DE19639463A1 - Verfahren zur Herstellung weiblich steriler Pflanzen - Google Patents
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Description
Die Erfindung betrifft die Verwendung von Deacetylasegenen zur Erzeugung
transgener Pflanzen unter Einsatz gewebespezifischer Promotoren. In diesen
Pflanzen kann die Entwicklung bestimmter Pflanzenteile gezielt verhindert werden.
Phosphinothricin (PTC, 2-Amino-4-methylphosphinobuttersäure) ist ein
Glutaminsynthetase(GS)-Inhibitor. PTC ist ein "Baustein" des Antibiotikums
Phosphinothricyl-Alanyl-Alanin. Dieses Tripeptid (PTT) ist aktiv gegen Gram
positive und Gram-negative Bakterien und auch gegen den Pilz Botrytis cinerea.
PTT wird von dem Stamm Streptomyces viridochromogenes Tü494 produziert, der
bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen unter den Nummern DSM 40736
und DSM 4112 hinterlegt und erhältlich ist. Aus der Deutschen Patentschrift 2717
440 ist bekannt, daß PTC als Totalherbizid wirkt. In der veröffentlichten Anmeldung
(EP-A-0257542) ist beschrieben, wie man mit Hilfe eines Phosphinothricin-N-
Acetyltansferase(pat)-Gens Herbizid-resistente Pflanzen herstellt. Die von dem pat-
Gen kodierte Phosphinothricin-N-Acetyltransferase modifiziert das intrazellulär
auftretende PTC und detoxifiziert das Herbizid.
Die vorliegende Erfindung beschreibt nun die Verwendung von Deacetylasegenen
(dea), deren Expressionsprodukte intrazellulär N-Acetyl-Phosphinothricin (N-Ac-
PTC) bzw. N-Ac-PTT deacetylieren können und so wieder antibiotisch aktiv machen
zur Herstellung weiblich steriler Pflanzen.
Ein N-Acetyl-Phosphinothricin-Tripeptid-Deacetylasegen läßt sich aus S.
viridochromogenes Tü494 isolieren. Auf dem bereits bekannten 4.0-kb BamHl-
Fragment (EP-A-0 257 542) liegt stromabwärts vom pat-Gen das dea-Gen. Dieses
Gen liegt auf einem BgIII-BamHI-Fragment und ist durch die Sequenz genau
bestimmt (Fig. 1 und Tab. 1). Die Proteinsequenz ist durch die DNA-Sequenz
definiert.
Als Translationsstartkodon dient ein ATG-Kodon, das in Bakterien und in Pflanzen
erkannt wird; die Shine-Dalgarno-Sequenz ist durch Unterstreichen hervorgehoben.
Dieses Gen kodiert in der PTT-Biosynthese den letzten Schritt, die Deacetylierung
von inaktivem N-Acetyl-Phosphinothricin-Tripeptid zum aktiven PTT.
Von vielen Enzymen ist bekannt, daß ihre Spezifität nicht auf ein Substrat begrenzt
ist. So dient die vom pat-Gen kodierte Phosphinothricin-N-Acetyltransferase in der
PTT-Biosynthese eigentlich zur Acetylierung von Desmethyl-PTC und kann
aufgrund ihrer Unspezifität zur Detoxifizierung von PTC verwendet werden. Durch
Überexpression des dea-Gens (mit Hilfe geeigneter Promotoren oder durch
Klonierung auf high-copy-Vektoren) kann eine nicht hinreichend spezifische N-
Acetyl-PTT-Deacetylase nun zur Aktivierung von N-Acetyl-Phosphinothricin
eingesetzt werden.
Weitere dea-Gene lassen sich aus E. coli gewinnen. Es wurde nämlich gefunden,
daß sich in E. coli - im Gegensatz zu anderen Bakterien (z. B. Rhizobien und
Streptomyceten) - nach Klonierung des pat-Gens in geeignete Expressionsvektoren
(Strauch et al., Gene, 63, 65-74,1988; Wohlleben et al., Gene, 70, 25-37,1988) im
sogenannten PAT-Assay (Doktorarbeit Inge Broer, Fakultät für Biologie der
Universität Bielefeld, Expression des Phosphinthricin-N-AcetyItransferase-Gens aus
Streptomyces viridochromogenes in Nicotiana tabacum, S. 42-43,1989) keine
Aktivität nachweisen läßt. Außerdem ist das pat-Gen in niedriger Kopienzahl in E.
coli nicht in der Lage, PTT-Resistenz zu verleihen, da die endogene Deacetylase
die Wirkung der Phossphinothricin-N-Acetyltransferase aufhebt. Schließlich kann
diese Deacetylase-Aktivität durch die effektive Hemmung der GS-Aktivität nach
Zugabe von N-Acetyl-Phosphinothricin direkt nachgewiesen werden. N-Ac-PTC wird
durch die Deacetylase zu PTC umgesetzt, das dann in bekannter Weise die GS
hemmt, was sich im y-Glutamyl-Transferase-Assay (Bender et al., J. Bacteriol. 129,
1001-1009,1977) messen läßt. Dies liegt an einer endogenen Deacetylase-Aktivität
von E. coli.
Diese Aktivität sollte nicht in der argE-Mutante, die literaturbekannt ist, zu finden
sein (Baumberg, Molec. Gen. Genetics 106,162-173. 1970). Weitere E. coli
Deacetylase-Mutanten sind leicht selektionierbar: Nach klassischer (Delic′ et al.,
Mut. Res. 9, 167-182, 1970; Drake und Baltz, Ann. Rev. Biochem. 45, 11-38,1976)
bzw. Tn5-Mutagenese (Kleckner, Ann. Rev. Genet. 15, 341-404, 1981) lassen sich
auf mit PTT supplementiertem Minimalmedium solche Mutanten dadurch erkennen,
daß nur sie nach Transformation mit einem in einen Niedrigkopienzahlvektor
klonierten pat-Gen wachsen können.
Damit läßt sich das Deacetylasegen aus E. coli durch Anlegen einer Genbank in z. B.
der E. coli argE-Mutante bzw. in einer neu isolierten Mutante mit herkömmlichen
Verfahren (Maniatis et al., Molecular Cloning: a Laboratory Manual, Cold Spring
Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, New York, 1982) isolieren.
Verfahren zur Isolierung weiterer Deacetylasegene ergeben sich aus dem oben
Beschriebenen: Z.B. Isolierung neuer Organismen, die trotz Anwesenheit eines pat-
Gens auf einem Niedrigkopienzahlvektor PTT-sensitiv sind, und anschließende
Isolierung eines Deacetylasegens.
Pat- und dea-Gene können in einem weiteren Aspekt der Erfindung zusammen mit
gewebespezifischen Promotoren eingesetzt werden, um die Entwicklung bestimmter
Pflanzengewebe gezielt zu verhindern. Eine spezielle Anwendung ist z. B. die
Herstellung weiblich steriler Pflanzen.
Die Herstellung von Hybridsaatgut in der Pflanzenzüchtung ist davon abhängig,
eine Selbstbefruchtung der Mutterpflanze mit großer Sicherheit zu vermeiden. In der
Natur kommen für viele Pflanzenarten männlich sterile Mutanten vor, die in der
Züchtung eingesetzt werden. Der molekulare Mechanismus der cytoplasmatischen
männlichen Sterilität (cms) ist bis heute nicht vollständig geklärt. Auch gibt es für
viele Kultursorten, wie z. B. Beta vulgaris keine cms-Variante. Es ist daher von
großem Interesse für die Landwirtschaft, auf molekulargenetischem Wege definierte
sterile Mutanten aller wichtigen Kultursorten zu erzeugen. Die Firma PGS/Belgien
hat in der Patentanmeldung PCT/EP 89100495 eine solche Methode vorgestellt. Sie
beruht auf der Zerstörung des die Pollenmutterzellen umgebenden Gewebes
(Tapetum). Zu diesem Zweck wird ein RNAse-Gen mit einem Tapetum-spezifischen
Promotor (Mariani et al.; Nature 347, 737-741, 1990) fusioniert. Die ausschließliche
Expression des Gens in den Tapetumzellen sorgt für die selektive Zerstörung des
Gewebes und verhindert damit die Bildung reifen Pollens. Eine Pflanze, die dieses
Gen trägt, sollte nur nach Fremdbefruchtung Samen bilden können.
Ein wesentlicher Nachteil dieses Systems ist die Tatsache, daß Nachkommen
dieser Pflanze ebenfalls männlich steril sind und daher im Feld, wo sie auf
Selbstbefruchtung angewiesen sind, keine Samen bilden können. Dies gelingt nur
dann, wenn der männliche Partner der Kreuzung ein Gen trägt, das die Wirkung der
RNAse in den Nachkommen aufheben kann. Dies soll nach der oben genannten
offengelegten Patentanmeldung durch das barstar-Gen erfolgen. Tatsache hierbei
ist, daß nur genetisch veränderte, das heißt transgene Partner in der Kreuzung
genutzt werden können.
Nachstehend sind Verfahren zur Herstellung von weiblich (female) sterilen Pflanzen
(fs-Pflanzen) vorgestellt, die es zulassen, transgene Mutterpflanzen mit beliebigen
artgleichen Partnern zu kreuzen. Dies wird durch Kombination eines dea-Gens
unter Kontrolle eines Promotors, der selektiv in den weiblichen Organen aktiv ist.
gegebenenfalls in Verbindung mit einem konstitutiv exprimierten pat-Gen erreicht.
Durch Applikation von PTC bzw. PTT wird gezielt die Glutaminsynthethase in den
Zellen gehemmt und diese zum Absterben gebracht. Ein noch einfacheres System
besteht in der Herstellung transgener Pflanzen, die lediglich ein einziges Fremd-
Gen enthalten, nämlich ein dea-Gen unter Kontrolle eines gewebespezifischen, hier
weiblich spezifischen-Promotors, sowie Applikation von N-Ac-PTC bzw. N-Ac-PTT
auf die Pflanze.
Verallgemeinert umfaßt die Erfindung folglich die gewebespezifische Inhibierung mit
Hilfe eines Deacetylasegens.
- 1) Durch Pat-Aktivität PTT bzw. PTC-resistente Pflanzen (z. B. erzeugt wie in EP 0257542 oder EP 0 242 236 beschrieben) werden mit einem Deacetylasegen unter Kontrolle des in Pflanzen gewebespezifisch aktiven Promotors transformiert. Nach Applikation von PTT oder PTC führt die Expression des Deacetylasegens zur Aufhebung der Phosphinothricin-N-Acetyltransferase-Aktivität in den entsprechenden Geweben. Diese werden dann selektiv abgetötet, während die restliche Pflanze resistent ist.
Durch Verwendung von N-Acetyl-Phosphinothricin bzw. N-Acetyl-Phosphinothricin-
Tripeptid kann dieses System vereinfacht werden. Beide Substanzen sind nicht als
Herbizid aktiv, werden aber von Pflanzen aufgenommen, transportiert und nicht
sofort abgebaut. Eine Deacetylaseaktivität für N-Acetyl-Phosphinothricin und N-
Acetyl-Phosphinothricin-Tripeptid ist bisher in Pflanzen nicht nachgewiesen. So läßt
sich das oben beschriebene 2-Gen-System auf ein 1-Gen-System reduzieren und
damit entscheidend vereinfachen, wie unten weiter ausgeführt: Beliebige Pflanzen
können mit einem Streptomyceten-Deacetylasegen unter Kontrolle eines
gewebespezifischen Promotors transformiert werden. Nach Applikation von N-
Acetyl-Phosphinothricin oder N-Acetyl-Phosphinothricin-Tripeptid führt die
gewebespezifische Expression zum sofortigen Absterben des entsprechenden
Gewebes.
Als gewebespezifische Promotoren können alle beschriebenen Promotoren
Verwendung finden, deren selektive Expression in bestimmten Geweben,
vorzugsweise den weiblichen Organen nachgewiesen ist. Der Begriff weibliche
Organe umfaßt in diesem Zusammenhang den Gametophyten sowie das ihn
umgebende oder benachbarte Gewebe, wie z B. Gynoceum (Fruchtblätter),
Samenanlagen, Plazenta, Pistill (Fruchtknoten, Griffel, Narbe).
So beschreiben z. B. Robert et al. Stigma-spezifische Promotoren aus Raps (Robert
et al., 1994), Sato et al. Pistil-spezifische Promote wurden ebenfalls beschrieben
(Sato et al., 1991; Dzelzkalns et al., 1993, WO 94/25613).
Für das erfindungsgemäße Verfahren kommen jedoch auch Promotoren in Frage,
die zwar nicht speziell in den weiblichen Organen aktiv sind, die jedoch in einem
Gewebe exprimiert werden, das essentiell für die Entwicklung der funktionellen
Blüte, des Embryos und des Samens sind.
Natürlich sind auch alle neu isolierten Promotoren mit ähnlichen Eigenschaften
geeignet. Außer gewebespezifischen Promotoren können auch solche Promotoren
eingesetzt werden, die einer anderen Art der Regulation (z. B. zeitlich, streßbedingt,
umweltabhängig) unterworfen sind und die gewebespezifisch auftritt.
Diese Verfahren ermöglichen des weiteren die Analyse der Differenzierung der
Zellregulation sowie die Erzeugung von Pflanzen in denen die Entwicklung
bestimmter Pflanzenteile gezielt verhindert wurde. Das Verfahren kann
vorzugsweise zur Herstellung weiblich steriler Pflanzen eingesetzt werden.
Aus einem E. coli Stamm wurde das Plasmid pPRI (siehe EP-0 257 542) isoliert und
mit BamHl und Bglll gespalten. Die verdaute DNA wurde in einem Agarosegel
aufgetrennt und ein 0.9 kb Fragment aus dem Gel isoliert. Der Vektor pROKl
(Baulcombe et al., Nature 321, 446-449, 1986) wurde ebenfalls mit BamHl
restringiert. Die beiden Ansätze wurden vereinigt und ligiert. Das Ligationsgemisch
wurde nach E. coli S1 7.1 (Simon et al., Bio/Technology 1, 784-791, 1983)
transformiert. Auf kanamycinhaltigen Medien wachsende Kolonien wurden auf
Nitrozellulosefilter übertragen und nach 12h Inkubation bei 37°C lysiert. Die DNA
der Bakterien wurde auf dem Filter fixiert, das aus dem Agarosegel isolierte 0,9kb
Fragment wurde durch Inkubation bei 100°C einzelsträngig gemacht. Anschließend
wurde der fehlende Strang mit Klenowpolymerase und Digoxigenin markierten
Nukleotiden aufsynthetisiert. Der markierte Strang wurde als Probe zur
Hybridisierung mit der auf den Filter gebundenen bakteriellen DNA genutzt.
Hybridisierende Klone ließen sich mit Hilfe einer Antikörperreaktion nachweisen.
Die DNA der positiven Klone wurde mittels Qiagen-Lyse isoliert und mit
BamHI/EcoRI sowie BamHI/HindIII verdaut. Diese Restriktion ermöglicht die
Bestimmung der Orientierung des inserierten 0.9kb Fragmentes. Das Plasmid mit
der Orientierung I wurde als pIB17.1, das mit der Orientierung II als pIB17.2
bezeichnet (siehe Fig. 2).
Es konnte gezeigt werden, daß die in dem Vektor pROKI klonierten eukaryontischen
Transkriptionssignale auch eine Expression in R. meliloti, A. tumefaciens und E. coli
ermöglichen.
Die Plasmide pIB17.1 und pIB17.2 wurden daher mittels 2-Faktor-Kreuzung in den
Rhizobium meliloti Stamm 2011 transferriert. Durch Inkubation von R. meliloti
Wildtypstämmen mit radioaktiv markiertem N-Acetyl-PTC konnte gezeigt werden,
daß dieser Stamm N-Acetyl-PTC nicht deacetyliert. (Nach Inkubation von pIB17.1
tragenden Stämmen mit N-Acetyl-PTC und N-Acetyl-PTT kann die Deacetylierung
mittels Dünnschichtchromatographie nachgewiesen werden). Es konnte ebenfalls
gezeigt werden, das R. meliloti sehr sensitiv auf PTC und PTT reagiert. Daher läßt
sich die Deacetylierung auch über die Hemmung der R. meliloti
Glutaminsynthetasen durch das freigesetzte PTC nachweisen.
Das in Beispiel 1 modifizierte Deacetylasegen wurde mittels einer 2-Faktor
Kreuzung nach A. tumefaciens LBA4404 transferiert. Mit den so entstandenen
Stämmen LBA4404/17.1 und LBA4404/17.2 wurden Nicotiana tabacum
Blattscheiben inkubiert und nach 3 Tagen auf ein Kanamycin haltiges
Sprossinduktionsmedium umgesetzt. Regenerierende kanamycinresistente Sprosse
können durch Southern-hybridisierung auf die Anwesenheit des Deacetylasegens
getestet werden. Nach Behandlung mit N-Acetyl-PTC oder N-Acetyl-PTT werden
dann die Pflanzen durch das freigesetzte PTC bzw. PTT abgetötet.
Das modifizierte Deacetylasegen aus pIB17.1 und pIB17.2 wurde durch
EcoRI/HindIII Verdauung aus den Plasmiden herausgeschnitten. Die restringierte
DNA wurde im Agarosegel aufgetrennt und jeweils ein 0,9 kb Fragment isoliert. Der
Vektor pSVB28 (Arnold und Pühler, Gene 70,171-179, 1988) wurde ebenfalls mit
EcoRI/HindIII verdaut. Die beiden Ansätze wurden vereinigt und ligiert. Nach
Transformation in den ß-Galactosidase-negativen E. coli Stamm JM83 zeigten alle
Vektor tragenden Klone eine Blaufärbung, während Klone, die einen Vektor mit
Insertion des Deacetylasegens tragen weiß blieben. Aus den so identifizierten
Klonen wurde die DNA isoliert und mit EcoRI/HindIII verdaut. Anhand des
Restriktionsmusters ließen sich die Klone mit dem modifizierten Deacetylasegen
erkennen. Die konstruierten Vektoren tragen die Bezeichnung pIB27.1 und pIB27.2
(siehe Fig. 2). Sie liegen in E. coli mit großer Kopienzahl vor.
Aus den in Beispiel 4 konstruierten E. coli Stämmen wurde die Plasmid-DNA isoliert.
Junge Tabakblätter wurden mit Verdauungsenzymen für 20h inkubiert. Die aus dem
Blattgerippe fallenden Protoplasten wurden gereinigt und in einem Transferpuffer
mit Polyethylenglycol (PEG) und der isolierten DNA inkubiert. Anschließend wurden
die Protoplasten gewaschen und in einer Kulturflüssigkeit (K3-Medium)
aufgenommen. Nach 3 Tagen Inkubation bei schwacher Beleuchtung wurden die
regenerierenden Protoplasten aufgeschlossen und die Rohextrakte mit radioaktiv
markiertem N-Acetyl-PTC und N-Acetyl-PTT inkubiert. Das deacetylierte PTC bzw.
PTT läßt sich über Dünnschichtchromatographie nachweisen.
Das Deacetylasegen aus Streptomyces viridochromogenes wird mit einem
pistilspezifischen Promotor fusioniert und über Agrobakterien vermittelte
Blattscheiben-Transformation in Tabakzellen eingebracht. Die aus diesen Zellen
regenerierenden Pflanzen werden zu einem beliebigen Zeitpunkt vor der Blüte mit
N-Acetyl-PTC oder N-Acetyl-PTT gespritzt. Es kann gezeigt werden, daß N-Acetyl-
PTC in der Pflanzenzelle stabil ist und in alle Zellen transportiert wird. Keine der
beiden Substanzen hat erkennbare negative Folgen für die Wildtyppflanze. Sobald
sich die ersten Pistilzellen bilden. beginnen sie mit der Expression des
Deacetylasegens. Das in der Zelle gespeicherte N-Acetyl-PTC oder N-Acetyl-PTT
wird durch das Enzym deacetyliert und damit in seine wirksame Form überführt. Es
hemmt die Glutaminsynthetase der Zellen und führt so zu einem schnellen
Absterben. Funktionsfähige Embryonen oder Samen können nicht mehr entstehen.
Trotzdem wird die Entwicklung der männlichen Fortpflanzungsorgane beeinträchtigt.
Zusätzlich ist auch die Bildung der Deacetylase unterbrochen. Umliegende Zellen
werden nicht beeinträchtigt. Wird die Pflanze nicht mit N-Acetyl-PTC oder N-Acetyl-
PTT behandelt, ist sie voll fertil. Damit erübrigt sich eine Aufhebung der fs durch ein
Gen des männlichen Partners der Kreuzung. G(eichzeitig liegt eine genau definierte
Mutation vor, die ohne Auswirkungen auf die Wüchsigkeit und Nutzbarkeit der
Pflanze bleibt.
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Robert et al., Plant Molecular Biology 26,1217-1222,1994.
Sato et al. The Plant Cell, Vol. 3, 867-876, September 1991
Claims (6)
1. Verfahren zur Herstellung transgener Pflanzen mit selektiv zerstörbaren
Pflanzenteilen, dadurch gekennzeichnet, daß man ein Deacetylasegen unter
Kontrolle eines gewebespezifischen Promotors bringt und die betreffenden
Gewebeteile durch geeignete rechtzeitige Behandlung mit N-Acetyl-PTC oder
N-Acetyl-PTT zum Absterben bringt.
2. Verfahren zur Herstellung transgener Pflanzen mit selektiv zerstörbaren
Pflanzenteilen, dadurch gekennzeichnet, daß die Pflanze eine PTC-Resistenz
besitzt und zusätzlich ein Deacetylasegen unter Kontrolle eines
gewebespezifischen Promotors erhält und die betreffenden Gewebeteile durch
geeignete rechtzeitige Behandlung mit PTC oder PTT zum Absterben bringt.
3. Verfahren gemäß Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß das
Deacetylasegen aus einem Bodenmikroorganismus stammt und die Pflanze mit N-
Acetyl-PTC bzw. PTC behandelt wird.
4. Verfahren gemäß Anspruch 1 und/oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß das
Deacetylasegen unter der Kontrolle eines Promoters exprimiert wird, der spezifisch
in den weiblichen Organen aktiv ist.
5. Verfahren gemäß mindestens einem der Ansprüche 1, 2, 3 oder 4, dadurch
gekennzeichnet, daß weiblich sterile Pflanzen erzeugt werden.
6. Weiblich sterile Pflanzen oder deren Teile herstellbar nach einem Verfahren
gemäß Anspruch 1.
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Owner name: AVENTIS CROPSCIENCE GMBH, 65929 FRANKFURT, DE |
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