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋５０μＭの１−チオグリセロールだった）場合、増殖率は＜１まで低下し、ＩＧＦ−１もＨＦＳＣ細胞増殖および／または生存を促進したことを示した。しかしながら、ＨＦＳＣ細胞がこの条件でより長く培養された場合、ＨＦＳＣ細胞はこの条件でも増殖させることができた。このデータは、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１に加えて、５０μＭの１−チオグリセロールの添加およびＰＤＧＦ−ＡＡ濃度の１００ｎｇ／ｍｌまでの増加が細胞を増殖するのに重要だったことを示した。さらに、ＩＧＦ−１の添加は必須でない場合もあり得るが、５０μＭの１−チオグリセロールおよび１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡの存在下でも細胞の増殖率を増加させるのに依然として効果的だった。１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ＋１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１に加えて５０μＭの１−チオグリセロールおよび１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡの組み合わせはその後ＨＦＳＣ細胞を培養するのに用いられた。

ＨＦＳＣ細胞は継代６後、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下でさらに増殖された。細胞は継代後これらの条件下でより急速に増殖し始め、１週以内に３〜４倍に増殖した。倍加時間はこの条件において約６０〜１００時間だった。ＨＦＳＣ細胞はこの増殖状態を継代８（図３、スライドＤ参照）、継代１１（図３、スライドＥ参照）および継代１９（図３、スライドＦ参照）後も維持することができた。よって、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールを含む定義された培地は、神経幹細胞および／または神経前駆細胞の長期増殖の最適な培養条件と同定された。

［実施例３−ＨＦＳＣ細胞の自発的分化技術］
各種培養条件を試験しながら、ＨＦＳＣ細胞が培地からｂＦＧＦを除去して培養された場合、細胞の多くは（オリゴデンドロサイトを示す）二極または多極細胞に分化し、すぐに死滅した。これらの細胞死を回避するため、自発的分化技術が開発された。

ＨＦＳＣ細胞を増殖するため培地は通常２日毎に変えられ、ＨＦＳＣ細胞を増殖状態に保つことは非常に重要であると考えられた。細胞分化を向上させるため、この実験について培地は３日または４日毎に変えられた。塩基性ＦＧＦおよび高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡはＨＦＳＣ細胞の分化をブロックすると考えられたが、それらはＨＦＳＣ細胞が生存するためにも重要だった。従って、ＰＤＧＦ−ＡＡ濃度は、５０μＭの１−チオグリセロールを有し、または１−チオグリセロールを有さず、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦの存在下で、１００から２０ｎｇ／ｍｌまで低下させた。ＨＦＳＣ細胞は、ｂＦＧＦが除去された場合、十分に生存することはできなかった。通常、ＨＦＳＣ細胞を培養状態に保つため、ｂＦＧＦは毎日補充された。ｂＦＧＦの補充が停止された場合、多くのＨＦＳＣ細胞はそれらのクラスターから分離し、（プロ−オリゴデンドロブラストおよび／または未熟オリゴデンドロサイトを示す）複雑なクモの巣様プロセスを形成し、図７、スライドＡおよびＢにおいて示されるように十分に生存した。

クモの巣様形態を有するこれらのプロセスベアリング細胞は、図７、スライドＣ〜Ｆに示されるようにＯ４抗原および／またはＧａｌＣ抗原について陽性であり、従って、それらはプロ−オリゴデンドロブラスト（Ｏ４陽性およびＧａｌＣ陰性）または未熟オリゴデンドロサイト（Ｏ４陽性およびＧａｌＣ陽性）であると考えられた。１−チオグリセロールの存在下でも、ＨＦＳＣ細胞は分化することができたが、プロセスの複雑さは、図７、スライドＡおよびＢに示されるように培地に１−チオグリセロールが存在した場合、より単純に見えた。加えて、他の細胞型（例えば、アストロサイトおよびニューロン）はほとんど観察されず、ＨＦＳＣ細胞はオリゴデンドロサイト系列細胞のみに分化しやすいと考えられた。この技術は健康状態の分化オリゴデンドロサイト系列細胞を観察することを可能にした。

これらのデータは、分化細胞のほとんどがオリゴデンドロサイトの特徴を示し、オリゴデンドロサイトまたはプロ−オリゴデンドロサイトに似ているため、本発明の培養条件がオリゴデンドロサイトに分化しやすい単離神経幹細胞および／または神経前駆細胞を増殖するのにとくに有用であることをさらに示す。

［実施例４−従来の神経幹細胞からのＨＦＳＣ細胞の誘導］
図１に示されるように、従来の神経幹細胞はＨＦＳＣ細胞の前駆細胞であると考えられる。この関係を確認するため、ＨＦＳＣ細胞は以前報告された従来の神経幹細胞から誘導することができたか試験された。ヒト胎児脊髄（胎齢１１週）の第２組織サンプルからの細胞はまず、従来の神経幹細胞を増殖するため、２．５ｍＭのグルタミン、１５ｍＭのＨＥＰＥＳ、２％のＢ２７サプリメント、１％のＮＥＡＡ、１．５ｍＭのピルベート、５５μＭのβ−メルカプトエタノール、および１ｍＭのＮ−アセチル−システインを含有するＤＭＥＭ／Ｆ１２において、１０ｎｇ／ｍｌのＥＧＦおよび１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの存在下で１５日間培養された。多くの異なる細胞型が最初は存在したが、いくつかの増殖可能な細胞集団は一次培養の終わりで入手された。これらの結果は継代０の１５日目の図８、スライドＡにおいて示される。第１継代後、細胞はクローン＃２ｂと同じ条件（すなわち１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび５０μＭの１−チオグリセロールを有するＨＦＳＣＭ１培地）において１５回の継代によって培養された。

一次培養の終わりに入手された増殖可能な細胞集団からの細胞の形態は、継代５あたりで均質となり、細胞はクローン＃２ｂで形成されたものと同様のクラスターおよびスフィアを形成する傾向があった（図８、スライドＢ〜Ｆ参照）。加えて、このクローンはオリゴデンドロサイト系列細胞に自発的に分化することができ（データ示さず）、クローン＃２ｂと同じ免疫表現型（データ示さず）および実施例７において記載されるような流動細胞計測による同じマーカー発現パターンを示した。このクローンからの細胞は今後の試験のために凍結された（例えば図１２）。このデータは、ＨＦＳＣ細胞を従来の神経幹細胞から誘導することができ、従来の神経幹細胞がＨＦＳＣ細胞の前駆細胞であると考えられることを示す。

ＰＤＧＦ−ＡＡはＰＤＧＦ受容体αによって機能すると考えられた。この受容体はすべてのＰＤＧＦファミリーメンバー（ＰＤＧＦ−ＡＡ、ＰＤＧＦ−ＢＢ、ＰＤＧＦ−ＡＢ、ＰＤＧＦ−ＣＣおよびＰＤＧＦ−ＤＤ）により刺激されることが知られる。ＰＤＧＦ−ＢＢはＰＤＧＦ−ＢＢがＨＦＳＣ細胞クローン＃２ｂおおびクローン＃３を用いてＰＤＧＦ−ＡＡに取って代わることができたか試験するのに用いられた。ＰＤＧＦ−ＢＢはＰＤＧＦ−ＡＡ以外同じ条件で両方のクローンを増殖することができ、ＰＤＧＦ−ＡＡを他のＰＤＧＦファミリーメンバーでうまく置き換えることができたことが証明された。

［実施例５−最適な細胞培養成分の確認］
発明者らはＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）が構築された後各種培養条件を試験したが、本発明者らは各増殖因子の用量反応が変化したことに気づいた。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）を単離するため、５０μＭの１−チオグリセロールに加えてより高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）が必要だった。このクローンが絶えず増殖するようになった後、このクローンを増殖するのにより高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｎｇ／ｍｌ）はこれ以上必要なかった。増殖率は約１０〜２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡで飽和され、より高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡ（１００ｍｇ／ｍｌ）はそれらの増殖に対してさらなる効果を有さなかった。これは長期培養または１−チオグリセロールの継続使用のためであり得る。ＨＦＳＣ細胞のクローン＃２ｂおよびクローン＃３を構築するため、何回かの継代後１−チオグリセロールが用いられた。より高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡの効果を試験するため、新たなクローンは初期培養から１−チオグリセロールの存在下で構築された。加えて、ｂＦＧＦおよびＩＧＦ−１に対する反応はそれぞれ２０ｎｇ／ｍｌおよび４０ｎｇ／ｍｌで飽和されると考えられた。より高濃度のＩＧＦ−１（５０〜５００ｎｇ／ｍｌ）が用いられた場合、より多くの分化細胞を見ることができた（約１％）。従って、ＨＦＳＣ細胞を増殖するには２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１が好ましいと考えられた。２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の使用は、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の使用と比較して増殖率を５〜１０％向上させた。従って、この実験には２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１が用いられた。

第３サンプル（胎齢１２週）からのＨＦＳＣ細胞は、より高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡが同定された最適な培地成分に必要か、およびそれらが別のバッチの細胞において同様の増殖特性をもたらすかを見るために培養された。細胞は２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１に加えて２０ｎｇ／ｍｌ（クローン＃４Ａ）または１００ｎｇ／ｍｌ（クローン＃４Ｂ）のＰＤＧＦ−ＡＡを有する、クローン＃２ｂおよび＃３と同じ培地（すなわちＨＦＳＣＭ１培地および５０μＭの１−チオグリセロール）において培養された。第１継代の終わりに、クローン＃４Ａの細胞数はクローン＃４Ｂの３分の１未満だった（図１１、スライドＡおよびスライドＢ参照）。しかしながら、クローン＃４Ａは継代１後、クローン＃４Ｂより低いＰＤＧＦ−ＡＡ濃度でも、クローン＃４Ｂと同様の速度で増殖し始めた。細胞の形態は継代３で均質となり、細胞はクローン＃２ｂまたは＃３で形成されたものと同様のクラスターおよびスフィアを形成する傾向があった（図１０、スライドＣ〜Ｆ参照）。加えて、これらの細胞はクローン＃２ｂおよび＃３のようにオリゴデンドロサイト系列細胞に自発的に分化することができた。この結果は、より高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡはＨＦＳＣ細胞を単離するためには必須ではないが好ましく、ＨＦＳＣ細胞が構築された後はより高濃度のＰＤＧＦ−ＡＡは必要ではなかったことを示した。さらに、この培養方法は細胞の別のバッチにおいて同様の増殖特性をもたらすことができ、このプロセスが繰り返し可能であり得たことが確認された。このクローンからの細胞は今後の試験のために凍結された。

［実施例６−増殖ＨＦＳＣ細胞の凍結−解凍サイクル後に回復および増殖する能力］
クローン＃２ｂの細胞は継代１０、１１および１２で８％のＤＭＳＯの存在下で凍結保存された。継代１１で凍結されたＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）はＡＴＣＣ（受入番号ＰＴＡ−１２２９１）に寄託された。クローン＃３の細胞も継代９および１０で８％のＤＭＳＯの存在下で凍結保存された。クローン＃４Ａおよび＃４Ｂの細胞はクローン＃２ｂまたは＃３より速く増殖し、従ってそれらは同じ条件において継代４および５（クローン＃４Ａ）または継代３、４および５（クローン＃４Ｂ）で８％のＤＭＳＯの存在下で凍結保存された。ＨＦＳＣ細胞を凍結するため、ＨＦＳＣ細胞を培養するのと同じ培地（ＨＦＳＣＭ１培地および５０μＭの１−チオグリセロール）が用いられた。細胞はその後解凍され、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡまたは２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡを有する上記無血清ＨＦＳＣＭ１培地および５０μＭの１−チオグリセロールにおいて培養された。これらの細胞は凍結前と同様の速度で増殖したことが観察された（図６、図９および図１１参照）。凍結細胞は図１２〜１５に示されるその後の実験に用いられた。

［実施例７−増殖および未分化ＨＦＳＣ細胞の特徴づけ］
実施例２のＨＦＳＣ細胞が１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で培養された場合、それらは図３、スライドＤ〜Ｆに示されるようにクラスターおよび／またはスフィアに増殖した。クラスターから分離された拡散細胞は、図３、スライドＤおよびＥに示されるようにオリゴデンドロサイトに分化する傾向があった。細胞が単一細胞状態で継代された場合でも、それらは最終的には再度集まり、クラスターを形成し始めた。この増殖状態でのそれらの形状はオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞に似ていたが（Ｂｅｎ−Ｈｕｒ ｅｔ ａｌ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，１８：５７７７，１９９８；Ｇａｇｏ ｅｔ ａｌ，Ｍｏｌ．Ｃｅｌｌ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，２２：１６２，２００３参照）、いずれのクラスターも形成することなく二極形態で増殖するＯ−２Ａ前駆細胞とは違った。ラットオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞はずっと以前に報告されたものの、ヒト対応物は報告されていない。しかしながら、それらはいずれの場合も（以下に示されるような）オリゴデンドロサイトに分化するそれらの能力を保持したので、増殖細胞培養におけるオリゴデンドロサイト前駆細胞の正確な段階を同定することは不要だった。

未分化ＨＦＳＣ細胞の免疫表現型を特徴づけるため、継代１１〜１５の細胞はアキュターゼ（Ｉｎｎｏｖａｔｉｖｅ Ｃｅｌｌ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ、サンディエゴ、カリフォルニア州、米国）で単一細胞状態に分離され、ポリオルニチンでコーティングされた２４ウェル培養プレートにおいて増殖され、３〜７日間１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、１０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１および５０μＭの１−チオグリセロールの存在下で培養された。細胞は次に４％のパラホルムアルデヒドで固定された後、ＰＢＳで洗浄された。ＣＤ１３３、ＰＤＧＦ−Ｒα、ＮＧ２、Ａ２Ｂ５、Ｏ４、Ｏ１、ＧａｌＣおよびＰＳＡ−ＮＣＡＭのような表面抗原を染色するため、細胞は３％の正常ヤギ血清（ＮＧＳ）を含有するＰＢＳでブロックされ、抗体で染色された。Ｓｏｘ２、ネスチン、Ｏｌｉｇ２、ミエリン、塩基性タンパク質（ＭＢＰ）、ビメンチン、ＧＦＡＰ、βＩＩＩチューブリン、ニューロフィラメント−ＬおよびＭＡＰ２のような細胞内抗原を染色するため、細胞はブロックする前に氷冷ＰＢＳ中の０．１％のトリトンＸ−１００で１０分間透過処理された。ＣＤ１３３／１マウスＩｇＧ１単クローン性抗体（クローンＡＣ１３３、Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ）、抗ＰＤＧＦ−Ｒαウサギ多クローン性抗体（Ｕｐｓｔａｔｅ）、抗ＮＧ２ウサギ多クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗ＰＳＡ−ＮＣＡＭマウスＩｇＭ単クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、Ａ２Ｂ５マウスＩｇＭ単クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、Ｏ４マウスＩｇＭ単クローン性抗体（Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ）、Ｏ１マウスＩｇＭ単クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗Ｓｏｘ２ウサギ多クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗ネスチンマウスＩｇＧ１単クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗Ｏｌｉｇ２マウス単クローン性ＩｇＧ２ａ抗体、抗ＧａｌＣ単クローン性ＩｇＧ３抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗ＭＢＰラット単クローン性ＩｇＧ２ａ抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗ビメンチンマウスＩｇＧ１単クローン性抗体（Ｓａｎｔａ Ｃｒｕｚ）、抗ＧＦＡＰウサギ多クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗βＩＩＩチューブリン単クローン性マウスＩｇＧ１抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）、抗ニューロフィラメント−Ｌマウス単クローン性ＩｇＧ１抗体（Ｃｅｌｌ Ｓｉｇｎａｌｉｎｇ）、抗ＭＡＰ２ウサギ多クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）および抗ＭＡＰ２マウスＩｇＧ１単クローン性抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）は、３％のＮＧＳを含有するＰＢＳにおいて１：３００（ＣＤ１３３／１）、１：３００（ＰＤＧＦ−Ｒα）、１：６００（ＮＧ２）、１：１０００（ＰＳＡ−ＮＣＡＭ）、１：１０００（Ａ２Ｂ５）、１：１０００（Ｏ４）、１：１０００（Ｏ１）、１：１０００（Ｓｏｘ２）、１：２００（ネスチン）、１：２００（Ｏｌｉｇ２）、１：１００（ＧａｌＣ）、１：５０（ＭＢＰ）、１：５００（ビメンチン）、１：１０００（ＧＦＡＰ）、１：１００（βＩＩＩチューブリン）、１：２００（ニューロフィラメント−Ｌ）、１：１０００（ＭＡＰ２、多クローン性）または１：２００（ＭＡＰ２、単クローン性）で用いられた。４℃での一晩のインキュベーション後、ウェルは３％のＮＧＳを含有するＰＢＳを３回交換して洗浄された。いくつかの場合、いくつかの細胞表面抗原（ＮＧ２、Ａ２Ｂ５、Ｏ４、Ｏ１およびＧＤ３）の生細胞染色は、非特異的な信号を低減するために用いられた。こうした場合、細胞はブロックすることなく固定前に各一次抗体で染色された。抗ＮＧ２ウサギ多クローン性抗体、Ａ２Ｂ５マウスＩｇＭ単クローン性抗体、Ｏ４マウスＩｇＭ単クローン性抗体、Ｏ１マウスＩｇＭ単クローン性抗体、および抗ジシアロガングリオシドＧＤ３マウス単クローン性ＩｇＧ３抗体（Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ）は、０．５％のＢＳＡを含有するＰＢＳにおいて１：１５０（ＮＧ２）、１：１００（Ａ２Ｂ５）、１：２００（Ｏ４）、１：１００（Ｏ１）および１：２００（ＧＤ３）で用いられた。室温での３０分のインキュベーション後、ウェルは０．５％のＢＳＡを含有するＰＢＳを３回交換して洗浄された。二次抗体、ＤｙＬｉｇｈｔ４８８標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅ ヤギ抗ウサギＩｇＧ（Ｆｃｙ Ｆｒａｇｍｅｎｔ特異的）、ＤｙＬｉｇｈｔ４８８標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅヤギ抗マウスＩｇＧ（Ｆｃｙ Ｆｒａｇｍｅｎｔ特異的）、ＤｙＬｉｇｈｔ４８８標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅヤギ抗ウサギＩｇＧ（Ｈ＋Ｌ）、ＤｙＬｉｇｈｔ４８８標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅヤギ抗ラットＩｇＧ（Ｈ＋Ｌ）、ＤｙＬｉｇｈｔ５９４標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅヤギ抗マウスＩｇＧ（Ｈ＋Ｌ）、および／またはＤｙＬｉｇｈｔ５９４標識ＡｆｆｉｎｉＰｕｒｅヤギ抗マウスＩｇＭ（μ鎖特異的）（すべての二次抗体はＪａｃｋｓｏｎ ＩｍｍｕｎｏＲｅｓｅａｒｃｈ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｉｅｓ，Ｉｎｃ．から購入された）は、室温で１時間、１：５００の希釈で用いられた。細胞は次にＰＢＳを２回交換して洗浄された。ＤＡＰＩは細胞核を対比染色するために用いられた。細胞は次にエピ蛍光用に備えられたＯｌｙｍｐｕｓ ＩＸ８１を用いて観察された。

ＨＦＳＣ細胞のほとんどは、神経幹細胞を示す、ＣＤ１３３陽性（図１２、スライドＡおよびＢ参照）、Ｓｏｘ２陽性（図１２、スライドＣおよびＤ参照）およびネスチン陽性（図１２、スライドＥおよびＦ参照）だった。ＨＦＳＣ細胞のほとんどは、（運動ニューロンおよびオリゴデンドロサイトの前駆細胞を示すことが多い）Ｏｌｉｇ２陽性（図１２、スライドＧおよびＨ参照）、（オリゴデンドロサイト系列細胞を示すことが多い）ＰＤＧＦ−Ｒα陽性（図１２、スライドＩおよびＪ参照）、（オリゴデンドロサイト前駆細胞を示す）Ａ２Ｂ５陽性（Ａ２Ｂ５は通常神経幹細胞には存在せず、グリア前駆細胞、オリゴデンドロサイト前駆細胞および２型アストロサイト上に見られる）（図１２、スライドＭおよびＮ参照）だった。ＨＦＳＣ細胞のほとんどはＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性（図１２、スライドＯおよびＰ参照）だったが、それらの発現レベルはさまざまだった（ＰＳＡ−ＮＣＡＭは通常神経幹細胞には存在せず、神経前駆細胞およびオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞上に見られる）。ＧＦＡＰ陽性細胞は見ることはできなかったが、それらのほとんどはビメンチン陽性だった（図１２、スライドＱ〜Ｓ参照）。ＨＦＳＣ細胞の少なくとも９０％はＧＦＡＰ以外の上記マーカーについて陽性であると考えられたが、ＨＦＳＣ細胞はクラスターを形成し、固定および染色中に培養容器から非常に容易に分離される傾向があったため、正確な計測は非常に困難だった。それらの純度を定量化するため、流動細胞計測分析が行われ、図１３に示された。

加えて、未分化ＨＦＳＣ細胞は、免疫細胞化学によるプロ−オリゴデンドロブラスト（Ｏ４陽性、ＧａｌＣ陰性）および未熟オリゴデンドロサイト（Ｏ４陽性、ＧａｌＣ陽性）のマーカーであるＯ４抗体で弱く染色されたが、弱い染色および非特異的な染色で区別することが困難だった。多極形態を有する強いＯ４陽性細胞を示すいくつかのプロ−オリゴデンドロブラストはこの培養において見ることができたが、それらの出現の頻度は総細胞の１％未満だった。

加えて、未分化ＨＦＳＣ細胞は抗ＭＡＰ２抗体で弱く染色されたが、それらの形態はニューロンとは違った。抗体が血清の存在下で分化した細胞で用いられた場合、ニューロンは強い信号およびニューロン形態で同定された（図１４、スライドＨ参照）。ニューロン形態を有するＭＡＰ２のこうした強い信号は未分化ＨＦＳＣ細胞では同定されなかった。この弱い信号は細胞が分化した場合に消え、この染色は特異的であると考えられ、未分化ＨＦＳＣ細胞は非特異的染色でない場合があり得た。

全体的に、ＨＦＳＣ細胞は神経幹細胞の特異的マーカー（ＣＤ１３３、Ｓｏｘ２、およびネスチン）およびオリゴデンドロサイト系列細胞の特異的マーカー（Ｏｌｉｇ２、ＮＧ２、Ａ２Ｂ５、およびＯ４）を発現した。これらのデータは、ＨＦＳＣ細胞が神経幹細胞とオリゴデンドロサイト前駆細胞との間の中間体細胞であり得たことを示した。さらに、ＨＦＳＣ細胞は上記抗原に加えて、ラットオリゴデンドロサイトプレ前駆細胞のヒト対応物であることを示すＰＳＡ−ＮＣＡＭを発現した。

ＰＳＡ−ＮＣＡＭのポリシアル酸（ＰＳＡ）は、細胞間の距離を調節するのに役立つ、大きな含水量を有する、長い、負に帯電した、細胞表面グリカンである。ＰＳＡは、サーカディアンおよびホルモンパターンの変化、痛みおよびストレスへの順応、ならびに学習および記憶の態様を含む、成体ＣＮＳにおける多数の可塑性関連反応に関与する（ＲｕｔｉｓｈａｕｓｅｒＮａｔ．Ｒｅｖ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．，９：２６，２００８）。新生児神経系におけるＰＳＡの役割の１つは、オリゴデンドロサイト前駆細胞の遊走にある。ＰＳＡが遊走するＯ２Ａ前駆細胞から除去される場合、Ｏ２Ａ前駆細胞の遊走は創傷モデルにおいてブロックされた（Ｂａｒｒａｌ−Ｍｏｒａｎ ｅｔ ａｌ，Ｊ．Ｎｅｕｒｏｓｃｉ．Ｒｅｓ．，７２：６７９，２００３）。別の役割は細胞の分化のタイミングの制御である。ＰＳＡは発達中の軸索およびオリゴデンドロサイト前駆細胞両方の上に発現し、これらの細胞のその下方調節はミエリン形成の開始と相関する。ＰＳＡは成体ＣＮＳの可塑性関連反応にも関する。発達および成体可塑性を調節するＰＳＡの能力のため、ＰＳＡ発現細胞は組織が傷害または疾病により損傷した状況において治療効果を有することができた。ＰＳＡ発現領域における軸索再増殖（擦傷またはグラフト型シュワン細胞における人工ＰＳＡ発現）は外傷モデルにおける擦傷を通して観察された。ＨＦＳＣ細胞は内因性ＰＳＡ発現細胞であり、脳傷害または脊髄傷害のような外傷の治療に同じ効果を有するだろう。

ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）をさらに特徴づけるため、継代１１で凍結された細胞は解凍され、上記増殖条件において培養され、７〜９日毎に継代された。継代１３で９日間培養された細胞に次に以下の抗体：ＰＥ標識抗ＣＤ１３３／１マウスＩｇＧ１単クローン性抗体（クローンＡＣ１３３、Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ）；ＰＥ標識ＣＤ１４０ａマウスＩｇＧ２ａ単クローン性抗体（クローンαＲ１、ＢＤ Ｐｈａｒｍｉｎｇｅｎ）；ＰＥ標識ＣＤ９マウスＩｇＧ１単クローン性抗体（クローンＭ−Ｌ１３、ＢＤ Ｐｈａｒｍｉｎｇｅｎ）；ＰＥ標識ＣＤ４４マウスＩｇＧ２ｂ単クローン性抗体（クローンＧ４４−２６、ＢＤ Ｐｈａｒｍｉｎｇｅｎ）；ＰＥ標識抗ＰＳＡ−ＮＣＡＭマウスＩｇＭ単クローン性抗体（２−２Ｂ、Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ）；ＰＥ標識Ａ２Ｂ５マウスＩｇＭ単クローン性抗体（クローン１０５ＨＢ２９、Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ）；ＰＥ標識Ｏ４マウスＩｇＭ単クローン性抗体（クローンＯ４、Ｍｉｌｔｅｎｙｉ Ｂｉｏｔｅｃ）；およびＰＥ標識抗ＮＧ２マウスＩｇＧ１単クローン性抗体（Ｒ＆Ｄ Ｓｙｓｔｅｍｓ）を用いる流動細胞計測が行われた。簡潔に、アキュターゼでの分離後、細胞は洗浄され、２ｍＭのＥＤＴＡおよび０．５％のＢＳＡを有し、氷上に保持された氷冷ＰＢＳに再懸濁させた。細胞数が計測され、細胞数が２ｍＭのＥＤＴＡおよび０．５％のＢＳＡを有する氷冷ＰＢＳを用いて細胞数を１×１０^７細胞／ｍｌに調節された後、２５μｌの細胞懸濁液（２５０，０００細胞）は各１．５ｍｌチューブに移された。一次抗体は次に製造業者の推奨に従って各チューブ添加された。各抗体のＰＥ標識イソ型対照は適当なゲートを設定するために用いられた。氷上での２０分のインキュベーション後、細胞は２ｍＭのＥＤＴＡおよび０．５％のＢＳＡを有する氷冷ＰＢＳで洗浄され、固定バッファ（ＢＤ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ）に再懸濁させた。氷上での２０分の固定後、細胞は洗浄され、２ｍＭのＥＤＴＡおよび０．５％のＢＳＡを有する氷冷ＰＢＳに再懸濁させた。細胞の蛍光はＦＡＣＳ Ｃａｎｔｏ ＩＩ（ＢＤ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅ）を用いて測定され、各データはＧａｔｅｌｏｇｉｃソフトウェア（Ｉｎｉｖａｉ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ Ｐｔｙ Ｌｔｄ．）を用いて分析された。

図１３において示されるように、ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）のすべてまたはほとんどはＣＤ１３３陽性（細胞の１００％）、ＣＤ９陽性（細胞の１００％）、ＣＤ１４０ａ陽性（細胞の９８．８％）、ＮＧ２陽性（細胞の８９．８％）、Ａ２Ｂ５陽性（細胞の９９．９％）、Ｏ４陽性（細胞の９４．６％）、ＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性（細胞の６８．９％）、およびＣＤ４４陰性（細胞の０．４％は陽性だった）だった。免疫細胞化学により、Ｏ４信号は非特異的染色とほとんど区別することができず、プロ−オリゴデンドロブラストまたはオリゴデンドロサイトのＯ４信号よりかなり弱かった。流動細胞測定の結果から、ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）のＯ４信号はイソ型対照から分離することができ、ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）はＯ４抗原について弱い陽性と思われた。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）は流動細胞計測によりほぼ同じ表現型を示した。それらはＣＤ１３３陽性（細胞の９８．４％）、ＣＤ９陽性（細胞の９９．４％）、ＣＤ１４０α陽性（細胞の９１．５％）、ＮＧ２陽性（細胞の６３．４％）、Ａ２Ｂ５陽性（細胞の９９．８％）、Ｏ４陽性（細胞の７１．６％）、ＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性（細胞の７４．７％）、およびＣＤ４４陰性（細胞の０．３％は陽性だった）だった。

［実施例８−血清含有培地における増殖ＨＦＳＣ細胞の分化能］
増殖細胞の分化能を試験するため、ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）は分離／単一細胞期に継代され、分化を刺激する血清含有培地［オリゴデンドロサイト前駆細胞分化培地（ＯＰＣＤＭ）］（ＳｃｉｅｎＣｅｌｌ（商標）Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｉｅｓ）において培養された。細胞は次にニューロン（抗βＩＩＩチューブリン抗体、抗ニューロフィラメント−Ｌ抗体および抗ＭＡＰ２抗体）、オリゴデンドロサイト前駆細胞およびオリゴデンドロサイト［Ｏ４抗体、Ｏ１抗体、抗ＧａｌＣ抗体および抗ミエリン塩基性タンパク質（ＭＢＰ）抗体］、ならびにアストロサイト（抗ＧＦＡＰ抗体）を識別する抗体、その後蛍光染色標識二次抗体（ＤｙＬｉｇｈｔ４８８またはＤｙＬｉｇｈｔ５９４、Ｊａｃｋｓｏｎ ＩｍｍｕｎｏＲｅｓｅａｒｃｈ）で染色された。ＤＡＰＩは細胞核を対比染色するために用いられた。

すべての３つの主な中枢神経系（ＣＮＳ）表現型は、ＨＦＳＣ細胞の分化を刺激する処理後に観察された。ＨＦＳＣ細胞は血清含有培地において培養された場合、（ニューロンを示す）βＩＩＩチューブリン陽性細胞、ニューロフィラメント−Ｌ陽性細胞、およびＭＡＰ−２陽性細胞が検出された。多くのβＩＩＩチューブリン陽性細胞（図１４、スライドＢ）が存在したが、少数の細胞はニューロフィラメント−Ｌ（図１４、スライドＥ）またはＭＡＰ２（図１４、スライドＨ）について陽性だった。この結果は、それらの多くが未熟ニューロンだったことを示した。ＨＦＳＣ細胞はＭＢＰ陽性細胞に分化することもできた。ＭＢＰはミエリンの主な成分であり、成熟オリゴデンドロサイトにおいてのみ発現する。このデータは、ＨＦＳＣ細胞が成熟オリゴデンドロサイトに分化する能力を有することを示す。ＭＢＰおよび上記ニューロンマーカーの共存は評価されたが、わずかな共存しか見ることができなかった（図１４、スライドＣ、Ｆ、Ｉ）。これは、ニューロンの未熟さのため、ミエリンが未熟ニューロンの軸索を包まないためであり得る。ＭＢＰおよびＯ４抗原の共存も評価された（図１４、スライドＪ〜Ｌ）。ＭＢＰのほとんどの信号はＯ４抗原の信号と共存したが、Ｏ４抗原の信号の半分のみがＭＢＰの信号と共存した。この結果は、Ｏ４抗原はオリゴデンドロサイト前駆細胞、未熟オリゴデンドロサイトおよび成熟オリゴデンドロサイトにおいて発現するが、ＭＢＰは成熟オリゴデンドロサイトのみに発現するので、合理的だった。これらの細胞は、未熟オリゴデンドロサイトのマーカーであるＧａｌＣ抗原についても陽性だった（データ示さず）。図１４、スライドＭ〜Ｏにおいて示されるようにＧＦＡＰ陽性細胞（アストロサイト）およびビメンチン陽性細胞も検出された。これらのデータは、増殖ＨＦＳＣ細胞が多能性であり、従って、環境に応じて３つの主な中枢神経系細胞表現型をもたらすことができるため、それらが同様に神経幹細胞であることを示す。ＨＦＳＣ細胞（クローン＃２ｂ）も同じ条件において試験され、ＨＦＳＣ細胞（クローン＃３）と同じ多能性を示した。

［実施例９−無血清培地における増殖ＨＦＳＣ細胞の分化能］
ＨＦＳＣ細胞は、図５において示されるように、ＰＤＧＦ−ＡＡ濃度を低減し、ｂＦＧＦを補充しないことにより、オリゴデンドロサイトへの良好な分化能を示した。しかしながら、分化細胞は総細胞の半分未満だった。ＨＦＳＣ細胞が、ｂＦＧＦなしで、１０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡおよび１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１とともに、非常に低密度（＜０．５×１０^４細胞／ｃｍ^２）で播種された場合、ほとんどの細胞は分化したと考えられたが、それらは１日以内に失われた。それらのオリゴデンドロサイトへの分化能をさらに試験するため、分化の誘導および長期細胞生存は非常に重要であると考えられた。環状ＡＭＰ（ｃＡＭＰ）は多くの細胞型の分化を誘導することが知られる。ｃＡＭＰの細胞透過性アナログであるｐＣＰＴ−ｃＡＭＰはＨＦＳＣ細胞において分化を誘導することができたか試験された。１００μＭのｐＣＰＴ−ｃＡＭＰは高密度（３×１０^４細胞／ｃｍ^２）でのＨＦＳＣ細胞の分化を誘導することができたが、細胞は１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１の存在下でも十分に生存することができなかった。ＢＤＮＦはオリゴデンドロサイト前駆細胞の分化を向上し、分化細胞の細胞生存を支持することが報告されている。ＨＦＳＣ細胞がグルタミンおよびＨＥＰＥＳを含有し、Ｂ２７サプリメント、Ｎ２サプリメントおよび５０μＭの１−チオグリセロールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２において１０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１、１００μＭのｐＣＰＴ−ｃＡＭＰおよび１０ｎｇ／ｍｌのＢＤＮＦの存在下で分化された場合、ＨＦＳＣ細胞の少なくとも半分より多くはプロセスベアリング細胞に分化された。ＨＦＳＣ細胞はＯ４またはＮＧ２のようないくつかのオリゴデンドロサイトマーカーを発現するので、ＨＦＳＣ細胞およびオリゴデンドロサイト系列細胞を識別する新規方法が必要だった。いくつかのトライアルに基づき、本発明者らは。未分化細胞がオリゴデンドロサイト前駆細胞より強くＧＤ３を発現し、Ｏ４について逆だったことに気づいた（図１１、スライドＡ、スライドＢおよびスライドＣの矢頭）。細胞がＧＤ３およびＯ４で染色された場合、オリゴデンドロサイトはそれらの染色パターンおよびそれらの形態を用いて識別することができた。加えて、ニューロンまたはアストロサイトのような他の細胞型も、それらはＧＤ３またはＯ４抗原を発現しないため、識別することができた。図１５、スライドＤは各細胞型の割合を示す。未分化細胞は総細胞の２３．５％±２．０％だった。オリゴデンドロサイト前駆細胞は総細胞の７５．８％±２．１％だった。他の細胞型は０．９％±０．６％のみだった。上記のように、オリゴデンドロサイト前駆細胞の分化細胞（オリゴデンドロサイト前駆細胞＋他の細胞型）に対する割合は分化細胞の９９．１％±０．５６％だったが、他の細胞型は分化細胞の０．９％±０．５６％だった。このデータは、ＨＦＳＣ細胞がオリゴデンドロサイト前駆細胞への高い分化能を有することを示す。

［実施例１０−ＨＦＳＣ細胞は蛍光活性化細胞選別（ＦＡＣＳ）法または磁力選別法により富化または選択される］
本発明は、ＣＤ１３３陽性、ＣＤ１４０ａ陽性、ＣＤ９陽性、ＣＤ４４陰性、ＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性、Ａ２Ｂ５陽性、Ｏ４陽性、およびＮＧ２陽性であるＨＦＳＣ細胞の表現型について開示した。この情報は培養なしにＨＦＳＣ細胞を選択または富化することを可能にする。ＣＤ１３３は神経幹細胞のマーカーであり、前駆細胞において発現しない。ＣＤ９も神経幹細胞のマーカーとして用いられるが、いくつかのオリゴデンドロサイトはＣＤ９を発現することが知られる。ＰＳＡ−ＮＣＡＭおよびＡ２Ｂ５はニューロン限定前駆細胞またはグリア限定前駆細胞を検出するのに用いられる。ほとんどの神経前駆細胞はＰＳＡ−ＮＣＡＭおよびＡ２Ｂ５またはＰＳＡ−ＮＣＡＭもしくはＡ２Ｂ５を発現すると考えられ、それらの使用は、とくに第１および第２三半期においてＨＦＳＣ細胞をそれほど十分には富化することができない。ＣＤ１４０ａ、ＮＧ２、Ａ２Ｂ５およびＯ４はオリゴデンドロサイト前駆細胞、プロ−オリゴデンドログリアおよびオリゴデンドロサイトのマーカーとして用いられる。ＣＤ１４０ａおよびＮＧ２の発現レベルはＨＦＳＣ細胞においてオリゴデンドロサイト前駆細胞、プロ−オリゴデンドログリアまたはオリゴデンドロサイトより高かったが、Ａ２Ｂ５およびＯ４の発現レベルはＨＦＳＣ細胞においてオリゴデンドロサイト前駆細胞、プロ−オリゴデンドログリアまたはオリゴデンドロサイトより低かった。ＣＤ１４０ａおよびＮＧ２の使用はＨＦＳＣ細胞を富化するのにより適していると考えられる。上記情報および本発明において記載されるデータに基づき、ＨＦＳＣ細胞を富化する各マーカーの効果は、ＣＤ１４０ａ＞ＮＧ２＞ＣＤ９＞ＣＤ１３３＞Ａ２Ｂ５＞Ｏ４、ＰＳＡ−ＮＣＡＭとなるが、この順はそれらの胎齢によって変わるだろう。

しかしながら、単一マーカーはＨＦＳＣ細胞を選択するには十分ではなく、２つのマーカーの組み合わせはＨＦＳＣ細胞をより特異的に選択することができる。神経幹細胞マーカーの１つ（ＣＤ１３３またはＣＤ９）およびオリゴデンドロサイト系列マーカーの１つ（ＣＤ１４０ａ、ＮＧ２）の組み合わせはＨＦＳＣ細胞を選択するのに非常に効果的であるだろう。上記知識に基づき、ＨＦＳＣ細胞を選択するのにもっとも効率的なマーカーの組み合わせはこれらの組み合わせの中でもＣＤ１３３およびＣＤ１４０ａであるが、他の組み合わせも単一マーカーでの選択より効果的なはずである。

ＣＤ１３３またはＣＤ１４０ａの発現の頻度は通常低く（５％未満）、ＣＤ１４０ａの発現はＣＤ１３３より遅い（発現は約８週から最大約１８週の胎齢で開始する）。従って、ＣＤ１３３およびＣＤ１４０ａの両方を発現する細胞は、それらの胎齢に応じて非常に低い（総細胞の１％未満）。ＣＤ１３３陽性細胞のほとんどは、細胞が胎齢１５週以内のヒト胎児組織に由来する場合、ＣＤ１４０ａを発現しない場合があり得る。ＣＤ１３３陽性およびＣＤ１４０ａ陰性細胞はその後ＣＤ１４０ａを発現するので、細胞がＣＤ１３３陽性細胞の初期富化後のＨＦＳＣ細胞について同じ条件で培養される場合、ＨＦＳＣ細胞を入手することができる。

Claims (35)

1. 単離された増殖可能なヒト神経細胞であり、
   前記細胞は前駆細胞または幹細胞であり、
   前記細胞は効果的な量の増殖サプリメントを含む培地を含む、増殖可能な神経細胞を富化するのに効果的な条件下で培養され、
   前記培地における前記効果的な量の増殖サプリメントはヒト胎児性脊髄（ＨＦＳＣ）細胞を単離する少なくとも１０μＭの１−チオグリセロールであり、
   前記細胞はニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力を維持し、
   前記細胞はその後の継代を通して効率的にオリゴデンドロサイト系列細胞に分化するその能力を維持し、
   前記細胞は細胞表面抗原ＣＤ１３３、ＣＤ１４０α、Ａ２Ｂ５、およびＰＳＡ−ＮＣＡＭを発現する、
   細胞。
2. 前記細胞はＡＴＣＣ受入番号ＰＴＡ−１２２９１として寄託された、請求項１に記載の単離された増殖可能なヒト神経細胞。
3. 前記細胞は脊髄、大脳皮質、海馬、線条、前脳基底核、腹側中脳、青斑核、視床下部、小脳、脳梁および視神経からなる群から選択されたヒト胎児神経組織に由来する、請求項１に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
4. 前記神経組織は胎齢８〜２４週のヒト脊髄から単離される、請求項３に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
5. 前記培養条件が２つの増殖因子、および１つの生存因子をさらに含む、請求項１に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
6. 前記２つの増殖因子が血小板由来増殖因子（ＰＤＧＦ）および塩基性線維芽細胞増殖因子（ｂＦＧＦ）であり、ＨＦＳＣ細胞を単離する少なくとも５ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび少なくとも２．５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
7. 前記２つの増殖因子がＰＤＧＦおよびｂＦＧＦであり、ＨＦＳＣ細胞を分離する４０ｎｇ／ｍｌ〜２００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび５ｎｇ／ｍｌ〜４０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
8. 前記２つの増殖因子がＰＤＧＦおよびｂＦＧＦであり、ＨＦＳＣ細胞を単離する１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
9. 前記２つの増殖因子がＰＤＧＦおよびｂＦＧＦであり、細胞株が樹立された後ＨＦＳＣ細胞を増殖する、および維持するため、少なくとも１ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび少なくとも０．５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
10. 前記２つの増殖因がＰＤＧＦおよびｂＦＧＦであり、ＨＦＳＣ細胞を樹立後に増殖する５ｎｇ／ｍｌ〜１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび１ｎｇ／ｍｌ〜５０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
11. 前記２つの増殖因子がＰＤＧＦおよびｂＦＧＦであり、ＨＦＳＣ細胞を樹立後に増殖する２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦおよび２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
12. 前記１つの生存因子はインスリン様増殖因子（ＩＧＦ）であり、少なくとも１ｎｇ／ｍｌのＩＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
13. 前記１つの生存因子はＩＧＦであり、５ｎｇ／ｍｌ〜１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
14. 前記１つの生存因子はＩＧＦであり、２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦの濃度で存在する、請求項５に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
15. 前記細胞はその後の継代を通してニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力、ならびに細胞表面抗原ＣＤ１３３、ＣＤ１４０α、Ａ２Ｂ５、およびＰＳＡ−ＮＣＡＭを発現するその能力を失うことなく、凍結および解凍することができる、請求項１に記載の増殖可能なヒト神経細胞。
16. 増殖可能な神経細胞のインビトロ培養方法であり、
    前記細胞は哺乳類中枢神経系から単離された前駆細胞または幹細胞であり、前記細胞はニューロン、アストロサイト、およびオリゴデンドロサイトに分化するその能力ならびに効率的にオリゴデンドロサイト系列細胞に分化するその能力を維持し、
    ａ）ヒト胎児神経組織から少なくとも１つの細胞を単離および分離するステップと、
    ｂ）前記細胞を３７℃の温度で、１〜２０％のＯ_２、および５％のＣＯ_２を含む雰囲気において、ならびに
    −少なくとも５ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ
    −少なくとも０．５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および
    −少なくとも１０μＭの１−チオグリセロール
    を含む既知組成の無血清培地において、培養するステップと、
    ｃ）ｂ）からの前記細胞を継代し、前記増殖可能なヒト神経細胞を入手するステップとを含む、
    方法。
17. 前記培地は少なくとも１．０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１をさらに含む、請求項１６に記載の方法。
18. 前記神経組織は脊髄、大脳皮質、海馬、線条、前脳基底核、腹側中脳、青斑核、視床下部、小脳、脳梁および視神経からなる群から選択される、請求項１６に記載の方法。
19. ステップａ）では、前記神経組織が胎齢８〜２４週のヒト胎児脊髄からのものである、請求項１６に記載の方法。
20. ステップａ）では、前記単離するステップが蛍光活性化細胞選別（ＦＡＣＳ）または免疫パニングの少なくとも１つを用いる単離方法により行われる、請求項１６に記載の方法。
21. 前記培地は
    −４０〜２００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、
    −５〜１００ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、
    −１０〜１００μＭの１−チオグリセロール、および
    −５〜１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１
    を含む、請求項１７に記載の方法。
22. 前記培地は
    −１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、
    −２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、
    −５０μＭの１−チオグリセロール、および
    −２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１
    を含む、請求項１７に記載の方法。
23. 前記培地は
    −５〜１００ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、
    −１〜５０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、
    −１０〜１００μＭの１−チオグリセロール、および
    −５〜１００ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１
    を含む、請求項１８に記載の方法。
24. 前記培地が
    −２０ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、
    −２０ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、
    −５０μＭの１−チオグリセロール、および
    −２０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１
    を含む、請求項１７に記載の方法。
25. 前記培養するステップがポリオルニチンまたはポリリシンでコーティングされた培養容器において行われる、請求項１７に記載の方法。
26. 前記既知組成の無血清培地が非必須アミノ酸、グルタミン、ピルベート、Ｂ２７、Ｎ−アセチル−システインおよびβ−メルカプトエタノールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２を含む、請求項１７に記載の方法。
27. 哺乳類中枢神経系から入手された少なくとも１つの単離された神経細胞を含むインビトロ培養物であり、
    前記細胞は
    −少なくとも５ｎｇ／ｍｌのＰＤＧＦ−ＡＡ、
    −少なくとも５ｎｇ／ｍｌのｂＦＧＦ、および
    −少なくとも１０μＭの１−チオグリセロール
    を含む既知組成の無血清培地に浸漬される、
    培養物。
28. 少なくとも１．０ｎｇ／ｍｌのＩＧＦ−１をさらに含む、請求項２７に記載のインビトロ培養物。
29. 前記細胞はヒト胎児脊髄から入手される、請求項２８に記載のインビトロ培養物。
30. 前記インビトロ培養物はポリオルニチンまたはポリリシンでコーティングされた培養容器における培養物である、請求項２９に記載のインビトロ培養物。
31. 前記既知組成の無血清培地が非必須アミノ酸、グルタミン、ピルベート、Ｂ２７、Ｎ−アセチル−システインおよびβ−メルカプトエタノールが添加されたＤＭＥＭ／Ｆ１２をさらに含む、請求項２９に記載のインビトロ培養物。
32. 前記神経細胞はＣＤ１３３陽性、ＣＤ１４０α陽性、Ａ２Ｂ５陽性、およびＰＳＡ−ＮＣＡＭ陽性である、請求項２９に記載のインビトロ培養物。
33. 請求項１に記載される単離された増殖可能なヒト神経細胞を含む医薬神経幹細胞組成物。
34. 請求項１６に記載の方法によりインビトロ培養された増殖可能な神経細胞を含む医薬神経幹細胞組成物。
35. 請求項３３または３４に記載の医薬組成物の、ミエリンの喪失またはオリゴデンドロサイトの喪失により引き起こされる症状の治療のための薬剤の調製における使用。

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