DE60124095T2

DE60124095T2 - Verfahren zur inaktivierung von mikroorganismen unter verwendung von photosensibilisatoren

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Publication number: DE60124095T2
Application number: DE60124095T
Authority: DE
Inventors: Paul Raymond Denver GOODRICH; Dennis Arvada HLAVINKA
Original assignee: Gambro Inc
Current assignee: Terumo BCT Biotechnologies LLC
Priority date: 2000-06-15
Filing date: 2001-06-08
Publication date: 2007-06-06
Anticipated expiration: 2021-06-09
Also published as: WO2001096340A1; DE60124095D1; US7094378B1; AU2001266829A1; CA2381594C; EP1289991A1; EP1289991B1; ATE343579T1; CA2381594A1

Description

Hintergrund der Erfindung
Die Verunreinigung von Blutvorräten mit infektiösen Mikroorganismen wie HIV, Hepatitis- und anderen Viren und Bakterien stellt ein ernsthaftes Gesundheitsrisiko für diejenigen dar, die auf Transfusionen von Vollblut angewiesen sind oder denen verschiedene Blutkomponenten wie Thrombozyten, rote Blutkörperchen, Blutplasma, Faktor VIII, Plasminogen, Fibronectin, Antithrombin III, Kryopräzipitat, humane Plasmaproteinfraktion, Albumin, Immunserumglobulin, Prothrombinkomplex, Plasmawachstumshormone und andere Komponenten, die aus Blut isoliert werden, verabreicht werden müssen. Blutuntersuchungsverfahren können Verunreinigungsstoffe übersehen, und bis heute sind keine Sterilisationsverfahren, die die zellulären Blutkomponenten nicht schädigen, jedoch alle infektiösen Viren und anderen Mikroorganismen wirksam inaktivieren, verfügbar.
Des weiteren ist aus vielen Gründen ein System erwünscht, bei dem die gleiche Chemie verwendet wird, um Mikroorganismen in unterschiedlichen Fluida zu inaktivieren, z.B. um Blutkomponenten abzutrennen, und zwar einschließlich der leichten Handhabbarkeit in einer Blutbankumgebung. Diese Art von System ist bis heute nicht verfügbar gewesen. Es ist auch erwünscht, dass die Inaktivierungsbehandlung leicht in einer Blutbankumgebung durchgeführt wird und in kurzer Zeit zu einer Inaktivierung führt.
Zur Dekontaminierung von Blut sind einige Verfahren beschrieben worden. Lösungsmittelreinigungsverfahren für das Dekontaminieren von Blutkomponenten wirken durch das Lösen von Phospholipidmembranen, die Viren wie HIV umgeben, und schädigen die Proteinkomponenten des Bluts nicht; wenn jedoch rote Blutkörperchen vorhanden sind, können solche Verfahren aufgrund der Schädigung von Zellmembranen nicht verwendet werden.
Die Verwendung von Photosensibilisatoren, Verbindungen, die Licht einer bestimmten Wellenlänge absorbieren und die absorbierte Energie an einen Energieakzeptor übertragen, wurden für das Sterilisieren von Blutkomponenten vorgeschlagen. Beispielsweise schlägt die europäische Patentanmeldung 0 196 515, veröffentlicht am 8. Oktober 1986, die Verwendung von nichtendogenen Photosensibilisatoren wie Porphyrinen, Psoralenen, Acridin, Toluidinen, Flavin (Acriflavinhydrochlorid), Phenothiazinderivaten und Farbstoffen wie Neutralrot und Methylenblau als Blutadditiva vor. Protoporphyrin, das von Natur aus innerhalb des Körpers vorkommt, kann metabolisiert werden, um einen Photosensibilisator zu bilden. Seine Brauchbarkeit ist jedoch begrenzt, da es die erwünschten biologischen Aktivitäten von Proteinen abbaut. Chrompromazin ist auch als Beispiel eines solchen Photosensibilisators angegeben. Seine Brauchbarkeit ist jedoch durch die Tatsache beschränkt, dass es aus jeglichem Fluid entfernt werden sollte, das einem Patienten nach dem Dekontaminierungsverfahren verabreicht wird, da es eine sedierende Wirkung hat.
Goodrich, R. P., et al. (1997), "The Design and Development of Selective, Photoactivated Drugs for Sterilization of Blood Products", Drugs of the Future 22: 159–171, stellt eine Übersicht über einige Photosensibilisatoren, einschließlich Psoralenen, und einige der wichtigen Probleme bei der Wahl von Photosensibilisatoren für die Dekontaminierung von Blutprodukten zur Verfügung. Die Verwendung von Texaphyrinen für die photochemische Spaltung von DNS ist in den US-Patenten Nr. 5,607,924, erteilt am 4. März 1997, und 5,714,328, erteilt am 3. Februar 1998 an Magda et al., beschrieben. Die Verwendung von Sapphyrinen für die virale Inaktivierung ist im US-Patent Nr. 5,041,078, erteilt am 20. August 1991 an Matthews et al., beschrieben. Die Inaktivierung von extrazellulären umhüllten Viren in Blut und Blutkomponenten mittels Phenthiazin-5-ium-Farbstoffen plus Licht ist im US- Patent Nr. 5,545,516, erteilt am 13. August 1996 an Wagner, beschrieben. Die Verwendung von Porphyrinen, Hämatoporphyrinen und Merocyaninfarbstoffen als photosensibilisierende Mittel für das Ausrotten von infektiösen Verunreinigungen wie Viren und Protozoen aus Körpergeweben wie Körperfluida ist in dem US-Patent 4,915,683, erteilt am 10. April 1990, und dem verwandten US-Patent Nr. 5,304,113, erteilt am 19. April 1994 an Sieber et al., offenbart. Der Wirkmechanismus solcher Photosensibilisatoren ist als solcher beschrieben, der das bevorzugte Binden an Domänen in Lipid-Doppelschichten, beispielsweise an umhüllten Viren und einigen mit Viren infizierten Zellen, umfasst. Die photochemische Anregung von membrangebundenen Wirkstoffmolekülen führt zur Bildung von reaktiven Sauerstoffspezies wie Singulettsauerstoff, der eine Lipidperoxidation verursacht. Ein Problem bei der Verwendung solcher Photosensibilisatoren ist es, dass sie Zellmembranen von erwünschten Komponenten von zu dekontaminierenden Fluida, wie roten Blutkörperchen, angreifen, und der Singulettsauerstoff auch erwünschte Proteinkomponenten von Fluida, die behandelt werden, angreift. US-Patent 4,727,027, erteilt am 23. Februar 1998 an Wiesehahn, G. P. et al., offenbart die Verwendung von Furocumarinen, einschließlich Psoralen und Derivaten, für die Dekontaminierung von Blut und Blutprodukten, lehrt jedoch, dass Maßnahmen ergriffen werden müssen, um die Verfügbarkeit des gelösten Sauerstoffs und anderer reaktiver Spezies zu verringern, um das Denaturieren von biologisch aktiven Proteinen zu inhibieren. Die photochemische Inaktivierung von viralen und bakteriellen Blutverunreinigungen unter Verwendung von halogenierten Cumarinen ist in dem US-Patent 5,516,629, erteilt am 14. Mai 1996 an Park et al., dem US-Patent 5,587,490, erteilt am 24. Dezember 1996 an Goodrich Jr., R. P. et al., beschrieben, und das US-Patent Nr. 5,418,130, erteilt an Platz et al., offenbart die Verwendung von substituierten Psoralenen für die Inaktivierung von viralen und bakteriellen Blutverunreinigungen. Das letztere Patent lehrt auch die Notwendigkeit des Kontrollierens der Schädigung anderer Blutkomponenten durch freie Radikale. Das US-Patent 5,654,443, erteilt am 5. August 1997 an Wollowitz et al., lehrt neue Psoralenzusammensetzungen, die bei der photochemischen Dekontaminierung von Blut verwendet werden. Das US-Patent 5,709,991, erteilt am 20. Januar 1998 an Lin et al., lehrt die Verwendung von Psoralen für die photochemische Dekontaminierung von Thrombozytenzubereitungen und das anschließende Entfernen von Psoralen. Das US-Patent 5,120,649, erteilt am 9. Juni 1992, und das verwandte US-Patent 5,232,844, erteilt am 3. August 1993 an Horowitz et al., offenbaren auch das Bedürfnis der Verwendung von "Quenchern" in Kombination mit Photosensibilisatoren, die Lipidmembrane angreifen, und das US-Patent 5,360,734, erteilt am 1. November 1994 an Chapman et al., spricht auch das Problem des Verhinderns einer Schädigung anderer Blutkomponenten an.
Photosensibilisatoren, die Nucleinsäuren angreifen, sind im Stand der Technik bekannt. Das US-Patent 5,342,752, erteilt am 30. August 1994 an Platz et al., offenbart die Verwendung von Verbindungen auf der Basis von Acridinfarbstoffen, um die parasitäre Kontamination von Blutmaterial, das rote Blutkörperchen, Thrombozyten und Blutplasmaproteinfraktionen umfasst, zu verringern. Diese Materialien haben, obgleich sie eine ziemlich geringe Toxizität aufweisen, eine gewisse Toxizität beispielsweise gegenüber roten Blutkörperchen. Dieses Patent offenbart keine Vorrichtung für das Dekontaminieren von Blut auf einer Durchflussbasis. Das US-Patent Nr. 5,798,238, erteilt an Goodrich, Jr. et al., offenbart die Verwendung von Chinolon und Chinolonverbindungen für die Inaktivierung von vitalen und bakteriellen Verunreinigungen.
Das Binden von DNS an photoaktive Mittel wurde bei Verfahren zur Verringerung von lympozytären Populationen im Blut verwendet, wie dies in dem US-Patent Nr. 4,612,007, erteilt am 16. September 1986, und dem verwandten US-Patent Nr. 4,683,889, erteilt am 4. August 1987 an Edelson, gelehrt wird.
Es wurde berichtet, dass Riboflavin (7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin) Nucleinsäuren angreift. Die photochemische Veränderung der Nucleinsäure in Gegenwart von Riboflavin wird in Tsugita, A. et al. (1965) "Photosensitized inactivation of ribonucleic acids in the presence of riboflavin", Biochimica et Biophysica Acta 103: 360–363 und Speck, W. T. et al. (1976) "Further Observations on the Photooxidation of DNA in the Presence of Riboflavin", Biochimica et Biophysica Acta 435: 39–44 erörtert. Die Bindung von Lumiflavin (7,8,10-Trimethylisoalloxazin) an DNS wird in Kuratomi, K. et al.. (1977), "Studies on the Interactions between DNA and Flaums", Biochimica et Biophysica Acta 476: 207– 217 erörtert. Hoffmann, M. E. et al.. (1979), "DNA Strand Breaks in Mammalian Cells Exposed to Light in the Presence of Riboflavin and Tryptophan", Photochemistry and Photobiology 29: 299–303 beschreibt die Verwendung von Riboflavin und Tryptophan, um nach Aussetzen an sichtbares fluoreszierendes Licht oder Licht im nahen Ultraviolettbereich Brüche in der DNS von Säugerzellen zu induzieren. In dem Artikel ist angegeben, dass diese Wirkungen nicht auftraten, wenn entweder Riboflavin oder Tryptophan in dem Medium weggelassen wurde. In Piette, J. et al.. (1979), "Production of Breaks in Single- and Double-Stranded Forms of Bacteriophage ΦX174 DNA by Proflavine and Light Treatment", Photochemistry and Photobiology 30: 369–378, wird über DNS-Strangbrüche bei Aussetzen an Proflavin und Licht berichtet, und in Piette, J., et al.. (1981), "Alteration of Guanine Residues during Proflavine Mediated Photosensitization of DNA", Photochemistry and Photobiology 33: 325–333, wird eine Veränderung von Guaninrückständen während der durch Proflavin vermittelten Photosensibilisierung der DNS erörtert.
In J. Cadet, et al.. (1983), "Mechanisms and Products of Photosensitized Degradation of Nucleic Acids and Related Model Compounds", Israel J. Chem. 23: 420–429, wird über den Mechanismus der Wirkung durch die Erzeugung eines Singulettsauerstoffs von Bengalrosa, Methylenblau, Thionin und anderen Farbstoffen im Vergleich zu Mechanismen, bei denen die Erzeugung eines Singulettsauerstoffs nicht beteiligt ist, durch den der Angriff auf die Nucleinsäure durch Flavin- oder Pteronderivate fortschreitet, berichtet. Riboflavin wird in dieser Offenbarung beispielhaft als solches mit der Fähigkeit, Nucleinsäuren zu abzubauen, genannt. Korycka-Dahl, M., et al.. (1980), "Photodegradation of DNA with Fluorescent Light in the Presence of Riboflavin, and Photoprotection by Flavin Triplet-State Quenchers", Biochimica et Biophysica Acta 610: 229–234 offenbaren auch, dass die aktiven Sauerstoffspezies nicht direkt an der DNS-Spaltung durch Riboflavin beteiligt sind. Peak, J. G., et al.. (1984), "DNA Breakage Caused by 334-nm Ultraviolet Light is Enhanced by Naturally Occurring Nucleic Acid Components and Nucleotide Coenzymes", Photochemistry and Photobiology 39: 713–716, erforschen des weiteren den Mechanismus der Wirkung von Riboflavin und anderer Photosensibilisatoren. Es wird jedoch kein Vorschlag gemacht, dass solche Photosensibilisatoren für das Dekontaminieren von medizinischen Fluida verwendet werden.
Vorrichtungen für das Dekontaminieren von Blut wurden im US-Patent Nr. 5,290,221, erteilt am 1. März 1994 an Wolfe, Jr. et al., und im US-Patent Nr. 5,536,238, erteilt am 16. Juli 1996 an Bischof, beschrieben. Das US-Patent Nr. 5,290,221 offenbart die Bestrahlung von Fluid in einem relativ engen, bogenförmigen Spalt. Das US-Patent 5,536,238 offenbart Vorrichtungen, bei denen optische Fasern verwendet werden, die sich in ein Filtrierungsmedium erstrecken. Beide Patente empfehlen Bezoporphyrinderivate, die eine Affinität für Zellwände haben, als Photosensibilisatoren.
Im US-Patent Nr. 5,527,704, erteilt am 18. Juni 1996 an Wolf, Jr., wird eine Vorrichtung zum Inaktivieren von Viren, die in einem Körperfluid in einem Behälter enthalten sind, unter Verwendung von Methylenblau als Photosensibilisator erörtert. Das Körperfluid wird während der Bestrahlung in einem statischen Zustand innerhalb des Behältnisses gehalten. Im US-Patent Nr. 5,868,695, erteilt am 9. Februar 1999 an Wolf Jr. et al., wird ein System offenbart, bei dem Blut, das ein photoaktives Material enthält, in einem vorbestimmten Fließpfad wie einer Serpentine in einem engen Spalt in einer Behandlungskammer gelenkt wird. Die veröffentlichte PCT-Anmeldung Nr. WO 96/06647 offenbart das Bestrahlen eines Produkts in einer Anordnung von Leuchtdioden, die von einem Fluid umgeben sind, das verwendet wird, um ein Überhitzen der Diode zu verhindern.
In den US-Patenten 5,360,734, erteilt am 1. November 1994 an Chapman et al., und 5,597,722, erteilt am 28. Januar 1997 an Chapman et al., wird die Behandlung einer Blutkomponente, die rote Blutkörperchen und Plasmaproteine enthält, mit einem photoaktiven Mittel wie Pyrrolmacrocyclen, Psoralenen oder Methylenblau nach Entfernen eines Teils der Plasmaproteine erörtert. Es ist erforderlich, zu verhindern, dass die behandelte Blutkomponente während eines Zeitraums (drei bis achtzehn Stunden) nach der Behandlung Plasmaproteine kontaktiert, um zu verhindern, dass sich die behandelten Zellen an IgG-Proteine in dem Plasma binden. Die Gegenwart von IgG hat verschiedene negative Wirkungen, einschließlich der Störung von üblicherweise verwendeten serologischen und diagnostischen Testverfahren.
Die US-Patentanmeldung 09/119,666 und die Continuation-in-part-Anmeldung 09/357,188 und WO 00/04930 offenbaren die Verwendung von endogenen und endogenbasierten Photosensibilisatoren, einschließlich 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, um Mikroorganismen in einer Vielzahl von Fluida, einschließlich Blut und Blutprodukten, zu inaktivieren, offenbaren jedoch nicht das Entfernen von Plasma aus den Fluida.
Die US-Patentanmeldung 09/420,652 offenbart Isoalloxazinderivate zum Neutralisieren von Mikroorganismen, offenbart jedoch nicht das Entfernen von Plasma aus Fluida.
Kurze Zusammenfassung der Erfindung
Verfahren und Vorrichtungen werden zur Behandlung eines Fluids zur Verfügung gestellt, um mindestens einige der Mikroorganismen, die in diesem vorhanden sein können, zu inaktivieren, wobei das Fluid ein Blutbestandteil ist, der rote Blutkörperchen enthält. Eines dieser Verfahren umfasst:

(a) Verringern des prozentualen Gehalts des Plasmas in dem Fluid auf etwa 0% bis etwa 20% des Gesamtvolumens des Fluids;
(b) Mischen einer in der Inaktivierung wirksamen, im Wesentlichen nicht toxischen Menge eines Photosensibilisators, der ein endogenes Alloxazin ist, ausgewählt aus 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, 7,8,10-Trimethylisoalloxazin, 7,8-Dimethylalloxazin, Isoalloxazin-Adenin-Dinucleotid und Al loxazinmononucleotid oder eines endogenbasierten Derivatalloxazins mit dem Fluid; und
(c) Aussetzen des Fluids an Lichtstrahlung einer ausreichenden Wellenlänge und Energie, um den Photosensibilisator zu aktivieren, wodurch die Mikroorganismen inaktiviert werden.

Es wurde herausgefunden, dass das Verringern des Plasmagehalts in dem Fluid die Inaktivierung von Mikroorganismen unter Verwendung von endogenen oder endogenbasierten Derivatalloxazinen verbessert, wobei ein geringerer Gehalt an Alloxazin erforderlich ist, um das gleiche Niveau der Inaktivierung der Mikroorganismen zu erreichen, wobei der Zeitraum verringert wird, der für ein gewünschtes Niveau der Inaktivierung erforderlich ist, wobei die Lichtdosis verringert wird, die für ein gewünschtes Niveau der Inaktivierung erforderlich ist und wobei der Bedarf an ultraviolettem Licht, um ein gewünschtes Niveau der Inaktivierung zu erreichen, verringert wird.
Der Verringerungsschritt kann jedes Verfahren sein, das brauchbar ist, um die Menge an Plasma, die in einer Probe vorhanden ist, zu verringern, oder jedes Verfahren sein, das brauchbar ist, um die Menge einer bestimmten Komponente des Plasmas in einer Probe zu verringern. Ein Verfahren, das für den Verringerungsschritt brauchbar ist, ist das Verdünnen des Fluids mit einer Verdünnungslösung. Dies verringert den Gehalt aller Plasmabestandteile. Die Verdünnungslösung, die verwendet wird, um den Plasmagehalt auf einen gewünschten Wert zu bringen, kann eine von vielen verschiedenen Lösungen sein, einschließlich physiologischer Kochsalzlösung, einem Puffer, der eine Reihe von unterschiedlichen Substanzen umfassen kann, einer Lösung, die Glucose, Phosphat oder beides enthält, die als Puffer wirken oder nicht wirken kann, einer Lösung, die Nährstoffe für eine Komponente der Probe enthält, eines Kryokonservierungsmittels; eines gerinnungshemmendes Mittels, einer Zellenlagerlösung, die im Stand der Technik bekannt sind oder entwickelt wurden, um Zellen mit geeigneten Zusatzmitteln zu versehen, damit sie gespeichert oder infiundiert werden können, oder einer anderen geeigneten Lösung. Die Lösung sollte die Inaktivierung von Mikroorganismen im Wesentlichen nicht stören oder die biologische Aktivität des Fluids im Wesentlichen nicht zerstören. So lange jegliche Störung des Inaktivierungsprozesses durch die Lösung nicht so groß ist, dass sie verhindert, dass die Inaktivierung auf einem gewünschten Niveau stattfindet, "stört" die Lösung nicht "im Wesentlichen". So lange das Fluid für seinen beabsichtigten oder natürlichen Zweck brauchbar ist, "zerstört" die Lösung die biologische Aktivität nicht "im Wesentlichen". Ausgewählte Proteine im Plasma können selektiv durch die ordnungsgemäße Auswahl von Reagenzien und Filtrierung verringert werden. Solche Reagenzien und Filterverfahren sind im Stand der Technik bekannt. Ein solcher Filter ist ein Hohlfaserfilter. Der Einstellungsschritt kann auch unter Verwendung einer mechanischen Einrichtung, wie mittels des Zentrifugierens des Fluids zur Trennung der Komponenten, Sammeln der gewünschten Komponente oder Komponenten und erneutem Suspendieren der gewünschten Komponente oder Komponenten in einer geeigneten Lösung durchgeführt werden. Der Prozess kann mehr als einmal durchgeführt werden, um das gewünschte Niveau der Plasmaeinstellung zu erreichen. Der Prozess kann unter Verwendung von Schwerkraft zur Trennung der Komponenten durchgeführt werden. Der Einstellungsschritt kann auch das Waschen des Fluids ein oder mehrere Male, wie dies im Stand der Technik bekannt ist, umfassen. Das Waschen besteht im Allgemeinen aus der Zugabe einer Lösung, um den Gehalt an Plasma im extrazellulären Raum zwischen den Zellen zu verringern. Das Fluid kann beispielsweise mit einer Reinigungsmittellösung oder physiologischer Kochsalzlösung gewaschen werden.
Bei einer Ausführungsform der Erfindung kann die Menge einer Komponente des Plasmas, beispielsweise Bilirubin oder Albumin, selektiv verringert werden. Die Menge an Bilirubin in einer Probe kann mittels Filtrierung durch Harzpatronen oder Waschen oder Vorbestrahlung mit 447 nm Licht zum Zerlegen des Bilirubins oder mittels eines beliebigen anderen im Stand der Technik bekannten Verfahrens verringert werden. Alternativ kann die Menge des Gesamtplasmas in der Probe verringert werden. Beide dieser Ausführungsformen sollen von Begriffen wie "Verringerung des Prozentsatzes des Plasmas" und dergleichen umfasst werden.
Der Mischschritt kann vor, nach oder gleichzeitig mit dem Verringerungsschritt stattfinden.
Der Photosensibilisator kann eine photoaktivierbare Verbindung sein, deren photolytische Produkte (wenn vorhanden) von geringer oder keiner Toxizität für Menschen oder Tiere sind. Der bevorzugteste Photosensibilisator ist 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin.
Der Prozentsatz des Plasmas in dem Fluid bei den erfindungsgemäßen Verfahren wird auf etwa 0% bis etwa 20% verringert, um die Wirkung einer wesentlichen Verbesserung der Inaktivierung von Mikroorganismen im Vergleich zu einem Fluid der gleichen Zusammensetzung zur Verfügung zu stellen, bei der der Prozentsatz des Plasmas nicht verringert worden ist. Die Verbesserung der Inaktivierung von Mikroorganismen bedeutet, dass die Lichtdosis, die für einen gewünschten Grad der Inaktivierung erforderlich ist, niedriger ist, der Wellenlängenbereich des Lichts, das zur Inaktivierung einer gewünschten Anzahl von Mikroorganismen erforderlich ist, enger ist, die Menge des erforderlichen Photosensibilisators niedriger ist, der Zeitraum, der für die Inaktivierung einer gewünschten Menge an Mikroorganismen erforderlich ist, kürzer ist als dies bei einem Fluid der gleichen Zusammensetzung erforderlich ist, bei dem der Prozentsatz des Plasmas nicht verringert worden ist, oder eine Kombination dieser Wirkungen.
Die Lichtstrahlung kann Licht im sichtbaren Spektrum, im ultravioletten Spektrum oder Licht in sowohl dem sichtbaren als auch dem ultravioletten Spektrum umfassen. Jede geeignete Wellenlänge oder Wellenlängen des Lichts kann bzw. können in einem beliebigen Verhältnis und mit einer beliebigen Energie verwendet werden, die den gewünschten Grad der Inaktivierung von Mikroorganismen erzeugen. Beispielsweise kann etwa die Hälfte des Lichts im sichtbaren Spektrum und etwa die Hälfte des Lichts im ultravioletten Spektrum liegen. Alternativ können etwa ein Drittel des Lichts in einem spektralen Bereich liegen und die anderen zwei Drittel des Lichts in dem anderen spektralen Bereich liegen. Bei einer Ausführungsform der Erfindung werden zwei Lichtquellen (oder zwei Anordnungen von Lichtquellen) verwendet, um zwei Wellenlängen von Licht zur Verfügung zu stellen. Wie hier verwendet, bedeutet "Wellenlänge" nicht notwendigerweise eine diskrete Wellenlänge. Wellenlänge kann einen Bereich von etwa ± 100 nm, um eine Wellenlänge herum zentriert, umfassen. Vorzugsweise wird dann, wenn ultraviolettes Licht verwendet wird, die Menge an ultraviolettem Licht auf einem Niveau gehalten, das die Schädigung der gewünschten Fluidkomponenten auf ein Minimum herabsetzt. Im Allgemeinen wird dies unter Verwendung von 50 oder weniger ultraviolettem Licht, bezogen auf die zugeführte Gesamtlichtenergie, erreicht.
Das den Photosensibilisator enthaltene Fluid wird der Lichtstrahlung der geeigneten Wellenlänge ausgesetzt, um den Photosensibilisator unter Verwendung einer Menge an Lichtstrahlung zu aktivieren, die ausreicht, um den Photosensibilisator, wie hier beschrieben, zu aktivieren, aber weniger als derjenigen, die eine nichtspezifische Schädigung der biologischen Komponenten verursachen würde oder die biologische Aktivität von anderen in dem Fluid vorhandenen Proteinen wesentlich stören würde. Die verwendete Wellenlänge hängt von dem gewählten Photosensibilisator und der Zusammensetzung des Fluids ab, wie dies im Stand der Technik bekannt ist oder leicht ohne übertriebene Experimente in Befolgung der hier offenbarten Lehren bestimmbar ist. Eine nichtspezifische Schädigung ist eine Schädigung, die alle Komponenten schädigt.
Die Lichtstrahlung in sowohl dem ultravioletten als auch dem sichtbaren Spektrum kann gleichzeitig oder aufeinanderfolgend zugeführt werden, wobei der sichtbare Anteil vorzugsweise zuerst zugeführt wird. Die Lichtstrahlungsquelle kann eine einfache Lampe sein oder aus mehreren Lampen bestehen, die mit unterschiedlichen Wellenlängen strahlen. Die Lichtstrahlungsquelle sollte eine ausreichende Menge Licht zuführen können, um den Photosensibilisator zu aktivieren, vorzugsweise etwa 100 bis mindestens etwa 200 J/cm².
Das erfindungsgemäße Verfahren kann unter Verwendung einer Vorrichtung für die Inaktivierung von Mikroorganismen, die in einem Fluid vorhanden sein können, mit einem endogenen oder endogenbasierten Derivatphotosensibilisator wie hier angegeben, durchgeführt werden, die umfasst:

(a) eine Lichtquelle, die Licht einer geeigneten Wellenlänge und Intensität abgibt, um den endogenen oder endogenbasierten Derivatphotosensibilisator zu aktivieren;
(b) eine Einrichtung zum Aufrechterhalten des Fluids und einer wirksamen Menge eines endogenen oder endogenbasierten Derivatphotosensibilisators in dem Lichtpfad während eines ausreichenden Zeitraums, um das gewünschte Niveau der Inaktivierung zu erzielen.

Die Einrichtung zum Aufrechterhalten des Fluids und einer wirksamen Menge eines endogenen oder endogenbasierten Derivatphotosensibilisators in dem Lichtweg kann eine Trägeroberfläche, die im Wesentlichen parallel zur Lichtquelle ist, eine Küvette und ein Durchflusssystem oder eine andere im Stand der Technik bekannte Einrichtung aufweisen.
Bei der Durchführung des erfindungsgemäßen Verfahrens ist auch ein System zur Behandlung eines Fluids mit einem endogenen oder endogenbasierten Derivat photosensibilisators, um Mikroorganismen zu inaktivieren, die darin vorhanden sein können, brauchbar, das umfasst:

(a) ein Behältnis, das das Fluid mit dem gewünschten Plasmagehalt, mindestens eine wirksame Menge des endogenen Photosensibilisators oder des endogenbasierten Derivatphotosensibilisators und wahlweise ein oder mehrere Zusatzmittel enthält, wobei das Behältnis eine lichtdurchlässige Oberfläche aufweist, die ausreicht, um das darin enthaltene Fluid einer Menge an Lichtstrahlung auszusetzen, die ausreicht, um den Photosensibilisator zu aktivieren;
(b) mindestens eine Lichtstrahlungsquelle, die in Lichtverbindung mit dem Behältnis steht, wobei die Quelle eine geeignete Wellenlänge und Intensität erzeugen kann, um den endogenen Photosensibilisator oder den endogenbasierten Derivatphotosensibilisator zu aktivieren, wodurch die vorhandenen Mikroorganismen inaktiviert werden.

Es wird auch ein System für die Inaktivierung von Mikroorganismen in einem Fluid zur Verfügung gestellt, das solche Mikroorganismen enthält, gemäß der Erfindung, das umfasst:

(a) eine Einrichtung zur Verringerung des Plasmagehalts des Fluids;
(b) eine Einrichtung zum Mischen einer wirksamen Menge eines endogenen Photosensibilisators oder eines endogenbasierten Derivatphotosensibilisators wie hier definiert mit dem Fluid, das in Fluidverbindung mit der Einrichtung steht, um den Plasmagehalt des Fluids zu verringern;
(c) ein lichtdurchlässiges Behältnis für das Fluid, das in Fluidverbindung mit der Einrichtung zur Zugabe des Photosensibilisators und der Einrichtung zur Verringerung des Plasmagehalts steht und das eine Tiefe und eine Länge besitzt, die ausgewählt sind, um das Aussetzen des Fluids von Schritt (b) darin an eine Menge der Lichtstrahlung zu gestatten, die ausreicht, um den Photosensibilisator mit einer gewählten Strömungsrate zu aktivieren.
(d) eine Einrichtung zur Erzeugung der gewählten Strömungsrate des Fluids durch das Behältnis; und
(e) mindestens eine Lichtstrahlungsquelle, um dem Fluid in dem Behältnis eine ausreichende Lichtstrahlung eines Typs und einer Menge, die zur Aktivierung des Photosensibilisators ausgewählt werden, zur Verfügung zu stellen.

Auch ein System zum Behandeln des Fluids zur Inaktivierung von Mikroorganismen, die darin vorhanden sein können, gemäß der Erfindung wird zur Verfügung gestellt, das umfasst:

(a) eine Einrichtung zur Verringerung des Prozentsatzes des Plasmas in dem Fluid;
(b) eine Einrichtung zum Zugeben einer wirksamen Menge eines Photosensibilisators wie hier definiert zu dem Fluid;
(c) ein lichtdurchlässiges Behältnis zur Aufnahme des Fluids und des Photosensibilisators mit einer Tiefe, die das Aussetzen des Fluids an eine Menge der Lichtstrahlung gestattet, die ausreicht, um den Photosensibilisator zu aktivieren;
(d) eine Einrichtung zum Schütteln des Behältnisses;
(e) mindestens eine Lichtstrahlungsquelle, um dem Fluid in dem Behältnis eine ausreichende Lichtstrahlung eines Typs und einer Menge zuzuführen, die ausgewählt werden, um den Photosensibilisator zu aktivieren, wodurch Mikroorganismen inaktiviert werden.

Das lichtdurchlässige Behältnis kann ein durchsichtiger Kunststoffbeutel, ein durchsichtiges Kunststoffbehältnis mit starren Wänden oder ein anderes im Stand der Technik bekanntes Behältnis sein. Die Bewegung kann durch einen Rütteltisch oder eine andere in der Technik bekannte Bewegungsvorrichtung erfolgen.
Im Zusammenhang der Erfindung ist auch ein Verfahren zum Sammeln eines Fluids mit einem verringerten Gehalt an Mikroorganismen, die darin vorhanden sein können, brauchbar, wobei das Fluid eine Blutkomponente enthält, die rote Blutkörperchen enthält, wobei das Verfahren umfasst:

(a) Verbringen des Fluids in ein lichtdurchlässiges Behältnis;
(b) Zugeben eines endogenen oder endogenbasierten, photoaktiven Derivatmaterials wie hier definiert;
(c) Verringern des Plasmagehalts in der Blutkomponente auf etwa 0% bis etwa 20%;
(d) Aussetzen des Fluids an eine Strahlung einer ausreichenden Wellenlänge und Intensität, um Mikroorganismen zu inaktivieren, die in der Blutkomponente vorhanden sein können.

Eine Vorrichtung zum Sammeln eines Fluids mit einem verringerten Gehalt an Mikroorganismen, die darin vorhanden sein können ist ebenwenn brauchbar, wobei das Fluid eine Blutkomponente enthält, die rote Blutkörperchen aufweist, wobei die Vorrichtung umfasst:

(a) ein lichtdurchlässiges Behältnis, das ein endogenes oder endogenbasiertes, photoaktives Derivatmaterial wie hier definiert und ein geeignetes Volumen einer Lösung zur Einstellung des Plasmagehalts in der Blutkomponente auf etwa 0% bis etwa 20% enthält.
(b) eine Lichtquelle, die Licht einer geeigneten Wellenlänge und Intensität abgibt, um Mikroorganismen, die in dem Fluid vorhanden sein können, zu inaktivieren.

Wie hier verwendet, bedeutet der Ausdruck "Inaktivierung eines Mikroorganismus" das vollständige oder teilweise Verhindern, dass sich der Mikroorganismus vermehrt, entweder durch Abtöten des Mikroorganismus oder durch anderweitiges Stören seiner Fähigkeit, sich zu vermehren.
Mikroorganismen umfassen Viren (sowohl extrazellulär als auch intrazellulär), Bakterien, Bakteriophagen, Pilze, durch Blut übertragene Parasiten und Protozoen. Beispielhafte Viren umfassen den erworbenen Immunschwächevirus (HIV), Hepatitis-A, Hepatitis-B und Hepatitis-C Viren, Sindbisvirus, Zytomegalie-Virus, vesikuläres Stomatitisvirus, Herpes-simplex-Viren, z.B. Typ I und Typ II, humane T-lymphotrope Retroviren, HTLV-III, Lymphadenopathie-Virus LAV/IDAV, Parvovirus, durch Transfusion übertragenes (TT) Virus, Epstein-Barr-Virus und andere im Stand der Technik bekannte Viren. Bakteriophagen umfassen ΦX174, Φ6, λ, R17, T₄, und T₂. Beispielhafte Bakterien umfassen P. aeruginosa, S. aureus, S epidermis, L. monocytogenes, E. coli, K pneumonia und S. marcescens.
Die Inaktivierung von weißen Blutkörperchen kann wünschenswert sein, wenn die Unterdrückung einer Immun- oder Autoimmunantwort gewünscht wird, z.B. bei Verfahren, die die Transfusion von roten Blutkörperchen, Thrombozyten oder Plasma umfassen, wenn weiße Blutkörperchen des Spenders vorhanden sein können. Das offenbarte Verfahren kann zur Inaktivierung von weißen Blutkörperchen verwendet werden.
Materialien, die mit den erfindungsgemäßen Verfahren behandelt werden können, umfassen alle Materialien, die für eine Lichtstrahlung ausreichend durchlässig sind, um für ausreichendes Licht zu sorgen, um die Inaktivierung von Mikroorganismen zu erreichen, oder die in Fluida suspendiert oder gelöst werden können, die eine solche Durchlässigkeit für Lichtstrahlung aufweisen. Beispiele solcher Materialien sind Blutbestandteile, z.B. gepackte rote Blutkörperchen.
Der Begriff "biologisch aktiv" bedeutet die Fähigkeit, eine Änderung in einem lebenden Organismus oder einer Komponente desselben zu bewirken. In gleicher Weise bedeutet "nichttoxisch" mit Bezug auf die Photosensibilisatoren eine geringe oder keine Toxizität für Menschen und andere Säuger und bedeutet nicht nichttoxisch für die Mikroorganismen, die inaktiviert werden. "Beträchtliche Zerstörung" der biologischen Aktivität bedeutet mindestens eine so starke Zerstörung wie sie von Porphyrin und Porphyrinderivaten, -metaboliten und -vorläufern verursacht wird, von denen bekannt ist, dass sie eine schädigende Wirkung auf biologisch aktive Proteine und Zellen von Menschen und Säugern haben. In ähnlicher Weise bedeutet "im Wesentlichen nichttoxisch" weniger toxisch als Porphyrin, Porphyrinderivate, -metabolite und -vorläufer, die für die Sterilisierung von Blut bekannt sind.
Dekontaminierungsverfahren dieser Erfindung, bei denen endogene Photosensibilisatoren und endogenbasierte Photosensibilisatorderivate verwendet werden, zerstören die biologische Aktivität von anderen Fluidkomponenten als den Mikroorganismen nicht wesentlich. Soviel der biologischen Aktivität dieser Komponenten wie möglich wird beibehalten, obgleich in manchen Fällen, wenn die Verfahren optimiert sind, ein gewisser Verlust an biologischer Aktivität, z.B. eine Denaturierung der Proteinkomponenten gegen eine wirksame Dekontaminierung des Fluids abgewogen wird. So lange Fluidkomponenten eine ausreichende biologische Aktivität, die für ihren beabsichtigten oder natürlichen Zweck brauchbar ist, beibehalten, werden ihre biologischen Aktivitäten nicht als "im Wesentlichen zerstört" erachtet.
Es ist bekannt, dass Photosensibilisatoren für die Inaktivierung von Mikroorganismen brauchbar sind. Ein "Photosensibilisator" wird als Verbindung definiert, die die Strahlung einer oder mehrerer definierter Wellenlängen absorbiert und anschließend die absorbierte Energie verwendet, um ein chemisches Verfahren durchzuführen. Photosensibilisatoren dieser Erfindung umfassen Verbindungen, die sich vorzugsweise an Nucleinsäuren adsorptiv anlagern, wobei sie so ihre photodynamische Wirkung auf Mikroorganismen und Viren mit geringer oder keiner Wirkung auf die begleitenden Zellen oder Proteine konzentrieren. Am meisten bevorzugt sind endogene Photosensibilisatoren. Der Begriff "endogen" bedeutet in einem menschlichen oder Säugerkörper natürlich entweder als Folge der Synthese durch den Körper oder aufgrund der Aufnahme als wesentliches Nahrungsmittel (z.B. Vitamine) oder der in vivo Bildung von Metaboliten und/oder Nebenprodukten gefunden. Die bei der Erfindung verwendeten, endogenen Photosensibilisatoren sind die Alloxazine 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin (Riboflavin), 7,8,10-Trimethylisoalloxazin (Lumiflavin), 7,8-Dimethylalloxazin (Lumichrom), Isoalloxazin-Adenin-Dinucleotid (Flavin-Adenin-Dinucleotid [FAD]) und Alloxazinmononucleotid (auch als Flavinmononucleotid [FMN] und Riboflavin-5-phosphat bekannt). Der Begriff "Alloxazin" umfasst Isoalloxazine. Endogenbasierte Derivatalloxazine umfassen synthetisch hergeleitete Analoga und Homologa von endogenen Photosensibilisatoren, die niedere (1-5)-Alkyl- oder Halogensubstituenten der Photosensibilisatoren, von denen sie abgeleitet sind und die die Funktion und wesentliche Nichttoxizität davon aufrechterhalten, aufweisen oder nicht aufweisen können. Wenn endogene Photosensibilisatoren verwendet werden, insbesondere wenn solche Photosensibilisatoren nicht inhärent toxisch sind oder keine toxischen Photoprodukte nach der Lichtstrahlung ergeben, ist kein Entfernungs- oder Reinigungsschritt nach der Dekontaminierung erforderlich.
Nichtendogene Photosensibilisatoren auf der Grundlage von endogenen Strukturen, wie diejenigen, die in der US-Patentanmeldung 09/420,652 beschrieben sind, sind auch umfasst. Diese nichtendogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren werden hier als endogenbasierte Derivatphotosensibilisatoren bezeichnet.
Wie hier verwendet bedeutet "Pulver" ein getrocknetes Medium, einschließlich Pulver oder Vorformling. Wenn ein getrocknetes Medium einer Substanz hier beschrieben wird, ist auch beabsichtigt, dass eine Lösung oder Suspension des Pulvers in einem geeigneten Lösungsmittel verwendet werden kann, und vice versa.
Das Verfahren dieser Erfindung erfordert das Mischen des Photosensibilisators mit dem zu dekontaminierenden Material. "Zugeben" soll das Mischen des Fluids mit dem Photosensibilisator umfassen. Das Mischen kann durch die einfache Zugabe des Photosensibilisators oder einer Lösung, die den Photosensibilisator enthält, zu einem zu dekontaminierenden Fluid erfolgen. Bei einer Ausführungsform wird das zu dekontaminierende Material, dem ein Photosensibilisator zugegeben worden ist, an einer Lichtstrahlungsquelle vorbeiströmen gelassen, und die Strömung des Materials sorgt im Allgemeinen für eine ausreichende Turbulenz, um den Photosensibilisator in dem gesamten zu kontaminierenden Fluid zu verteilen. Bei einer anderen Ausführungsform werden das Fluid und der Photosensibilisator in ein lichtdurchlässiges Behältnis verbracht und im Chargenmodus, vorzugsweise während des Schüttelns des Behältnisses, um den Photosensibilisator vollständig zu verteilen und das gesamte Fluid der Strahlung auszusetzen, bestrahlt.
Die Menge des mit dem Fluid zu mischenden Photosensibilisators ist eine Menge, die ausreicht, um die Mikroorganismen darin angemessen zu inaktivieren, aber weniger als eine (für Menschen oder andere Säuger) toxische oder unlösliche Menge. Eine typische Menge beträgt etwa 50 bis etwa 150 Mikromol. Überschüssiger Photosensibilisator kann verwendet werden, so lange die Konzentration nicht so hoch ist, dass der Photosensibilisator verhindert, dass Licht mit einer brauchbaren Intensität die gewünschte Tiefe erreicht. Wie hier gelehrt, können die optimalen Konzentrationen für gewünschte Photosensibilisatoren von Fachleuten leicht ohne übermäßige Experimente bestimmt werden. Vorzugsweise wird der Photosensibilisator in einer Konzentration von mindestens etwa 1 Mikromol verwendet. Die optimale Konzentration des Photosensibilisators variiert in Abhängigkeit von dem Ausmaß, in dem Plasma entfernt wird. Wenn rote Blutkörperchen mit Riboflavin behandelt werden, beträgt eine brauchbare Konzentration von Riboflavin etwa 1 bis 200 Mikromol und eine bevorzugte Konzentration des Riboflavins beträgt etwa 50 bis 150 Mikromol, wenn der Plasmagehalt etwa 0 bis 5% des Gesamtvolumens der Lösung beträgt.
Der aktivierte Photosensibilisator kann vorhandene Mikroorganismen, z.B. durch Stören, inaktivieren, um ihre Vermehrung zu verhindern. Eine Spezifizität der Wirkung des Photosensibilisators wird durch die enge Nähe des Photosensibilisators zu der Nucleinsäure des Mikroorganismus verliehen, und dies kann sich aus dem Binden des Photosensibilisators an die Nucleinsäure ergeben. "Nucleinsäure" umfasst Ribonucleinsäure (RNS) und Desoxyribonucleinsäure (DNS). Der Photosensibilisator kann auch mit Bezug auf den zu inaktivierenden Mikroorganismus durch kovalentes Koppeln an einen Antikörper, vorzugsweise einen spezifischen monoklonalen Antikörper für den Mikroorganismus, zielgerichtet ausgewählt werden.
Das den Photosensibilisator enthaltende Fluid kann in ein lichtdurchlässiges Behältnis für die Bestrahlung strömen gelassen werden. Der Begriff "Behältnis" bezieht sich auf einen geschlossenen oder offenen Raum, der aus einem starren oder flexiblen Material bestehen kann, z.B. kann es ein Beutel oder eine Dose oder ein Trog sein. Es kann geschlossen sein oder an der Oberseite offen sein und kann an beiden Enden Öffnungen aufweisen; es kann z.B. ein Rohr oder eine Rohrleitung sein, um den Durchfluss von Fluid darin zu gestatten. Eine Küvette wurde verwendet, um eine Ausführungsform der Erfindung beispielhaft anzugeben, die ein Durchflusssystem umfasst. Sammelbeutel, wie diejenigen, die mit den Trima^TM Spectra^TM und Apherese-Systemen von GAMBRO, Inc., verwendet werden, wurden verwendet, um eine weitere Ausführungsform beispielhaft anzugeben, die die chargenweise Behandlung des Fluids umfasst.
Der Begriff "lichtdurchlässig" bedeutet, dass das Material des Behältnisses gegenüber der Lichtstrahlung der für die Aktivierung des Photosensibilisators geeigneten Wellenlänge ausreichend durchlässig ist. Bei dem Durchflusssystem besitzt das Behältnis eine Tiefe (Abmessung in der Richtung der Strahlung von der Lichtstrahlungsquelle gemessen), die ausreicht, damit die Lichtstrahlung das Behältnis angemessen durchdringen kann, um die Photosensibilisatormoleküle in jedem Abstand von der Lichtquelle zu kontaktieren und sicherzustellen, dass die Mikroorganismen in dem zu dekontaminierenden Fluid inaktiviert werden, und eine Länge (Abmessung in der Richtung der Fluidströmung), die ausreicht, um eine ausreichende Aussetzungszeit des Fluids an die Lichtstrahlung sicherzustellen. Die Materialien zur Herstellung von solchen Behältnissen mit Tiefen und Längen der Behältnisse können ohne weiteres durch einen Fachmann ohne über mäßige Experimente in Befolgung der hier enthaltenden Lehre bestimmt werden und zusammen mit der Strömungsrate des Fluids durch das Behältnis, der Intensität der Lichtstrahlung und der Absorptivität der Fluidkomponenten, z.B. Plasma, Thrombozyten, rote Blutkörperchen, bestimmen sie die Zeitspanne, die das Fluid der Lichtstrahlung ausgesetzt werden muss.
Bei einer weiteren Ausführungsform, die eine chargenweise Behandlung umfasst, wird das zu behandelnde Fluid in ein lichtdurchlässiges Behältnis verbracht, das geschüttelt und der Lichtstrahlung während eines Zeitraums ausgesetzt wird, der ausreicht, um die Mikroorganismen im Wesentlichen zu inaktivieren. Das lichtdurchlässige Behältnis ist vorzugsweise ein Blutbeutel, der aus einem durchsichtigen oder halbdurchsichtigen Kunststoff besteht, und die Rütteleinrichtung ist vorzugsweise ein Rütteltisch. Das lichtdurchlässige Behältnis kann auch ein beliebiges anderes Behältnis sein, wie ein starres Kunststoffbehältnis. Der Photosensibilisator kann dem Behältnis in Pulver- oder flüssiger Form zugegeben werden, und das Behältnis kann geschüttelt werden, um den Photosensibilisator mit dem Fluid zu mischen und um das gesamte Fluid der Lichtstrahlung ausreichend auszusetzen, um die Inaktivierung von Mikroorganismen sicherzustellen.
Der Photosensibilisator kann dem lichtdurchlässigen Behältnis getrennt von dem zu behandelnden Fluid zugegeben oder in es strömen gelassen werden oder er kann dem Fluid vor dem Verbringen des Fluids in das Behältnis zugegeben werden. Bei einer Ausführungsform wird der Photosensibilisator dem gerinnungshemmenden Mittel zugegeben, und die Mischung aus Photosensibilisator und gerinnungshemmendem Mittel werden dem Fluid zugegeben.
Verstärkungsmittel können dem Fluid auch zugegeben werden, um das Verfahren wirkungsvoller und selektiver zu machen. Solche Verstärkungsmittel umfassen Antioxidantien oder andere Mittel, um eine Schädigung der gewünschten Fluidkomponenten zu verhindern oder um die Rate der Inaktivierung der Mikroorganismen zu verbessern. Sie sind beispielhaft mit Adenin, Histidin, Cystein, Tyrosin, Tryptophan, Ascorbat, N-Acetyl-L-cystein, Propylgallat, Glutathion; Mercaptopropionylglycin, Dithiothreotol, Nicotinamid, BHT, BHA, Lysin, Serin, Methionin, Glucose, Mannitol, Trolox, Glycerol und Mischungen davon angegeben. Diese Verstärkungsmittel können in einem getrockneten Medium einschließlich Pulver- oder Vorformlingsform oder in der Form von Flüssigkeiten zugegeben werden.
Diese Erfindung umfasst auch Fluida, die rote Blutkörperchen umfassen und auch den endogenen Photosensibilisator, den endogenbasierten Derivatphotosensibilisator oder ein Photoprodukt davon enthalten, die mittels der hier beschriebenen Inaktivierungsverfahren hergestellt werden. Das Fluid kann auch inaktivierte Mikroorganismen enthalten.
Das erfindungsgemäße Verfahren betrifft eine Dekontaminierung von Fluida, die rote Blutkörperchen enthalten, es ist jedoch auch bei der Dekontaminierung von Vollblut, von Fluida, die Blutprodukte und biologisch aktive Proteine enthalten, sowie von anderen Fluida, einschließlich Fluida, die für die Ernährung von Menschen oder Tieren bestimmt sind, wie Wasser, Obst, Säfte, Milch, Brühen, Suppen oder dergleichen anwendbar. Das Verfahren kann auch für die Behandlung von Peritoneal- oder Parenterallösungen verwendet werden.
Bei Dekontaminierungssystemen dieser Erfindung kann die Lichtstrahlungsquelle mittels eines Lichtleiters wie eines Lichtkanals oder eines Faseroptikrohrs mit dem lichtdurchlässigen Behältnis für das Fluid verbunden werden, der bzw. das das Streuen von Licht zwischen der Quelle und dem Behältnis für das Fluid verhindert und, was wichtiger ist, ein beträchtliches Erwärmen des Fluids innerhalb des Behältnisses verhindert. Das direkte Aussetzen an die Lichtquelle kann die Temperaturen um bis zu 10 bis 15°C erhöhen, insbesondere wenn die Menge des an Licht ausgesetzten Fluids gering ist, was eine Denaturierung von Blutkomponenten verursachen kann. Die Verwendung des Lichtleiters hält die Erwärmung auf weniger als etwa 2°C. Das Verfahren kann auch die Verwendung von Temperatursensoren und Kühlmechanismen in Fällen, in denen es notwendig ist, umfassen, um die Temperatur unterhalb der Temperaturen zu halten, bei denen gewünschte Proteine in dem Fluid geschädigt werden. Die Kühlmechanismen können die Strömung von Luft oder Fluid sowie andere im Stand der Technik bekannte Mechanismen umfassen. Vorzugsweise wird die Temperatur auf etwa 0°C bis etwa 45°C, stärker bevorzugt etwa 22°C bis etwa 45°C, und bevorzugt etwa 40°C in Abhängigkeit von der Zusammensetzung des Fluids gehalten.
Jede beliebige Einrichtung für die Zugabe des Photosensibilisators zu dem zu dekontaminierenden Fluid und zum Verbringen des Fluids in das lichtdurchlässige Behältnis, die im Stand der Technik bekannt ist, kann verwendet werden, wobei solche Einrichtungen typischerweise Strömungskanäle, Öffnungen, Behälter, sterile Kopplungen, Ventile und dergleichen umfassen. Das System kann Einrich fungen wie Pumpen oder einstellbare Ventile zum Steuern des Flusses des Photosensibilisators in das zu dekontaminierende Fluid umfassen, so dass seine Konzentration auf einem wirksamen Niveau wie hier beschrieben gesteuert werden kann. Bei einer Ausführungsform wird der Photosensibilisator mit der Zuführung des gerinnungshemmenden Mittels zu einem Blutapheresesystem gemischt. Für endogene Photosensibilisatoren und Derivate mit Zuckerkomponenten wird der pH der Lösung vorzugsweise niedrig genug gehalten wie dies im Stand der Technik bekannt ist, um ein Ablösen der Zuckerkomponente zu verhindern. Vorzugsweise wird der Photosensibilisator dem zu dekontaminierenden Fluid in einer vorab gemischten wässerigen Lösung, z.B. in Wasser oder einer Aufbewahrungspufferlösung, zugegeben.
Der Photosensibilisator und jegliche bei Bedarf verwendeten Zusatzmittel können als getrocknetes Medium, einschließlich Pulver- oder Vorformlingsform oder als Lösung in ein Behältnis verbracht werden. Gewünschte Zusatzmittel umfassen Nährstoffe oder andere Materialien wie Acetat, Glucose, Dextrose, Citrat, Pyruvat, die es den Komponenten gestatten, eine biologische Aktivität beizubehalten oder die Lagerzeit zu verbessern. Es kann wünschenswert sein, dass Thrombozyten mit Nährstoffen versehen werden, wenn die Plasmakonzentration weniger als etwa 20% des Gesamtvolumens der Probe beträgt, damit die Thrombozyten aktiv bleiben. Erwünschte Zusatzmittel und der Photosensibilisator können als Pulver sterilisiert werden. Bei einer Ausführungsform werden die gewünschten Pulver vor dem Einleiten des Fluids in das Behältnis verbracht.
Wenn der Photosensibilisator und jegliche gewünschten Zusatzmittel als eine oder mehrere Lösungen in das Behältnis verbracht werden, können das Volumen und die Zusammensetzung der Lösungen) den gewünschten Prozentsatz des Plasmas in der Probe ohne weitere Zugaben von Lösung erzeugen oder der Prozentsatz des Plasmas kann vor, während oder nach dem Verbringen des Fluids in das Behältnis eingestellt werden. Die Einstellung des Prozentsatzes des Plasmas nach dem Verbringen des Fluids in das Behältnis kann durch das Einführen einer geeigneten Lösung stattfinden, nachdem sich das Fluid in dem Behältnis befindet. Die Einstellung des Prozentsatzes des Plasmas kann während des Einführens des Fluids in ein Behältnis mittels des Einführens einer geeigneten Lösung erfolgen, während das Fluid in das Behältnis verbracht wird.
Das lichtdurchlässige Behältnis für das Durchflusssystem kann eine transparente Küvette sein, die aus Polycarbonat, Glas, Quarz, Polystyrol, Polyvinylchlorid, Polyolefin oder einem anderen transparenten Material besteht. Die Küvette kann in einer Strahlungskammer mit Spiegelwänden eingeschlossen sein. Ein Lichtstrahlungsverstärker wie eine zweite Lichtstrahlungsquelle oder eine reflektierende Oberfläche kann benachbart der Küvette angeordnet werden, um die Menge an Lichtstrahlung, die das Fluid innerhalb der Küvette kontaktiert, zu erhöhen. Das System umfasst vorzugsweise eine Pumpe zum Einstellen der Strömungsrate des Fluids auf ein gewünschtes Niveau, um eine beträchtliche Dekontaminierung wie vorstehend beschrieben sicherzustellen. Die Küvette besitzt eine Länge, die mit der Strömungsrate durch sie hindurch koordiniert ist und die ausreichend ist, um das darin enthaltene Fluid einer ausreichenden Lichtstrahlung auszusetzen, um eine beträchtliche Dekontaminierung desselben durchzuführen.
Die Küvette ist auch vorzugsweise um einen ausreichenden Abstand von der Lichtquelle beabstandet, damit kein Erwärmen des Fluids in der Küvette auftritt und Licht von der Lichtquelle zur Küvette mittels eines Lichtleiters übertragen wird.
Bei einer weiteren Ausführungsform wird das Fluid in ein lichtdurchlässiges Behältnis wie einen Blutbeutel verbracht, wie er beispielsweise bei dem im US-Patent Nr. 5,653,887 beschriebenen Apheresesystem verwendet wird, und geschüttelt, während es der Lichtstrahlung ausgesetzt wird. Geeignete Beutel umfassen Sammelbeutel wie sie hier beschrieben sind. Sammelbeutel, die bei dem Spectra^TM-System oder dem Trima^TM-Apheresesystem von GAMBRO Inc. verwendet werden, sind besonders brauchbar. Rütteltische sind im Stand der Technik bekannt, wie sie z.B. im US-Patent 4,880,788 beschrieben sind. Der Beutel ist mit mindestens einer Öffnung versehen, um Fluid zuzugeben. Bei einer Ausführungsform wird der Photosensibilisator, vorzugsweise 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, dem mit Fluid gefüllten Beutel als getrocknetes Medium, einschließlich Pulver- oder Vorformlingsform, zugegeben. Der Beutel wird dann auf einen Rütteltisch verbracht und unter Lichtstrahlung geschüttelt, bis im Wesentlichen das gesamte Fluid der Lichtstrahlung ausgesetzt wurde. Alternativ kann der Beutel mit dem darin enthaltenen pulverförmigen Photosensibilisator vorab gepackt werden. Das zu dekontaminierende Fluid kann dann durch die entsprechende Öffnung zugegeben werden.
Dekontaminierungssysteme wie vorstehend beschrieben können als eigenständige Einheiten konstruiert werden oder können ohne weiteres in im Stand der Technik bekannte, bestehende Vorrichtungen eingebaut werden, die Blut, das einem Patienten entnommen oder diesem zugeführt wird, abtrennen oder behandeln. Solche Bluthandhabungsvorrichtungen umfassen beispielsweise die GAMBRO Spectra^TM oder TRIMA^® Apheresesysteme, die von der GAMBRO Inc., Lakewood, CO, erhältlich sind, oder die Vorrichtungen, die im US-Patent 5,653,887 und US Serial No. 08/924,519, eingereicht am 5. September 1997 (PCT-Veröffentlichung Nr. WO 99/11305) der GAMBRO, Inc., beschrieben sind, sowie die Apheresesysteme anderer Hersteller. Das Dekontaminierungssystem kann genau stromabwärts des Punkts eingefügt werden, an dem Blut einem Patienten oder Spender abgenommen wird oder genau vor dem Einführen des Blutprodukts in einen Patienten oder an einem beliebigen Punkt vor oder nach dem Abtrennen der Blutbestandteile eingefügt werden. Das Plasma kann an einem beliebigen Punkt eingestellt werden, bevor das Fluid der Strahlung ausgesetzt wird. Der Photosensibilisator wird den Blutkomponenten zusammen mit dem gerinnungshemmenden Mittel bei einer bevorzugten Ausführungsform zugegeben und separate Strahlungsquellen und Küvetten werden stromabwärts der Sammelpunkte für die Thrombozyten, für das Plasma und für die roten Blutkörperchen angeordnet. Die Verwendung von drei getrennten Blutdekontaminierungssystemen ist gegenüber der Anordnung eines einzigen Blutdekontaminierungssystems stromaufwärts des Bluttrennungsgefäßes eines Apheresesystems bevorzugt, da die niedrigeren Strömungsraten in den getrennten Komponentenleitungen die Bestrahlung erleichtern. Bei anderen Ausführungsformen können die Dekontaminierungssysteme dieser Erfindung verwendet werden, um zuvor gesammelte und gelagerte Blutprodukte zu verarbeiten.
Wenn rote Blutkörperchen in dem Fluid, das behandelt wird, vorhanden sind, kann, wie für Fachleute ersichtlich ist, das Fluid verdünnt werden, einer höheren Strahlungsenergie während längerer Zeiträume ausgesetzt werden, während längerer Zeiträume geschüttelt werden oder der Lichtstrahlung in flacheren Behältnisses oder Leitungen ausgesetzt werden als es für die Verwendung mit anderen Blutkomponenten notwendig ist, um die Absorption von Licht durch die Zellen auszugleichen.
Die hier offenbarten endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren können bei bereits bestehenden Blutkomponentendekontaminierungssystemen sowie bei dem hier offenbarten Dekontaminierungssystem verwendet werden. Beispielsweise können die endogenen Photosensibilisatoren und die endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren dieser Erfindung bei den Dekontaminierungssystemen verwendet werden, die in den US-Patenten Nr. 5,290,221, 5,536,238, 5,290,221 und 5,536,238 beschrieben sind.
Ein Lichtstrahlungsverstärker wie eine reflektierende Oberfläche kann bei einem Verfahren oder einer Vorrichtung der Erfindung ebenfalls vorgesehen werden. Das Licht kann geführt werden, um auf jede beliebige Weise auf das Fluid aufzutreffen, darunter das Anordnen des Fluids in dem Lichtweg der Lichtquelle unter Verwendung eines Lichtleiters oder anderer Verfahren. Die erfindungsgemäßen Vorrichtungen können auch Komponenten wie einen Temperaturmonitor, eine Temperatursteuereinrichtung, eine Einrichtung zum Strömenlassen des Fluids in das und aus dem Behältnis, eine Einrichtung zum Schütteln des Fluids in dem Behältnis und andere gewünschte Komponenten umfassen, um die verschiedenen Aspekte des Systems zu steuern. Die Temperatursteuereinrichtung kann ein Gebläse sein, das in Richtung auf die Lichtquelle, in Richtung auf das Fluid oder auf beides gerichtet ist. Eine oder mehrere Temperatursteuereinrichtungen können verwendet werden, um unterschiedliche Komponenten auf unterschiedliche Niveaus zu kühlen.
Kurze Beschreibung der Figuren
1 zeigt das Riboflavinextinktionsspektrum.
2 zeigt eine Wechselbeziehung zwischen der Lichtextinktion und dem Hämatokrit, die für die roten Blutkörperchen beobachtet und vorhergesagt und für die Thrombozyten vorhergesagt wurde.
3 zeigt die Lichtzersetzung des Riboflavins in der gerinnungshemmenden Säure-Citrat-Dextrose-(ACD-) Lösung im Lauf der Zeit. Die ausgezogene Linie mit Kreisen gibt den Prozentsatz des ursprünglichen Riboflavins an, das bei 373 nm verbleibt. Die gepunktete Linie mit Vierecken gibt den Prozentsatz des ursprünglichen Riboflavins an, das bei 447 nm verbleibt.
4 zeigt das Übertragungsprofil von verschiedenen Kunststoffküvetten als Funktion der Wellenlänge. Die ausgezogene Linie stellt eine 3,2 mm Acrylküvette dar. Die gepunktete Linie (...) stellt eine 3,2 mm UV Acrylküvette dar. Die ge strichelte Linie (...) stellt eine 3,2 mm Polystyrol-(PS-) Küvette dar und die mit Kreuzen versehene Linie stellt eine 3,2 mm Polycarbonat-(PC-) Küvette dar.
5 zeigt den Lichtstrom, der in mW pro cm² als Funktion der Strömungsrate erforderlich ist, d.h. den Lichtstrom, der erforderlich ist, um 1 Joule/cm² einer Probe in der Küvette zuzuführen.
6 zeigt die Bluttrennungsvorrichtung, in der die erfindungsgemäße Lichtstrahlungsvorrichtung enthalten ist.
7 zeigt die erfindungsgemäße Dekontaminierungsanordnung.
23 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der ein Blutbeutel verwendet wird, um das zu behandelnde Fluid und den Photosensibilisator aufzunehmen und einen Rütteltisch, um das Fluid zu schütteln, während es der Lichtstrahlung von einer Lichtquelle ausgesetzt wird.
24 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 (pfu/ml) als Funktion des Hämatokritprozentsatzes unter Verwendung von 447 nm Licht und 102 J/cm².
25 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 als Funktion des Plasmagehalts für rote Blutkörperchen, die in AS-3 mit einer Endkonzentration von 100 Mikromol Riboflavin verdünnt sind, mit 102 J/cm² und 447 nm Licht.
26 zeigt die Inaktivierung von Phi-X174 als Funktion des Plasmagehalts für rote Blutkörperchen, verdünnt in AS-3 mit einer Endkonzentration von 50 Mikromol Riboflavin, mit 102 J/cm² und 447 nm Licht.
27 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 als Funktion der Lichtenergie, die für vollständige rote Blutkörpercheneinheiten mit einem Hämatokrit von 35 bis 40%, verdünnt mit AS-3 in einem 21 Beutel mit einer Endkonzentration von 100 Mikromol Riboflavin unter Verwendung von 447 oder 470 nm Licht verwendet wird.
28 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 unter Verwendung von 447 nm Licht bei einem Hämatokrit von 10%, 40% und 60%, wobei unter Verwendung von 50 Mikromol Riboflavin die zunehmende Energie zur Einwirkung gebracht wird.
29 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 in roten Blutkörperchen mit 35% Hämatokrit, verdünnt in AS-3 und die % Hämolyse als Funktion der Aussetzungszeit an 470 nm Licht und 100 Mikromol Riboflavin.
30 zeigt die Inaktivierung von Phi-6 in roten Blutkörperchen mit 37% Hämatokrit, verdünnt in AS-3, und die % Hämolyse als Funktion der Aussetzungszeit an 447 nm Licht und 100 Mikromol Riboflavin.
31 zeigt die Inaktivierung von BVDV in roten Blutkörperchen mit 35 bis 40% Hämatokrit mit 447 nm Licht mit variierenden Energien.
32 zeigt die Proteinfaktoraktivitätsniveaus als Funktion des Energieniveaus unter Verwendung eines Stericon-Beutels, ohne Luft, mit 10 Mikromol Riboflavin.
33 zeigt die Proteinfaktoraktivitätsniveaus als Funktion des Energieniveaus unter Verwendung eines Stericon-Beutels mit Luft und 10 Mikromol Riboflavin.
34 zeigt Proteinfaktoraktivitätsniveaus als Funktion des Energieniveaus unter Verwendung eines Stericon-Beutels, mit Luft, 10 Mikromol Ascorbat und 10 Mikromol Riboflavin.
35 zeigt den spektralen Ausstoß für das bei den Experimenten verwendete "470 nm" Licht.
36 zeigt den spektralen Ausstoß für das bei den Experimenten verwendete "420 nm" Licht.
Detaillierte Beschreibung der Erfindung
Das erfindungsgemäße Dekontaminierungsverfahren unter Verwendung von endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren wird hier beispielhaft unter Verwendung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin als Photosensibilisator angegeben. Es kann jedoch jeder Photosensibilisator wie in Anspruch 1 definiert verwendet werden. Die Wellenlänge, bei der der Photosensibilisator aktiviert wird, wird wie hier beschrieben unter Verwendung von Litera turquellen oder direkter Messung bestimmt. Seine Löslichkeit in dem zu dekontaminierenden Fluid oder in einer Kombination aus Trägerfluid und zu dekontaminierendem Fluid wird ebenfalls auf diese Weise bestimmt. Die Fähigkeit der Lichtstrahlung bei der aktivierenden Wellenlänge, das zu dekontaminierende Fluid zu durchdringen, muss ebenwenn so wie hier gelehrt bestimmt werden. Der gewünschte Gehalt des Plasmas in dem Fluid wird auch wie hier beschrieben bestimmt. Geeignete Temperaturen für die Reaktion des Photosensibilisators mit seinem Substrat sowie die Temperaturbereiche, die Intensität und die Dauer der Lichtstrahlung sowie die Konzentration des Photosensibilisators, die die mikrobielle Inaktivierung optimieren und die Schädigung der gewünschten Proteine und/oder zellulären Komponenten in dem Fluid auf ein Minimum herabsetzen, werden bestimmt.
Wenn solche Systemerfordernisse für Durchflusssysteme erst einmal bestimmt worden sind, können Vorrichtungen konstruiert werden, die für die korrekten Durchflussraten, die korrekten Lichtdurchlässigkeiten, den korrekten Plasmagehalt, die korrekten Lichtwellenlängen und die korrekten Lichtintensitäten sorgen, um die Inaktivierung von in dem Fluid vorhandenen Mikroorganismen zu verursachen, wie dies hier gelehrt wird. Bei einer Ausführungsform wird der Plasmagehalt eines zu dekontaminierenden Fluids verringert, das Fluid wird mit dem Photosensibilisator gemischt und dann mit einer ausreichenden Menge an Lichtstrahlung bestrahlt, um den Photosensibilisator zu aktivieren, damit er mit den Mikroorganismen in dem Fluid derart reagiert, dass die Mikroorganismen in dem Fluid inaktiviert werden. Die Menge an Lichtstrahlung, die die Mikroorganismen in dem Fluid erreicht, wird durch Wählen einer geeigneten Lichtstrahlungsquelle, eines geeigneten Abstands der Lichtstrahlungsquelle von dem zu dekontaminierenden Fluid, der durch Verwendung von Lichtleitern erhöht werden kann, um die Lichtstrahlung direkt zu dem Behältnis für das Fluid zu führen, eines geeigneten lichtdurchlässigen Materials für das Behältnis für das Fluid, einer geeigneten Tiefe, um das vollständige Eindringen der Lichtstrahlung in das Behältnis zu gestatten, Lichtstrahlungsverstärkern wie einer oder mehreren zusätzlichen Lichtstrahlungsquellen, vorzugsweise an der der ersten Seite des Behältnisses gegenüberliegenden Seite, oder Sammelspiegeln, um Licht von der Strahlungsquelle zurück in das Behältnis zu reflektieren, geeigneter Strömungsraten für das Fluid in dem Behältnis und einer geeigneten Länge des Behältnisses, um für einen ausreichenden Zeitraum für die Inaktivierung der vorhandenen Mikroorganismen zu sorgen, gesteuert. Temperaturüberwachungs- und -steuervorrichtungen können ebenwenn erforderlich sein, um das Fluid bei einer optimalen Temperatur zu halten. 6 zeigt ein Dekontaminierungssystem dieser Erfindung als Teil einer Vorrichtung für das Abtrennen von Blutkomponenten, und 7 zeigt Details eines bevorzugten Dekontaminierungssystems.
Für Chargensysteme ist es bevorzugt, das zu dekontaminierende Fluid zusammen mit dem Photosensibilisator in Beutel, die lichtdurchlässig sind oder mindestens ausreichend lichtdurchlässig sind, zu verbringen, damit ausreichende Strahlung ihren Inhalt erreicht, um den Photosensibilisator zu aktivieren. Jedem Beutel wird eine ausreichende Menge Photosensibilisator zugefügt, um für die Inaktivierung zu sorgen, und der Beutel wird vorzugsweise während eines Zeitraums während der Bestrahlung geschüttelt, um das Aussetzen von im Wesentlichen des gesamten Fluids an die Strahlung sicherzustellen. Der Photosensibilisator kann in Pulverform zugegeben werden.
Bei dem Verfahren werden vorzugsweise endogene Photosensibilisatoren verwendet, einschließlich endogener Photosensibilisatoren, die durch Stören der Nucleinsäurereplikation wirken. 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin ist der bevorzugte Photosensibilisator zur Verwendung bei dieser Erfindung. Es wird angenommen, dass die Chemie zwischen 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin und Nucleinsäuren nicht über von Singulettsauerstoff abhängige Prozesse (d.h. Typ II Mechanismus) vonstatten geht, sondern eher durch direkte Wechselwirkungen zwischen Sensibilisator und Substrat (Typ I Mechanismus). Cadet et al. (1983) J. Chem., 23:420429, zeigen klar, dass die Wirkungen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin auf die Nichtsingulettsauerstoff-Oxidation von Guanosinresten zurückzuführen sind. Des weiteren scheinen Adenosinbasen gegenüber den Wirkungen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin plus UV-Licht empfindlich zu sein. Dies ist wichtig, da Adenosinreste gegenüber von Singulettsauerstoff abhängigen Prozessen relativ unempfindlich sind. 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin scheint keine großen Mengen an Singulettsauerstoff bei Aussetzen an UV-Licht zu erzeugen, sondern übt seine Wirkungen eher durch direkte Wechselwirkungen mit dem Substrat (z.B. Nucleinsäuren) durch Elektronenübertragungsreaktionen mit Sensibilisatorspezies im Erregungszustand aus. Da sich eine unterschiedslose Schädigung der Zellen und Proteine hauptsächlich aus Singulettsauerstoffquellen ergibt, gestattet dieser mechanistische Weg für die Wirkung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin eine größere Selektivität seiner Wirkung als im Fall mit Verbindungen wie Psoralenen, die eine beträchtliche Typ II Chemie besitzen.
7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin (Riboflavin oder Vitamin B2) absorbiert Licht von etwa 200 bis 500 nm. Der Ringsystemkern von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin ist gegenüber dem photochemischen Abbau beständig, jedoch wird die Ribitylseitenkette des Riboflavins einem photochemischen Abbau unterzogen. Die Photolyse von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin kann Lumichrom (7,8-Dimethylalloxazin) in Abhängigkeit von den Bedingungen bilden. 7,8-Dimethylalloxazin absorbiert ultraviolettes (UV-) Licht stark und absorbiert sichtbares Licht nur schwach.
Als Folge des Abbaus von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin bei Aussetzen an Licht ist bei Dekontaminierungsverfahren unter Verwendung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin eine Kombination von sichtbarem und ultraviolettem Licht bevorzugt. Da UV-Licht eine höhere Energie pro Photon aufweist als sichtbares Licht und da UV-Licht stärker als sichtbares Licht von brauchbaren Verbindungen in dem biologischen Fluid absorbiert wird, gibt es eine größere Schädigung der brauchbaren Komponenten in dem biologischen Fluid, das die Schadstoffe enthält, wenn ultraviolettes Licht in Kombination mit sichtbarem Licht verwendet wird, als wenn sichtbares Licht allein verwendet werden kann.
6 zeigt ein Blutvorrichtungs- und Apheresesystem, das die Lichtstrahlungsvorrichtungen dieser Erfindung enthält. Vollblut wird einem Apheresesystem oder einer Blutkomponententrennvorrichtung 8 zugeführt, in dem bzw. der Blut in die verschiedenen Komponententypen getrennt wird, und mindestens einer dieser Blutkomponententypen wird der Vorrichtung 8 entnommen.
In der Blutkomponententrennvorrichtung 8 wird Blut dem Spender 4 entnommen und durch einen extrakorporalen Rohrleitungskreis 10 und ein Blutbearbeitungsgefäß 12 geleitet, wobei ein vollständig geschlossenes und steriles System gebildet wird. Die Blutkomponententrennvorrichtung 8 ist mit einer Pumpe (nicht ge zeigt) verbunden. Blut strömt durch den extrakorporalen Rohrleitungskreislauf 10 und in das sich drehende Blutbearbeitungsgefäß 12. Das Blut innerhalb des Blutbearbeitungsgefäßes 12 wird in verschiedene Blutkomponententypen getrennt und diese Blutkomponententypen (Thrombozyten, Plasma, rote Blutkörperchen) werden kontinuierlich aus dem Blutbearbeitungsgefäß 12 entfernt. Blutkomponenten, die für das Sammeln nicht zurückbehalten werden (z.B. rote Blutkörperchen, weiße Blutkörperchen, Plasma) werden auch aus dem Blutbearbeitungsgefäß 12 entfernt und über den extrakorporalen Rohrleitungskreislauf 10 zu dem Spender 4 zurückgeführt.
Der Betrieb der Blutkomponententrennvorrichtung wird vorzugsweise mittels eines oder mehrerer Computerprozessoren, die dort enthalten sind, gesteuert.
Der extrakorporale Rohrleitungskreislauf 10 umfasst eine Kassettenanordnung 14 und eine Anzahl von Rohrleitungsanordnungen 20, 50, 60, 80, 90, 100, die dazwischen miteinander verbunden sind. Die Blutentnahme-/-rückführungs-Rohrleitungsanordnung 20 sorgt für eine Grenzfläche mit einer einzigen Nadel zwischen einem Spender 4 und der Kassettenanordnung 14, und die Bluteinlass-Blutkomponenten-Rohrleitungsunteranordnung 60 sorgt für eine Grenzfläche zwischen der Kassettenanordnung 14 und dem Blutbearbeitungsgefäß 12. Eine Rohrleitungsanordnung 50 mit einem gerinnungshemmenden Mittel, eine Thrombozytensammelrohrleitungsanordnung 80, eine Plasmasammelrohrleitungsanordnung 90, eine Sammelrohrleitungsanordnung 70 für rote Blutkörperchen und eine Beutelentlüftungsrohrleitungsunteranordnung 100 sind ebenwenn mit der Kassettenanordnung 14 verbunden.
Die Blutentfernungs-/-rückführungs-Rohrleitungsanordnung 20 umfasst eine Nadelunteranordnung 30, die dazwischen verbunden ist, und eine Rohrleitung 26 für das gerinnungshemmende Mittel, die mit der Rohranordnung 50 für das gerinnungshemmende Mittel über die Kassettenanordnung 14 verbunden ist.
Die Kassettenanordnung 14 umfasst eine vordere und eine hintere geformte Kunststoffplatte, die zusammen heißverschweißt sind, um ein rechteckiges Kassettenelement mit einstückigen Fluiddurchlässen zu bilden. Die Kassettenanordnung 14 umfasst des weiteren eine Anzahl von sich nach außen erstreckenden Rohrleitungsschleifen, die verschiedene einstückige Durchlässe verbinden. Die einstückigen Durchlasse sind auch mit den verschiedenen Rohrleitungsanordnungen verbunden.
Insbesondere ist die Kassettenanordnung 14 mit der Rohrleitung 26 für das gerinnungshemmende Mittel der Blutentnahme-/-rückführungs-Rohrleitungsanordnung 20 und mit der Rohrleitungsanordnung 50 für das gerinnungshemmende Mittel verbunden. Die Rohrleitungsanordnung 50 für das gerinnungshemmende Mittel umfasst eine Spike-Tropfkammer 52, die mit der Quelle 53 für das gerinnungshemmende Mittel und den Photosensibilisator verbunden werden kann, und einen Sterilisierungsfilter 56. Während des Gebrauchs führt die Rohrleitungsanordnung 50 für das gerinnungshemmende Mittel dem Blut gerinnungshemmendes Mittel, gemischt mit Photosensibilisator, zu, um jegliche Klumpenbildung in dem extrakorporalen Rohrleitungskreis 10 zu verringern oder zu verhindern. Im Stand der Technik sind viele gerinnungshemmende Mittel bekannt, wie z.B. im Kapitel 3 des AABB Technical Manual, 11. Auflage, 1993, offenbart, einschließlich ACD-A, CPD, CP2D, CPDA-1 und Heparin. Diese sowie Zellenlagerlösungen, AS-1, AS-3 und AS-5 sind alle mit den endogenen Photosensibilisatoren und den endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren, die hier beschrieben sind, kompatibel.
Die Kassettenanordnung 14 weist auch eine Verbindung mit der Blutentnahmerohrleitung der Blutentnahme-/-rückführungs-Rohrleitungsanordnung 20 auf. Blut strömt durch die Drucksensoren und einen Einlassfilter in der Kassettenanordnung 14 und von dort zu der Bluteinlassrohrleitung 62. Die Bluteinlassrohrleitung 62 ist auch mit dem Blutbearbeitungsgefäß 12 verbunden, um dorthin Vollblut für die Bearbeitung zu liefern.
Um die abgetrennten Blutkomponenten zu der Kassettenanordnung 14 zurückzuführen, umfasst die Bluteinlass-Blutkomponenten-Rohrleitungsanordnung 60 des weiteren eine Auslassrohrleitung für rote Blutkörperchen (RBC)/Plasma, eine Auslassleitung für Thrombozyten und die Auslassleitung für Plasma, die mit entsprechenden Auslassöffnungen an dem Blutbearbeitungsgefäß 12 verbunden sind. Die Auslassrohrleitung für die roten Blutkörperchen (RBC)/Plasma führt die abgetrennte rote Blutkörperchen-(RBC-)Komponente/Plasmakomponente durch die Kassettenanordnung 14 zu der Sammelrohrleitungsanordnung 70 für rote Blutkörperchen durch das erste Dekontaminierungssystem 72. Die Thrombozytenauslassrohrleitung führt die abgetrennten Thrombozyten durch die Kassettenanordnung 14 zu der Thrombozytensammelrohrleitungsanordnung 80 durch das zweite Dekontaminierungssystem 82. Die Plasmaauslassrohrleitung führt das abgetrennte Plasma durch die Kassettenanordnung 14 zu der Plasmasammelrohrleitungsanordnung 90 durch das dritte Dekontaminierungssystem 92. Nach Bestrahlung in den Dekontaminierungssystemen 72, 82 und 92 zum Aktivieren des Photosensibilisators und zum Inaktivieren von vorhandenen Mikroorganismen werden die Blutkomponenten in dem Sammelbeutel 74 für rote Blutkörperchen, den Sammelbeuteln 84 für die Thrombozyten, und den Plasmasammelbeutel 94 gesammelt. Ein Entlüftungsbeutel 104 kann verwendet werden, um Gase in dem System zu entlüften. Der Plasmagehalt der Fluida kann zu einem beliebigen geeigneten Zeitpunkt in dem Verfahren eingestellt werden.
7 zeigt eine eigenständige Version der Dekontaminierungsanordnung dieser Erfindung. Das Blutprodukt 180 (das vor kurzem gesammeltes Blut oder Blutkomponenten oder gelagertes Blut sein kann) wird mit der Blutproduktleitung 186 verbunden, die durch die Pumpe 184 zur Dekontaminierungsküvette 164 führt. Der Photosensibilisatorspeicher 166 ist mit der Photosensibilisatoreinlassleitung 168 verbunden, die mit einer Einlasspumpe 170 ausgestattet ist und die stromaufwärts der Dekontaminierungsküvette 164 in die Blutproduktleitung 186 führt. Die Dekontaminierungsküvette 164 ist eine lichtdurchlässige Küvette einer Tiefe (d) und einer Länge (l), die ausgewählt sind, um die Dekontaminierung sicherzustellen. Das Kühlsystem 190, kombiniert mit dem Temperaturmonitor 192, ist mit der Dekontaminierungsküvette 164 zum Steuern der Temperatur des Fluids verbunden. Die Dekontaminierungsküvette 164 ist über den Lichtleiter 162 mit der Lichtstrahlungsquelle 160 verbunden. Ein Lichtstrahlungsverstärker 163 ist benachbart der Dekontaminierungsküvette 164 (entweder sie berührend oder von ihr beabstandet) angeordnet, um die Menge der Lichtstrahlung zu erhöhen, die das Blutprodukt in der Küvette erreicht. Die Leitung 188 für das dekontaminierte Blutprodukt führt von der Dekontaminierungsküvette 164 zu der Sammelstelle (182) für das dekontaminierte Blutprodukt.
Im Betrieb wird das Blutprodukt 180 in die Blutproduktleitung 186 geleitet, wo es mit dem Photosensibilisator aus dem Photosensibilisatorspeicher 166 vereinigt wird, der mit einer Geschwindigkeit strömt, die durch die Photosensibilisatoreinlasspumpe 170 in der Photosensibilisatoreinlassleitung 68 gesteuert wird, die mit der Blutproduktleitung 186 vereinigt wird. Die Strömungsgeschwindigkeit in der Blutproduktleitung 186 wird durch die Pumpe 184 mit einer Geschwindigkeit gesteuert, die ausgewählt ist, um die Dekontaminierung in der Dekontaminie rungsküvette 164 sicherzustellen. Der Temperaturmonitor 192 misst die Temperatur des Fluids in der Küvette 164 und steuert das Kühlsystem 190, das die Temperatur in der Küvette innerhalb eines Bereichs hält, der für einen optimalen Betrieb erforderlich ist. Das Blutprodukt in der Dekontaminierungsküvette 164 wird mittels Lichtstrahlung aus der Lichtstrahlungsquelle 160, die in dem Lichtleiter 162 geführt wird, bestrahlt. Die Lichtstrahlungsquelle kann zwei oder mehr tatsächliche Lampen umfassen. Die Pfeile geben die Lichtstrahlung von dem Ende des Lichtleiters 162 an, wobei sie sich in dem Blutprodukt innerhalb der transparenten Dekontaminierungsküvette 164 ausbreitet. Benachbart der Dekontaminierungsküvette 164 befindet sich der Lichtstrahlungsverstärker 163, der eine zusätzliche Quelle der Lichtstrahlung oder eine reflektierende Oberfläche sein kann. Die Pfeile von dem Lichtstrahlungsverstärker 163, die in Richtung auf die Dekontaminierungsküvette 164 zeigen, geben die Lichtstrahlung von dem Lichtstrahlungsverstärker 163 an, die auf das Blutproduktmaterial in der Küvette 164 scheint. Das dekontaminierte Blutprodukt tritt aus der Dekontaminierungsküvette 164 über die Leitung 188 für dekontaminiertes Blutprodukt aus und wird an der Sammelstelle 182 für das dekontaminierte Blutprodukt gesammelt.
Bei einer Ausführungsform unter Verwendung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin von Sigma Chemical Company als Photosensibilisator wird ein Lichtleiter von EFOS Corporation, Williamsville, N.Y., der aus optischen Fasern besteht, verwendet. Das System kann einen fokussierten Lichtstrahl mit einer Intensität von 6.200 mW/cm² in dem Bereich von 355 bis 380 nm zuführen. Es ist auch möglich, austauschbare Filter mit dem System zu verwenden, um Leistungen von 4.700 mW/cm² in dem Spektralbereich von 400 bis 500 nm zu erzielen. In beiden Fällen ist die Leistung des Lichts im Bereich von 320 nm und weniger vernachlässigbar. Lichtleiter mit variierenden Abmessungen (3, 5 und 8 mm) sind bei diesem System verfügbar. Das Licht tritt aus der Lichtleiterspitze mit einer Streuung von 21° aus. Der 8 mm Lichtleiter wird in geeigneter, richtiger Weise angeordnet, um die Fläche der bevorzugten Dekontaminierungsküvette, die eine Standardküvette ist, die bei GAMBRO Spectra^® Wegwerfsätzen von Industrial Plastics, Inc. Forest Grove, OR, verwendet wird, angemessen zu beleuchten.
Die Strömungsgeschwindigkeit ist eine Variable und wird durch die Menge an Lichtenergie bestimmt, die der Probe zugeführt werden soll. Die Strömungsgeschwindigkeit wird mittels einer peristaltischen Pumpe von der Cole-Parmer Instrument Company, Vernon Hills, IL, gesteuert. Die Strömungsgeschwindigkeiten und der Typ der Eingangsströmung können über einen Computerprozessor, wie er im Stand der Technik bekannt ist, gesteuert werden.
23 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der zu dekontaminierendes Fluid in einen Blutbeutel 284 verbracht wird, der mit einer Einlassöffnung 282 ausgestattet ist, durch die der Photosensibilisator in Pulver- oder Lösungsform 284 aus einem Kolben 286 über einen Gießkopf 288 zugegeben wird. Der Plasmagehalt des Fluids kann vor Einführung in den Beutel verringert werden, der Beutel kann geeignete Verdünnungslösungen enthalten, wobei die geeigneten Verdünnungslösungen dem Beutel nach der Zugabe des Fluids zugegeben werden, oder der Plasmagehalt kann durch andere Mittel verringert werden. Der Rütteltisch 280 wird betätigt, um den Beutel 284 zu schütteln, um den Photosensibilisator 290 zu mischen oder zu lösen, während die Lichtstrahlungsquelle 260 aktiviert wird, um das Fluid und den Photosensibilisator im Beutel 284 zu bestrahlen. Alternativ kann der Beutel vorgepackt zur Verfügung gestellt werden, so dass er den Photosensibilisator und alle gewünschten Zusatzstoffe enthält, und das Fluid wird danach dem Beutel zugegeben.
Die erfindungsgemäßen Verfahren erfordern nicht die Verwendung von Verstärkern wie "Quenchern" oder Sauerstoffaufnehmern, jedoch können diese verwendet werden, um das Verfahren durch das Verringern des Ausmaßes an nichtspezifischer zell- oder proteinschädigender Chemie zu verbessern oder die Rate der Inaktivierung von Pathogenen zu verbessern. Des weiteren bedeutet die Verwendung von nichttoxischen endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren, dass kein Entfernen von Photosensibilisatoren aus dem Fluid nach der Bestrahlung mit Licht erforderlich ist. Testergebnisse zeigen eine geringe oder keine Schädigung der anderen Blutkomponenten, Thrombozyten bleiben beispielsweise fünf Tage nach der Behandlung biologisch aktiv.
Wirkung des niedrigeren Plasmaegehalts auf die Inaktivierung von Mikroorganismen
Der geringere Plasmagehalt bei den erfindungsgemäßen Verfahren zur Inaktivierung von Mikroorganismen verbessert die Kinetik der Inaktivierung von Mikroorganismen und die Zellqualität, da beispielsweise die Zeit der Bestrahlung und die verwendete Lichtdosis verringert werden und der Bedarf an ultraviolettem Licht verringert wird. Die Blutkomponenten mit einem verringerten Plasmagehalt, die mittels der erfindungsgemäßen Verfahren behandelt werden, haben auch eine verbesserte Lagerzeit im Vergleich zu Blutkomponenten, die keinen niedrigeren Plasmagehalt aufweisen.
Bei Inaktivierungsverfahren, bei denen photoaktiviertes Riboflavin verwendet wird, wurde festgestellt, dass sich ein großer Prozentsatz, üblicherweise etwa 40%, Riboflavin, das dem Vollblut zugegeben wird, an Plasma bindet. Dies führt dazu, dass weniger Riboflavin zur Durchführung der Inaktivierungsfunktionen verfügbar ist. Die Zugabe von mehr Riboflavin zu der Probe führt aufgrund von mindestens zwei konkurrierenden Wirkungen nicht zu mehr verfügbarem Riboflavin auf lineare Weise. Zunächst können die Bindungsstellen an dem Plasma nicht mit Vollblut gesättigt werden und zweitens tritt ein inneres Löschen von Riboflavin auf. Das innere Löschen tritt auf, wenn die Konzentration von freiem Riboflavin eine Erhöhung der optischen Dichte der Lösung verursacht.
Bei hohen Proteinkonzentrationen führt die Aktivierung von Riboflavin mit sichtbarem Licht zu einem konstanten, jedoch relativ niedrigen Niveau der Inaktivierung von Mikroorganismen. Die Zugabe von mehr sichtbarem Licht führt nicht zu einer zusätzlichen Inaktivierung, da das Riboflavin in Lumichrom umgewandelt wurde, das sichtbares Licht nicht absorbiert. Die Zuführung von UV-Licht führt aufgrund der Aktivierung von Lumichrom zu einer zusätzlichen Inaktivierung. Es schädigt jedoch, wie anderweitig beschrieben, die Mitochrondrien und Zellmembranen. Wenn der Plasmagehalt einer Lösung verringert wird, erzeugt die Aktivierung nur mit sichtbarem Licht eine hohe Inaktivierung ohne die Verwendung von UV-Licht.
Die bevorzugten Parameter für das Inaktivieren von Mikroorganismen in Fluida, einschließlich der Wellenlänge der Aktivierung, der Lichtdosis, der Photosensibilisatorkonzentration und dem Plasmaprozentsatz variieren in Abhängigkeit von der Zusammensetzung des Fluids, das behandelt wird. Verfahren zum Optimieren dieser Parameter für eine gegebene Fluidzusammensetzung sind hier angegeben oder Durchschnittsfachleuten ohne übermäßige Experimente bekannt.
Zur Inaktivierung von Mikroorganismen in roten Blutkörperchen, z.B. mit Riboflavin als Photosensibilisator, ist bevorzugt, dass ein Wellenlängenbereich von etwa 420 bis etwa 500 nm verwendet wird. Die bevorzugteste Wellenlänge beträgt etwa 470 nm. Riboflavin in einem Konzentrationsbereich von etwa 50 bis etwa 150 Mikromol ist bevorzugt, wobei eine Konzentration von etwa 100 Mikromol für den bevorzugten Plasmagehalt am meisten bevorzugt ist. Ein Plasmagehalt von weniger als 20 Vol.-% wird verwendet, wobei ein Plasmagehalt von weniger als etwa 10% oder weniger als etwa 5% des Gesamtvolumens des Fluids am meisten bevorzugt ist. Die Verwendung einer Lager- oder Verdünnungslösung wie CPD (Fenwal Labs, Deerfield, IL) oder AS-1,2,3 (Fenwal Labs, Deerfield, IL) ist bevorzugt. Ein Lichtstärkenbereich von etwa 40 bis 100 mW/cm² des sichtbaren Lichts ist bevorzugt, wobei eine so hohe Lichtstärke wie möglich am meisten bevorzugt ist. Licht mit 100 bis 500 J/cm² ist bevorzugt, wobei 50 bis 200 J/cm² am meisten bevorzugt sind. Eine ausreichende Menge an Zusatzstoffen kann dem Fluid zugegeben werden, so dass eine oder mehr Komponenten, die in dem Fluid vorhanden sind, nach dem Aussetzen des Fluids an Lichtstrahlung biologisch aktiv bleiben. Die Komponenten von verschiedenen Verdünnungslösungen und Zusatzlösungen sind in den nachstehenden Tabellen angegeben.
Aufbau der Vorrichtung
Die erfindungsgemäßen Verfahren können bei einer Vielzahl von Vorrichtungen verwendet werden. Diese Vorrichtungen umfassen im Allgemeinen: eine Lichtquelle, die Licht mit einer ausreichenden Wellenlänge und Stärke erzeugt, um die Inaktivierung der Mikroorganismen, die in einer Probe vorhanden sein können, zu induzieren, und Einrichtungen zur Positionierung der Probe, so dass sie Energie einer ausreichenden Wellenlänge und Stärke empfängt, um die Inaktivierung von Mikroorganismen zu induzieren.
Das System umfasst vorzugsweise Einrichtungen zum Erzeugen einer Bewegung in der Probe. Die Bewegung stellt viele Vorteile, einschließlich der Verbesserung des Wirkungsgrads der Inaktivierungsreaktionen zur Verfügung, indem sie das Mischen des Photosensibilisators mit dem zu deaktivierenden Fluid unterstützt und für eine Umwälzung der Probe beispielsweise an der Grenzfläche zwischen Behältnis und Licht sorgt. Eine Rüttelvorrichtung, beispielsweise ein Helmer-Flachbettrüttelsystem (Helmer) kann verwendet werden. Diese Rüttelvorrichtung sorgt für eine schwingende Bewegung. Andere Typen von Rüttelvorrichtungen können verwendet werden, um für eine Bewegung zu sorgen, die zum Beutel normal ist. Wenn ein Beutel als Behältnis verwendet wird, kann in Kombination mit einer Bewegungsquelle ein Stift oder eine andere Struktur quer über den Beutel oder innerhalb des Beutels angeordnet werden, um für turbulente Wirbelströmungen in dem Fluid zu sorgen. Die Rüttelvorrichtung kann mit einem Computer oder einer anderen Steuereinrichtung in einem Inaktivierungssystem verbunden sein. Einige Parameter, die gesteuert oder überwacht werden können, umfassen die Temperatur des Fluids, die Energieabgabe der Lampen, die Rüttelbewegung, die Lichtsteuerung, die zeitliche Steuerung oder Überwachung und andere Parameter. Die Lichtquelle und das Fluid, das behandelt wird, können sich beide bewegen, um für ein Schütteln des Fluids zu sorgen, oder nur das Fluid, das behandelt wird, kann sich bewegen, während die Lichtquelle ortsfest bleibt.
Eine bestimmte Ausführungsform der Vorrichtung ist ein umschlossenes Lichtstrahlungssystem, bei dem die Probe in eine Vorrichtung ähnlich der Bio-Genic Bestrahlungsvorrichtung (Vilber-Lourmat, Cedex, France) verbracht wird, bei der eine geeignete Wellenlänge oder geeignete Wellenlängen verwendet wird bzw. werden. Eine weitere Ausführungsform ist eine Fördervorrichtung, die bei einem Betrieb in großem Maßstab verwendet wird, um die Proben durch ein Lichtfeld oder eine Reihe von Lichtfeldern zu befördern.
Einrichtungen zum Positionieren der Probe, damit sie Energie einer ausreichenden Wellenlänge und Stärke empfängt, um die Inaktivierung von Mikroorganismen zu induzieren, umfassen eine Ablage oder Schale für die Probe, die darauf anzuordnen ist, einen Spalt zwischen zwei Abstützungen, die eine Lampe oder Lampenanordnungen sein können, wobei die Probe zwischen den Abstützungen angeordnet wird, oder andere im Stand der Technik bekannte Einrichtungen. Die Ablage oder Schale können sich wie bei einer Förderstraße bewegen. Fluid haltende Ablagen können für eine Wellenlänge oder mehrere Wellenlängen des zur Einwirkung gebrachten Lichts durchlässig sein.
Die Probe kann in ein geeignetes Behältnis auf einer Trägerfläche zwischen zwei oder mehr Quellen der Lichtstrahlung sandwichartig angeordnet sein. Alternativ kann eine der Lichtstrahlungsquellen ein reflektierendes Material sein, damit das Licht beide Seiten der Probe kontaktieren kann. Die Probe kann alternativ oder in Kombination auf einen Träger verbracht werden und Licht kann auf eine Oberfläche unter Schütteln auftreffen, um zu gestatten, dass unterschiedliche Bereiche der Probe in Kontakt mit dem Licht sind.
Verschiedene Quellen der Lichtstrahlung können in Abhängigkeit von der gewünschten Wellenlänge und Stärke, die bei der gewünschten Wellenlänge gewünscht wird, verwendet werden.
Einige Beispiele von Lichtquellen, die verwendet werden können, umfassen folgendes: eine 20 Watt Philips "Blacklight" F20T12/BL gibt Wellenlängen von etwa 350 nm bis etwa 400 nm ab. Eine Philips "Special Blue" F20T12 BB 20 Watt Lampe gibt Wellenlängen Von etwa 400 bis 500 nm ab. Die URI FR20T12 superaktinische/VHO-1 CE U123 Lampe von Ultraviolet Resources International gibt Wellenlängen von etwa 400 nm bis etwa 450 nm ab. Die Custom Sea Life "PowerCompact" 7100K Blue 28 Watt Doppelröhre gibt Wellenlängen von etwa 400 nm bis etwa 520 nm ab. Die Sylvania "Blue" F20T12B 20 Watt Lampe weist eine breite Abstrahlung von etwa 400 nm bis etwa 640 nm auf. Andere repräsentative Lichtquellen, die verwendet werden können, umfassen die Armatron "Bug Lights" BF190 8077 Schwarzlichtlampe. Quecksilberlampen können ebenwenn verwendet werden und besitzen einen Spektralbereich von etwa 300 nm bis etwa 400 nm. Lampen, die in Gerbkabinen verwendet werden, besitzen im Allgemeinen einen Spektralbereich von etwa 300 bis 400 nm. Superaktinische Lampen besitzen im Allgemeinen einen Spektralbereich von etwa 400 bis etwa 440 nm mit einer Spitze bei 420 nm. Bilirubinlampen, die zur Behandlung von Kindern, die an Gelbsucht leiden, verwendet werden, können auch verwendet werden. Beispielsweise kann eine Lampe einer Philips Beleuchtungsanlage mit einer Spitzenabgabe bei 447 nm und einem Bereich von etwa 420 bis 460 nm verwendet werden.
Lampen, die Licht in dem blauen Spektralbereich abgeben, stammen aus verschiedenen Quellen. Lampen mit Spitzenabgaben von etwa 420 bis 450 nm können beispielsweise von LCD Lighting, Orange, CT; Bulbtronic, Farmingdale, NY; National Biological Corp., Twinsburg, OH; The Fluorescent Co., Saugus, CA; Tek-West, Los Angeles, CA; oder Southern NE UV, Bransford, CT, käuflich erworben werden. LEDs (Leuchtdioden) können ebenwenn verwendet werden. Bei diesen LEDs kann eine Vielzahl von Materialien verwendet werden, um die gewünschte spektrale Abgabe zu erzeugen, einschließlich Siliciumcarbid (Bandbreite etwa 100 nm; spektrale Spitzenabgabe etwa 466 nm) oder Galliumnitrid (Bandbreite etwa 30 bis 35 nm; spektrale Spitzenabgabe etwa 470 nm). Auch Lampen, die aus einer Kombination von unterschiedlichen Materialien hergestellt sind, können Licht mit unterschiedlichen Wellenlängen erzeugen. Beispielsweise kann Galliumnitrid auf einem Siliciumcarbidsubstrat 430 nm erzeugen. Diese LEDs werden beispielsweise von Panasonic, Chicago Miniature, Nichia, Toyoda Gosei, Hewlett Packard, LEDTronics, hergestellt und vertrieben. LED-Lampen erfordern typischerweise keine äußere Kühlung.
Die Lampen können auf verschiedene Weise in Abhängigkeit von der bestimmten Vorrichtung verwendet werden. Beispielsweise können Dioden zyklisch betrieben werden, um Licht abzugeben, wenn die Probe in dem Lichtweg einer Strömungszelle ankommt. Anordnungen von Dioden können das Fluid in jeder gewünschten Konfiguration umgeben. Bei einer Flachbettvorrichtung können Lampenanordnungen das Fluid von oben oder unten oder sowohl von oben als auch von unten umgeben.
Filter wie Farbglasfilter können verwendet werden, um ein gewünschtes Band des Spektrums zu isolieren. Auch Quellen einer einzigen Wellenlänge oder mit einem engen Band können verwendet werden.
Eine Ausführungsform einer Vorrichtung, die bei den erfindungsgemäßen Verfahren brauchbar ist, umfasst Bänke von auswechselbaren Lampen, die Licht mit der gewünschten Wellenlänge für ein bestimmtes Fluid, das behandelt wird, erzeugen. Bevorzugte Ausführungsformen umfassen die Verwendung einer Korallen- oder Aquariumlampe, um Wellenlängen zwischen 440 und 470 nm zu erzeugen, die für die Inaktivierung von Mikroorganismen in roten Blutkörperchen brauchbar sind. Die Lampen können mit getrennten Stromversorgungen versehen werden, um das Niveau der Lichtabgabe zu steuern. Diese Lampen können aufeinanderfolgend in ihre Lage verbracht werden, um Licht auf die Probe auftreffen zu lassen oder die Probe kann sich durch Licht verschiedener Wellenlängen bewegen. Verschiedene LEDs, die jeweils die gewünschte Wellenlänge abgeben, können in einer Anordnung kombiniert werden.
Ein aktives Kühlen (Kühlen mittels beliebiger verwendeter Einrichtungen) oder ein passives Kühlen (Luftkühlen) kann, wenn notwendig, verwendet werden, um entweder die Lampen oder das Blut zu kühlen. Gebläse können für das Kühlen sorgen. Ein Satz Gebläse kann verwendet werden, um sowohl die Lampen als auch das Blut zu kühlen, oder unterschiedliche Gebläse können verwendet werden, um für einen verschiedenen Grad der Kühlung für sowohl die Lampen als auch das Blut zu sorgen. Ein lichtdurchlässiges Fluid kann die Probe und/oder die Lampen umgeben, um für ein aktives Kühlen zu sorgen. Dieses Fluid kann gegebenenwenn temperaturgesteuert sein.
BEISPIELE
Beispiel 1: Extinktionsprofil von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin
Eine Probe von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin (98%ige Reinheit) wurde von der Sigma Chemical Company erhalten. Ein Teil dieser Probe wurde einer Analyse unter Verwendung eines Abtast-UV-Spektrophotometers unterzogen. Der untersuchte Bereich deckte den Bereich von 200 bis 900 nm ab. Für die Analyse wurde die Probe in destilliertem Wasser gelöst. Ein Probenspektrum aus dieser Analyse ist in 1 gezeigt.
Die Ergebnisse stimmten mit denjenigen überein, die in der Literatur für die Extinktionsmaxima und die Extinktionskoeffizienten für 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin angegeben sind.

Literatur λmax (ε) Gemessen λmax (ε)

267 (32.359) 222 (30.965)

265 (33.159)

373 (10.471) 373 (10.568)

447 (12.303) 445 (12.466)
Geeignete Wellenlängen für die Bestrahlung sind 373 und 445 nm. Die bei diesen Extinktionsmaxima beobachteten Extinktionskoeffizienten sind ausreichend, um eine geeignete Aktivierung des Sensibilisators in Lösung sicherzustellen.
Beispiel 2: Löslichkeit von 7 8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin Löslichkeit in Isolyte S, pH 7,4 Medium
Die maximale Löslichkeit von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Isolyte S Medien wurde wie folgt bestimmt:
7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurde mit Isolyte S gemischt, bis ein Präzipitat gebildet wurde. Die Mischung wurde bei Raumtemperatur eine Stunde geschüttelt und unter Verwirbelung gemischt, um ein vollständiges Auflösen des suspendiertes Materials sicherzustellen. Zusätzliches 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurde zugegeben, bis trotz des zusätzlichen Mischens unter Verwirbelung eine Feststoffsuspension verblieb. Diese Suspension wurde dann zentrifugiert, um ungelöstes Material zu entfernen. Der Überstand aus dieser Zubereitung wurde entfernt und unter Verwendung eines Spektrophotometers analysiert. Die Extinktionswerte der Lösung wurden bei 447 nm und 373 nm bestimmt. Es war möglich, aus den zuvor bestimmten Extinktionskoeffizienten die Konzentration der gesättigten Lösung zu schätzen.
Konzentration (373) = 110 μM = 42 μg/m1
Konzentration (447) = 109 μM = 40,9 μg/ml
Löslichkeit in dem ACD-A gerinnungshemmenden Mittel
Das gleiche Verfahren, das vorstehend beschrieben wurde, wurde unter Verwendung des ACD-A gerinnungshemmenden Mittels wiederholt. Die aus diesen Werten erhaltenen Messungen waren wie folgt:
Konzentration (373) = 166 μM = 63 g/ml
Konzentration (447) = 160 μM = 60,3 μg/ml
Die aus diesen Untersuchungen erhaltenen Werte geben eine Obergrenze der Löslichkeit der Verbindung, die zu erwarten war, an.
Beispiel 3: Lichtzersetzung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in wässerigen Medien
Eine Lösung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Sigma ACD-A wurde mit einer Konzentration von 63 μg/ml hergestellt. Diese Zubereitung wurde in eine Glaspipette aufgenommen und in den Weg einer UV-Lichtquelle (365 nm λmax mit Filtern, um Licht unterhalb von 320 nm zu entfernen) verbracht. Die Suspension wurde in spezifischen Intervallen bestrahlt, während denen Aliquoten für eine spektroskopische Analyse entnommen wurden. Die Extinktion des gelösten 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazins wurde bei 373 und 447 nm bei jedem Zeitintervall überwacht. Die Ergebnisse sind in 3 und Tabelle 1 gezeigt. Tabelle 1 Lichtzersetzung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin bei Aussetzung an UV-Licht (365 nm) in Säurelösung
Das Absorptionsprofil für die Lösung bei 373 nm gibt an, dass während des gesamten Bestrahlungszeitraums keine beträchtliche Zersetzung des Reagenz auftrat. Die Extinktion von Licht bei dieser Wellenlänge entspricht n-π* elektronischen Übergängen. Das Fehlen einer Verringerung der Intensität dieser Spitze im Laufe der Zeit gibt an, dass die Ringstruktur des Moleküls trotz der längeren Bestrahlung unter diesen Bedingungen intakt ist. Die Extinktion des Moleküls bei 447 nm ist auf die n-π* Übergänge des elektronischen Zustands zurückzuführen. Die Verringerung der Extinktion des Moleküls bei dieser Wellenlänge mit sich erhöhenden Bestrahlungszeiten zeigt feine Änderungen der Resonanzstruktur des Moleküls an. Diese Änderung ist sehr wahrscheinlich auf den Verlust von Ribose aus der Ringstruktur des 7,8-Dimethylisoalloxazingerüsts und die Bildung von 7,8-Dimethylalloxazin als Ergebnis zurückzuführen. Diese Änderungen stimmen mit Berichten in der Literatur über das Verhalten des Moleküls bei Bestrahlung mit UV-Licht überein.
Das scheinbare Fehlen der Zersetzung der Ringstruktur des Moleküls steht in krassem Widerspruch zu Beobachtungen mit auf Psoralen basierenden Verbindungen unter ähnlichen Bedingungen. Während der Bestrahlung wurde eine beträchtliche Fluoreszenz des Moleküls in der Lösung beobachtet. Dieses Verhalten des Moleküls stimmt mit den Resonanzmerkmalen der Ringstruktur überein und stellt ein Mittel für die Ableitung von Energie in dem Molekül, das im Erregungszustand ist, auf zerstörungsfreie Weise, zur Verfügung.
Beispiel 4: Bewertung des Strömungssystemkonzepts
Lichtübertragungseigenschaften der hier verwendeten Spectra-Küvette
Die hier verwendete Spectra-Küvette besteht aus Polycarbonat. Die Lichtübertragungseigenschaften dieser Küvette wurden bei 373 und 447 nm gemessen, indem die Küvette in den Lichtweg eines UV-Spektrophotometers verbracht wurde. Die erhaltenen Werte waren wie folgt:

Wellenlänge des Lichts % Durchlässigkeit

373 nm 66%

447 nm 80%
Diese Ergebnisse stimmen mit denjenigen überein, die in der Literatur für Polycarbonatkunststoffe (siehe 4) angegeben sind. Die Literaturwerte geben eine steile Schulter für die Durchlässigkeit von Licht durch Polycarbonate in dem Bereich von 300 nm an. Für den Bereich oberhalb von 350 nm sind die Lichtübertragungseigenschaften für diese Anwendung geeignet.
Lichtflusserfordernisse als Funktion der Strömungsgeschwindigkeiten berechnet Damit ein Strömungssystem geeignet ist, muss die Probe während ihrer Anwesenheit in dem Lichtpfad mit einem geeigneten Lichtfluss versehen werden. Wenn die vorgeschlagene Spectra-Küvette diesem Zweck dienen soll, dann ist es möglich, die Lichtflusserfordernisse als Funktion der Strömungsraten durch die Küvette wie folgt abzuschätzen:
Das Volumen der in der Bestrahlungszone der Küvette vorhandenen Lösung beträgt etwa 0,375 ml. Die Durchgangszeit für eine Zelle in diesem Bereich der Küvette kann durch die folgende Gleichung bestimmt werden:
Bei 100 ml pro Minute beträgt die Durchgangszeit (T) 0,00375 Min. = 0,225 Sekunden.
Die Energie, der eine Probe ausgesetzt wird, hängt von dem Fluss gemäß der folgenden Gleichung ab:
Wenn wir annehmen, dass 1 Joule/cm² erforderlich ist, um den Sensibilisator in geeigneter Weise zu aktivieren, und die Durchgangszeit (T) 0,22 Sekunden beträgt (d.h. die Strömungsgeschwindigkeit von 100 ml/Min. durch die Küvette), dann beträgt der erforderliche Fluss während des Durchgangs der Probe durch die Küvette 4.545 mW/cm². Eine graphische Darstellung, die die Beziehung zwischen dem erforderlichen Fluss von der Lichtquelle und den Strömungsgeschwindigkeiten durch die Küvette zeigt, ist in 5 dargestellt.
Diese Ergebnisse zeigen, dass, damit ein Strömungssystem ordnungsgemäß arbeitet, UV-Quellen mit Abgabeleistungen im Bereich von Watt/cm² erforderlich sind.
2 zeigt, wie sich die Extinktion mit der Konzentration der Thrombozyten ändern sollte.
Beispiel 5: Extinktion von roten Blutkörperchen
Um das Ausmaß, in dem UV-Licht eine Probe roter Blutkörperchen durchdringen kann, und die Wirkung der Probendicke und des Hämatokrit auf das Ausmaß der Lichtdurchdringung zu bewerten, wurden mehrere vorbereitende Experimente unter Verwendung der chemischen Aktinometrie, einem Verfahren zur Bestimmung der tatsächlichen Menge der Lichtstärke, die von einer Quelle ausgestrahlt wird, durchgeführt, indem die Fähigkeit und das Ausmaß gemessen werden, in dem absorbiertes Licht eine chemische Reaktion bewirken kann. Für diese Untersuchungen wurde eine Ferrioxalatlösung verwendet, um die Quellenintensität mit Bezug auf diejenige, die für Wasser beobachtet wird, zu messen. Einzelheiten der chemischen Reaktion und der Verfahren, die für die Herstellung der Proben verwendet werden, sind wie in Gordon, A. J. und Ford, R. A. (1972), "The Chemist's Companion: Handbook of Practical Data, Techniques and References" (John Wiley & Sons), Seiten 362–368 gelehrt.
Proben von Eisen(III)-oxalat wurden in dem Testmaterial (Wasser oder Blutprodukt bei variierenden Hämatokriten der roten Blutkörperchen) mit einer Konzentration von 0,15 M hergestellt. Diese Proben wurden dann in eine Standard-Spectra-Küvette geladen und in die Bestrahlungsanordnung verbracht. Die Proben wurden für vorbestimmte Zeitintervalle ausgesetzt, die dem gewünschten Energiedosisniveau (1 J/cm²) entsprachen. Die Proben wurden dann entfernt und die Menge der Umwandlung von Fe³⁺ zu Fe²⁺ wurde durch Ablesen der Extinktion des Testgegenstands in einer 1,10-Phenanthrolinlösung bei 510 nm wie in Gordon, A. J. und Ford, R. A., vorstehend angegeben, beschrieben, bestimmt. Höhere Extinktionswerte zeigen eine größere Lichteindringung in die Probe an. Der Extinktionswert, der für Wasser nach dem Aussetzen an 1 J/cm² UV-Strahlung beobachtet wurde, wurde als 100% Durchlässigkeitsgrad verwendet. Alle Werte für die Proben der roten Blutkörperchen wurden bezogen auf diesen Standard bestimmt.
Tabelle 2
Extinktionsablesungen nach Aussetzen der Proben an 1 J/cm² UVA-Licht
Alle Durchschnittswerte stellen den Mittelwert aus 6 Experimenten dar. Die prozentualen Durchlässigkeitswerte werden bezogen auf Wasserproben berechnet.

RBC = rote Blutkörperchen

Unter Verwendung dieser Werte ist es möglich, die Eindringungstiefe des UV-Lichts unter Verwendung des Beer'schen Gesetzes (A = ε b C) zu berechnen.
Aus dem Lambert'schen Gesetz
Extinktion = Log (1/Durchlässigkeitsgrad)
Wenn die Konzentration (C) gleich dem Hämatokrit der Probe ist und da b = 0,3 cm (die Weglänge der Spectra-Küvette) ist, dann ist es möglich, einen Pseudoextinktionskoeffizienten für die Proben (ε') durch Eintragen der Extinktionswerte für die Proben der roten Blutkörperchen gegenüber dem Produkt aus Hämatokrit und Weglänge zu bestimmen. Der Extinktionskoeffizient für die Proben wird durch die Neigung dieser Linie dargestellt. Tabelle 3 Bestimmung des Extinktionskoeffzienten für die Proben der roten Blutkörperchen
Unter Verwendung der Werte, die wie vorstehend beschrieben erhalten wurden, war es möglich zu bestimmen, dass ein Pseudoextinktionskoeffizient für diese Proben 0,08661 war.
Der Wert für den Extinktionskoeffizienten gestattet die Berechnung des Eindringungsabstands des UV-Lichts in Proben der roten Blutkörperchen als Funktion des Probenhämatokrits. Für diese Schätzung wurde die Eindringungstiefe der Probe, bei der 90% des einfallenden Lichts absorbiert würde, unter Verwendung der folgenden Gleichung bestimmt: A = ε b CA = 1(90%ige Extinktion des einfallenden Lichts), ε = 0,08661, C = Probenhämatokrit, b = Weglänge
Die unter Verwendung der Aktinometrie verwendeten Werte wurden mit denjenigen verglichen, die zuvor unter Verwendung von Schätzungen berechnet wurden, die UV-spektrophotometrischen Messungen der Lichtextinktion bei Proben von roten Blutkörperchen und Thrombozyten entnommen wurden.
2 zeigt, wie die Extinktion und der Abstand von der Lichtquelle für rote Blutkörperchen beim Vergleich der vorhergesagten mit den beobachteten Werten variieren. Diese Ergebnisse geben an, dass es für Proben mit einem Hämatokrit im Bereich von 80% unter Verwendung der bevorzugten Konfiguration dieser Erfindung möglich ist, in die Probe Licht auf eine Tiefe von 0,14 cm zu bringen. Dies stellt eine Strömungswegbreite dar, die weniger als die Hälfte der Breite der üblichen Spectra-Küvette ist.
Beispiel 7: Messung der Scherbeanspruchungen auf rote Blutkörperchen als Funktion der Strömungsgeschwindigkeit und des Probenhämatokrits
Der geringe Grad der Eindringung des UV-Lichts in die Proben der roten Blutkörperchen bei einem hohen Hämatokrit vergrößert den Bedarf an dem Verständnis der Wirkungen des Führens von roten Blutkörperchen durch die engen Öffnungen des Lichtwegs. Die Verringerung der Probendicke im Lichtweg sollte die Zuführung der UV-Dosis bei einem hohen Hämatokrit der Probe erhöhen. Um diesen Ansatz zu bestätigen, wurden mehrere Messungen des Druckabwenn unter Verwendung von Öffnungen mit variierenden Abmessungen durchgeführt. Ein Druckmesser wurde fluchtend mit einer peristaltischen Pumpe sowohl stromaufwärts als auch stromabwärts der verengten Öffnungen angeordnet. Vollblut mit variierendem Hämatokrit wurde durch die Öffnungen mit gesteuerten Strömungsgeschwindigkeiten geleitet. Unterschiede der Druckablesungen an beiden Stellen gestatteten die direkte Messung des Druckabwenn quer über die Öffnung. Unter Verwendung dieses Werts und der Abmessungen der Öffnungen war es möglich, die Scherbeanspruchung unter Verwendung der folgenden Gleichung zu bestimmen, die von den roten Blutkörperchen erfahren wurde, wenn sie durch die verengte Zelle geführt wurden:

Für Blut
μ = Viskosität = 0,0125/(1-Hämatokrit)
g = Gravitationskonstante = 981
Q = Strömungsgeschwindigkeit = ml/Sek.
l, w, d = Abmessungen der Öffnung in cm

Bei früheren Experimenten wurde bestimmt, dass Scherbeanspruchungen von 1.000 bis 2.000 Dyn/cm² während Zeiträumen von 1 bis 10 Minuten oder Werten von 5.000 bis 7.000 Dyn/cm² während Zeiträumen von etwa 10 msec. ausreichend waren, um eine Hämolyse der roten Blutkörperchen zu induzieren. Nur in dem Fall mit dem höchsten Probenhämatokrit (61%) und der höchsten Strömungsgeschwindigkeit (16,9) überstiegen die Werte 1.000 Dyn/cm². Dies trat nur bei Öffnungen mit der schmalsten Breite (0,008 Zoll) auf.
Werte für die Eindringungstiefe des Lichts unter Verwendung der vorgeschlagenen Konfiguration zeigen an, dass die Zuführung von ausreichender UV-Energie, um die Virusinaktivierungsverfahren durchzuführen, selbst bei Proben mit einem hohen Hämatokrit erzielbar ist.
Ergebnisse der Scherbeanspruchungsanalyse der Proben der roten Blutkörperchen, die einer Strömung unterzogen wurden, geben an, dass die Strömungswegabmessungen beträchtlich verringert werden können und die hohen Strömungsgeschwindigkeiten aufrechterhalten werden können, ohne eine Hämolyse der roten Blutkörperchen zu riskieren.
Beispiel 27: Inaktivierung von Phi-6 bei variierenden Hämatokritwerten der roten Blutkörperchen
Probenherstellung:
Rote Blutkörperchen wurden aus Vollblut auf > 90% Hämatokrit durch Zentrifugieren gewonnen, das Plasma wurde entfernt und die Zellen wurden mit 0,9%iger physiologischer Kochsalzlösung verdünnt.
Proben mit variierenden Hämatokritwerten wurden in einen Charter Med PVC-Beutel verbracht, der Riboflavin enthielt, das ausreichte, um für eine Endkonzentration von 100 Mikromol zu sorgen, versetzt mit Phi-6 (6 Log/ml oder mehr), und mit 447 nm Lampen (Bililights) bestrahlt wurde, um für eine zur Einwirkung gebrachte Energiedosis von 102 J/cm² zu sorgen. Die Inaktivierung von Phi-6 als Funktion des Hämatokrits ist in 24 gezeigt. Es ist ersichtlich, dass der Hämatokritwert einen beträchtlichen Einfluss auf den Grad der Inaktivierung hat. Hämatokritwerte von weniger als 40% sorgen für die stärkste Inaktivierung von Phi-6.
Beispiel 28: Inaktivierung als Funktion des Plasmagehalts für rote Blutkörperchen
Die Inaktivierung von Phi-6 und Phi-X174 als Funktion des Plasmagehalts wurde wie in Beispiel 27 für rote Blutkörperchen, die in AS-3 suspendiert waren, bestimmt. 447 nm Licht wurde verwendet (Bililights). Die Ergebnisse sind in 25 gezeigt (100 Mikromol Riboflavin, Phi-6) und 26 (50 Mikromol Riboflavin, Phi-X174). Für beide Mikroorganismen nahm der Grad der Inaktivierung mit sich erhöhendem Plasmagehalt der roten Blutkörperchen ab. Eine höhere Konzentration des Riboflavins erhöhte auch den Grad der Inaktivierung bei allen Plasmagehalten.
Beispiel 29: Wirkung der zur Einwirkung gebrachten Energie auf den Inaktivierungsgrad von Phi-6 und BVDV in roten Blutkörperchen
Die Wirkung, die die Menge der auf die Probe zur Einwirkung gebrachten Energie auf den Grad der Inaktivierung hatte, wurde untersucht. Die Probe wurde wie vorstehend angegeben hergestellt. Die Proben waren Einheiten nur aus roten Blutkörperchen, die mit 35 bis 40% Hämatokrit in AS-3 in einem 21 Charter Med Beutel unter Verwendung von 100 Mikromol Riboflavin hergestellt wurden. Die Ergebnisse der Inaktivierung von Phi-6 sind in 27 gezeigt, wobei 447 nm (Bililights) und 470 nm (Custom Seal Life) Licht verwendet wurden. Die Inaktivierung von BVDV wurde auch mit 447 nm Licht untersucht. Die Ergebnisse für die BVDV-Inaktivierung sind in 31 gezeigt.
Beispiel 30: Wirkung der zur Inaktivierung von Phi-6 bei verschiedenen Hämatokritwerten zur Einwirkung gebrachten Energie
Die Wirkung der bei verschiedenen Werten des Hämatokrit (10%, 40% und 60%) für die Inaktivierung von Phi-6 zur Einwirkung gebrachten Energie wurde untersucht. Proben wurden drei Mal in physiologischer Kochsalzlösung mit 50 Mikromol Riboflavin gewaschen. Alle Proben betrugen 20 ml und wurden in 75 cm² Gewebekulturkolben behandelt. Die Bestrahlung wurde von einer Seite unter Probenmischen mit 447 nm Bilirubinlicht mit einem Fluss von 7 mW/cm² durchgeführt. Die Ergebnisse sind in 28 gezeigt. Die Ergebnisse geben an, dass ein niedrigerer Hämatokrit zu einer schnelleren Inaktivierung bei einem niedrigeren Energieniveau führt als ein höherer Hämatokrit.
Beispiel 31: Kinetik der Inaktivierung von Phi-6 in roten Blutkörperchen
Die Kinetik der Inaktivierung von Phi-6 wurde unter Verwendung von 470 nm und 447 mit Licht untersucht.
35%ige oder 37%ige Hämatokritproben in AS-3 mit einem Volumen von 400 ml wurden in einen 11 CharterMed Beutel verbracht. Die Ergebnisse sind in 29 (470 nm, 35% Hämatokrit) und 30 (447 nm, 37% Hämatokrit) gezeigt. In 29 und 30 ist auch die prozentuale Hämolyse der Proben als Funktion der Aussetzungszeit angegeben.
Es ist ersichtlich, dass die als "470 nm" beschriebene Lichtquelle, die bei diesen Experimenten verwendet wird, einen breiten spektralen Ausgang von etwa 400 bis 520 nm hat. Der spektrale Ausgang ist in 35 gezeigt. Dieses Lampe stammte von Custom Sea Life und war eine 7100 K Blue 28 Watt Doppelröhre. "419 nm" Licht wurde von Super Actinic Lights mit einem spektralen Ausgang zur Verfügung gestellt, der in 36 gezeigt ist.
"447 nm" Licht wurde typischerweise von einer Bililight-Quelle zur Verfügung gestellt. Andere Strahlungsquellen können verwendet werden, solange sie geeignete Wellenlängen und Intensitäten zur Verfügung stellen.
Es ist ohne weiteres für Fachleute ersichtlich, dass die vorstehende Beschreibung nur Veranschaulichungszwecken dient und dass eine Reihe von Änderungen vorgenommen werden kann, ohne den Umfang der Erfindung zu verlassen. Strukturen, die den hier für die Konstruktion eines Durchflusssystems für das Dekontaminieren von Fluida unter Verwendung von Photosensibilisatoren beschriebenen äquivalent sind, können leicht ohne übermäßige Experimente von Fachleuten in Befolgung der hier enthaltenen Lehren ersonnen werden.

Claims

Verfahren zur Behandlung eines Fluids, zur Inaktivierung von Mikroorganismen die darin enthalten sein können, worin das Fluid ein Blutbestandteil ist, enthaltend rote Blutkörperchen, wobei das Verfahren umfasst (a) Reduzieren des Prozentgehalts des Plasmas auf zwischen etwa 0% und etwa 20% des Gesamtvolumens des Fluids; (b) Mischen einer in der Inaktivierung effektiven, im Wesentlichen nicht toxischen Menge eines endogenen Alloxazins, ausgewählt aus 7,8-Dimethyl-10-ribityl-isoalloxazin, 7,8,10-Trimethylisoalloxazin, 7,8-Dimethylalloxazin, Isoalloxazin-adenin-dinukleotid und Alloxazin Mononukleotid, oder eines endogen-basierten Alloxazin-Derivats mit dem Fluid; (c) Belichten des Fluids mit einer Lichtstrahlung ausreichender Wellenlänge und Energie, um das Alloxazin zu aktivieren, wobei die Mikroorganismen inaktiviert werden.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das endogen-basierte Alloxazinderivat ein synthetisches Analogon oder Homologon ist, das abgeleitet ist von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, 7,8,10-Trimethylisoalloxazin, 7,8-Dimethylalloxazin, Isoalloxazin-adenin-dinukleotid oder Alloxazin-mononukleotid, das einen oder mehrere C1-C5 Alkyl- oder Halogen-Substituenten aufweist oder nicht aufweist, im Vergleich zum Alloxazin von dem es abgeleitet ist.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Reduktionsschritt das Zufügen eines ausreichenden Volumens einer Verdünnungslösung zum Fluid umfasst, so dass der Prozentgehalt des Plasmas bei einem gewünschten Wert liegt.
Verfahren nach Anspruch 3, worin die Verdünnungslösung Salzwasser, ein Puffer, eine Zellenspeicherlösung, ein Antigerinnungsmittel oder eine Kältekonservierungslösung ist.
Verfahren nach Anspruch 3, worin die Verdünnungslösung Nährstoffe einschließt.
Verfahren nach Anspruch 5, worin die Verdünnungslösung Phosphst einschließt.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Reduktionsschritt das Waschen des Fluids umfasst.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das Alloxazin eine photoaktivierbare Verbindung ist, deren photolytische Produkte (sofern vorhanden) niedrige oder keine Toxizität im Hinblick auf Menschen oder Tiere aufweisen.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Mikroorganismen ausgewählt sind aus der Gruppe, bestehend aus Bakterien, Bakteriophagen und intrazellulären und extrazellulären Viren.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Mikroorganismen ausgewählt sind aus der Gruppe, bestehend aus HIV-Viren, Hepatitis-Viren, Sindbis-Virus, Cytomegalo-Virus, Vesicular-Stomatitis-Virus, Herpes Simplex-Viren, Impfvirus, menschlichen T-Lymphotropische-Retroviren, HTLV-III, Lymphadenopathischen Virus LAV/IDAV, Parovirus, transfusionsübertragenen (TT) Virus, Epstein-Barr Virus, Bakteriophagen ΦX174, Φ6, λ, R17, Td, T₂, P. aeruginosa, S aureus, S. epidermidis, L. monocytogenes, E. coli, K pneumoniae and S. marcescens.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Lichtstrahlung Licht im sichtbaren Spektrum und/oder im ultravioletten Spektrum ist.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Lichtstrahlung von ausreichender Wellenlänge ist, um 7,8-Dimethyl-10-ribityl-isoalloxazin im Fluid zu aktivieren.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Prozentgehalt an Plasma im Fluid auf etwa 0 bis etwa 10 Prozent des Gesamtvolumens des Fluids reduziert ist.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das Alloxazin zum Antigerinnungsmittel und das Antigerinnungsmittel zum Fluid gegeben wird.
Verfahren nach Anspruch 1, worin vor dem Belichten des Fluids mit Lichtstrahlung ein Verstärker zum Fluid gegeben wird.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Schritt des Belichtens umfast, das Vorbeifießen des Fluids das das Alloxazin enthält an einer Lichtstrahlungsquelle mit einer Rate und einer Tiefe ausgewählt, um das Durchdringen des Fluids durch die Lichtstrahlung und die Inaktivierung der Mikroorganismen zu garantieren.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das Fluid und Alloxazin in einem bezüglich der Lichtstrahlung transparenten Behältnis enthalten sind.
Verfahren nach Anspruch 17, des Weiteren umfassend das Bewegen des Behältnisses während des Belichtungsschrittes.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Schritt des Mischens des Weiteren umfasst, das Platzieren des Fluids in einem Behältnis, transparent bezüglich der Lichtstrahlung, Zufügen des Alloxazins zum Fluid in Pulverform und Schütteln des Behältnisses.
Verfahren nach Anspruch 19, worin der Plasmaprozentgehalt reduziert wird, vor, nach oder während des Platzierens des Fluids in dem Behältnis.
Verfahren nach Anspruch 19, des Weiteren umfassend Zugeben von Nährstoffen in Pulverform zum Behältnis.
Verfahren nach Anspruch 19, worin die Nährstoffe und das Alloxazin vor dem Zugeben des Fluids im Behältnis sind.
Verfahren nach Anspruch 1, worin der Plasmagehalt des Fluids auf weniger als etwa 5% des Gesamtvolumens des Fluids reduziert wird.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das Alloxazin in einer Konzentration von zwischen etwa 50 bis etwa 150 Mikromol anwesend ist.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Lichtstrahlung bei zwischen etwa 420 und etwa 500 nm liegt.
Verfahren nach Anspruch 25, worin die Lichtbestrahlung zwischen etwa 50 und etwa 200 J/cm² liegt.
Verfahren nach Anspruch 1, worin das Alloxazin 7,8-Dimethyl-10-ribityl-isoalloxazin ist.
Verfahren nach Anspruch 1, worin die Lichtstrahlung zwischen etwa 100 und etwa 500 J/cm² ist.
System zur Inaktivierung von Mikroorganismen in einem Fluid enthaltend die Mikroorganismen nach Anspruch 1, wobei das System umfasst: (a) Mittel zur Reduzierung des Plasmagehalts des Fluids; (b) Mittel zum Mischen einer effektiven Menge an endogenem Alloxazin ausgewählt aus 7,8-Dimethyl-10-ribityl-isoalloxazin, 7,8,10-Trimethylisoalloxazin, 7,8-Dimethylalloxazin, Isoalloxazin-adenin-dinukleotid und Alloxazin-mononukleotid oder eines endogen-basierten Alloxazin-Derivates mit dem Fluid, während das Fluid in Fluidverbindung mit den Mitteln zur Reduktion des Plasmagehalts des Fluids ist; (c) lichtdurchlässiges Behältnis für das Fluid in Fluidverbindung mit den Mitteln zum Zugeben von Alloxazin und den Mitteln zur Reduzierung des Plasmagehalts, mit einer Tiefe und Länge ausgewählt, um das Belichten des Fluids aus Schritt (b) darin mit einer Menge an Lichtstrahlung zu ermöglichen, ausreichend um das Alloxazin mit einer ausgewählten Durchflussrate zu aktivieren; (d) Mittel zum Erzeugen der ausgewählten Durchflussrate des Fluids durch das Behältnis; und (e) mindestens eine Lichtstrahlungsquelle in Lichtverbindung mit dem Behältnis, wobei die Quelle in der Lage ist, ausreichend Lichtstrahlung eines Typs und einer Menge, ausgewählt um das Alloxazin zu aktivieren, zum Fluid in dem Behältnis zur Verfügung stellt.
System zur Behandlung eines Fluids zur Inaktivierung von Mikroorganismen, die darin nach Anspruch 1 anwesend sein können, das System umfasst: (a) Mittel zur Reduzierung des Prozentgehaltes an Plasma in dem Fluid; (b) Mittel zum Zugeben einer wirksamen Menge an endogenen Alloxazin ausgewählt aus 7,8-Dimethyl-10-ribityl-isoalloxazin, 7,8,10-Trimethylisoalloxazin, 7,8-Dimethylalloxazin, Isoalloxazin-adenin-dinukleotid und Alloxazin-mononukleotid oder eines endogen-basierten Alloxazin-Derivats mit dem Fluid; (c) ein lichtdurchlässiges Behältnis für das Fluid mit einer Tiefe, die das Belichten des Fluids mit einer Lichtstrahlungsmenge erlaubt, ausreichend das Alloxazin zu aktivieren; (d) Mittel zum Bewegen des Behältnisses; (e) mindestens eine Lichtstrahlungsquelle zum zur Verfügung stellen einer ausreichenden Lichtstrahlung zum Fluid im Behältnis von einem Typ und einer Menge ausgewählt, um das Alloxazin zu aktivieren.
System nach Anspruch 30, worin die Mittel zur Reduzierung des Plasmagehalts im Fluid eine geeignete Menge einer Lösung umfassen, die im Behältnis enthalten ist.