DE60118604T2

DE60118604T2 - Photosensibilisator-enthaltende lagerungslösung zur inaktivierung von biologischen verunreinigungen

Info

Publication number: DE60118604T2
Application number: DE60118604T
Authority: DE
Inventors: Laura Lakewood MCBURNEY; Jr. Raymond P. Lakewood GOODRICH
Original assignee: Gambro Inc
Current assignee: Terumo BCT Biotechnologies LLC
Priority date: 2000-11-28
Filing date: 2001-11-21
Publication date: 2006-12-14
Anticipated expiration: 2021-11-22
Also published as: JP4473508B2; DE60118604D1; EP1345491B1; CA2397862C; CA2397862A1; WO2002043485A1; ATE322162T1; EP1345491A1; US6548241B1; AU2002225687A1; US20030186213A1; US20040023201A9; JP2004514680A

Description

Gebiet der Erfindung
Diese Erfindung betrifft Lösungen für die Lagerung von Blutbestandteilen und insbesondere Lösungen für die Lagerung von Blutbestandteilen, die einen Photosensibilisator für die Inaktivierung von Viren enthalten.
Hintergrund
Die Verunreinigung von Blutkonserven mit infektiösen Mikroorganismen wie HIV, Hepatitis oder anderen Viren und Bakterien stellt eine ernsthafte Gesundheitsgefährdung für diejenigen dar, die Transfusionen von Vollblut oder die Verabreichung von verschiedenen Blutbestandteilen wie Thrombozyten, rote Blutkörperchen, Blutplasma, Faktor VIII, Plasminogen, Fibronectin, Antithrombin III, Kryopräzipitat, humane Plasmaproteinfraktion, Albumin, Immunserumglobulin, Prothrombinkomplexplasmawachstumshormone und andere Bestandteile, die aus Blut abgetrennt werden, erhalten müssen. Blutuntersuchungsverfahren können Verunreinigungen außer acht lassen, und Sterilisierungsverfahren, die die zellulären Blutbestandteile nicht schädigen, aber alle infektiösen Viren und andere Mikroorganismen wirksam inaktivieren, sind bis jetzt nicht verfügbar gewesen.
Lösungsmittelreinigungsverfahren für die Dekontamination von Blutbestandteilen arbeiten durch das Lösen von Phospholipidmembranen, die Viren wie HIV umgeben und die Proteinbestandteile des Bluts nicht schädigen. Falls jedoch Blutzellen vorhanden sind, können solche Verfahren aufgrund der Schädigung der Zellmembranen nicht verwendet werden.
Die Verwendung von Photosensibilisatoren, Verbindungen, die Licht einer definierten Wellenlänge absorbieren und die absorbierte Energie zu einem Energieakzeptor übertragen, ist für die Sterilisierung von Blutbestandteilen vorgeschlagen worden. Beispielsweise schlägt die europäische Patentanmeldung 0 196 515, veröffentlicht am 8. Oktober 1986, die Verwendung von nichtendogenen Photosensibilisatoren wie Porphyrinen, Psoralenen, Acridin, Toluidinen, Flavin (Acriflavinhydrochlorid), Phenothiazinderivaten und Farbstoffen wie Neutralrot und Methylenblau als Blutadditiva vor. Protoporphyrin, das innerhalb des Körpers natürlich vorkommt, kann metabolisiert werden, um einen Photosensibilisator zu bilden. Jedoch ist seine Brauchbarkeit begrenzt, da es die erwünschten biologischen Aktivitäten von Proteinen verschlechtert. Chlorpromazin wird auch beispielhaft als solch ein Photosensibilisator genannt, seine Brauchbarkeit ist jedoch durch die Tatsache begrenzt, dass es aus jedem Fluid, das einem Patienten nach dem Dekontaminierungsvorgang verabreicht wird, entfernt werden sollte, da es eine sedierende Wirkung hat.
Goodrich, R. P., et al. (1997), "The Design and Development of Selective, Photoactivated Drugs for Sterilization of Blood Products", Drugs of the Future 22: 159–171, stellt einen Überblick über einige Photosensibilisatoren einschließlich Psoralenen zur Verfügung und wirft einige der wichtigen Fragen beim Wählen von Photosensibilisatoren für die Dekontaminierung von Blut auf. Die Verwendung von Texaphyrinen für die DNS-Photospaltung ist in dem US-Patent Nr. 5,607,924, erteilt am 4. März 1997, und dem US-Patent Nr. 5,714,328, erteilt am 3. Februar 1998 an Magda et al., beschrieben. Die Verwendung von Sapphyrinen für die Deaktivierung von Viren ist im US-Patent Nr. 5,041,078, erteilt am 20. August 1991 an Matthews et al., beschrieben. Die Inaktivierung von extrazellulären umhüllten Viren in Blut und Blutbestandteilen durch Phenthiazin-5-ium-Farbstoffe plus Licht ist im US-Patent Nr. 5,545,516, erteilt am 13. August 1996 an Wagner, beschrieben. Die Verwendung von Porphyrinen, Hämatoporphyrinen und Merocyanin-Farbstoffen als photosensibilisierende Mittel für das Ausrotten von infektiösen Verunreinigungsstoffen wie Viren und Protozoen aus Körpergeweben wie Körperfluida ist im US-Patent Nr. 4,915,683, erteilt am 10. April 1990, und dem verwandten US-Patent Nr. 5,304,113, erteilt am 19. April 1994 an Sieber et al., offenbart. Der Wirkmechanismus solcher Photosensibilisatoren ist als eine bevorzugte Bindung an Domänen in Lipiddoppelschichten, z.B. auf umhüllten Viren und einigen mit Viren infizierten Zellen, umfassend beschrieben. Die photochemische Erregung der an die Membran gebundenen Mittelmoleküle führt zu der Bildung von reaktiven Sauerstoffspezies wie eines Singlettsauerstoffs, was eine Lipidperoxidation verursacht. Ein Problem bei der Verwendung solcher Photosensibilisatoren ist es, dass sie die Zellmembranen erwünschter Bestandteile von zu dekontaminierenden Fluida wie roten Blutkörperchen angreifen, und der Singlettsauerstoff greift auch erwünschte Proteinbestandteile von Fluida an, die behandelt werden. Das US-Patent Nr. 4,727,027, erteilt am 23. Februar 1988 an Wiesehahn, G. P., et al., offenbart die Verwendung von Furocumarinen, einschließlich Psoralen und Derivaten, für die Dekontaminierung von Blut und Blutprodukten, lehrt jedoch, dass Maßnahmen ergriffen werden müssen, um die Verfügbarkeit von gelöstem Sauerstoff und anderen reaktiven Spezies zu verringern, um die Denaturierung von biologisch wirksamen Proteinen zu hemmen. Die Photoinaktivierung von viralen und bakteriellen Blutverunreinigungsstoffen unter Verwendung von halogenierten Cumarinen ist im US-Patent Nr. 5,516,629, erteilt am 14. Mai 1996 an Park, et al., US-Patent Nr. 5,587,490, erteilt am 24. Dezember 1996 an Goodrich Jr., R. P., et al., und US-Patent Nr. 5,418,130, erteilt an Platz, et al., beschrieben. Diese Patente offenbaren die Verwendung von substituierten Psoralenen für die Inaktivierung von viralen und bakteriellen Blutverunreinigungsstoffen. Das letztere Patent lehrt auch die Notwendigkeit des Kontrollierens der Schädigung von anderen Blutbestandteilen durch freie Radikale. Das US-Patent Nr. 5,654,443, erteilt am 5. August 1997 an Wollowitz et al., lehrt neue Psoralenzusammensetzungen für die Photodekontaminierung von Blut. Das US-Patent Nr. 5,709,991, erteilt am 20. Januar 1998 an Lin et al., lehrt die Verwendung von Psoralen für die Photodekontaminierung von Thrombozytenzubereitungen und das anschließende Entfernen von Psoralen. Das US-Patent Nr. 5,120,649, erteilt am 9. Juni 1992, und das verwandte US-Patent Nr. 5,232,844, erteilt am 3. August 1993 an Horowitz, et al., offenbart auch den Bedarf an der Verwendung von "Quenchern" in Kombination mit Photosensibilisatoren, die Lipidmembrane angreifen, und das US-Patent Nr. 5,360,734, erteilt am 1. November 1994 an Chapman et al., sprechen dieses Problem des Verhinderns der Schädigung anderer Blutbestandteile an.
Photosensibilisatoren, die Nucleinsäuren angreifen, sind im Stand der Technik bekannt. Das US-Patent Nr. 5,342,752, erteilt am 30. August 1994 an Platz et al., offenbart die Verwendung von Verbindungen auf der Basis von Acridinfarbstoffen, um die parasitische Kontaminierung in Blutmaterial zu verringern, das rote Blutkörperchen, Thrombozyten und Blutplasmaproteinfraktionen umfasst. Diese Materialien weisen eine, wenn auch geringe Toxizität, beispielsweise gegenüber roten Blutkörperchen auf. Das US-Patent Nr. 5,798,238, erteilt an Goodrich, Jr., et al., offenbart die Verwendung von Chinolon und Chinolonverbindungen für die Inaktivierung von viralen und bakteriellen Verunreinigungsstoffen.
Das Binden von DNS an photoaktive Mittel wurde in Verfahren zur Verringerung von lymphozytischen Populationen im Blut verwendet, wie im US-Patent Nr. 4,612,007, erteilt am 16. September 1986, und dem verwandten US-Patent Nr. 4,683,889, erteilt am 4. August 1987 an Edelson, gelehrt. erfindungsgemäße Erntegutbreitenmessmittel ist in der Lage nachzuweisen, wenn zwei Schwaden mit einer Lücke zwischen ihnen aufgenommen werden.
Mögliche Fehler in der ermittelten Schwadbreite könnten durch Erntegut bedingt werden, das im Nachweisbereich der Erntegutvorhandenseinssensoren verbleibt. Derartiges Erntegut sollte die vom Erntegutvorhandenseinssensor bereitgestellte Information nicht beeinflussen. Um dieses Problem zu lösen, lehrt die Erfindung, den Erntegutvorhandenseinssensor derart anzuordnen, dass bewegendes Erntegut jegliches stationäres Erntegut vom Erntegutvorhandenseinssensor entfernt (wischt). Das wird erreicht, indem man die äußere Oberfläche des Erntegutvorhandenseinssensors in der Ebene der Oberfläche des Erntegutannahme und/oder -verarbeitungsmittels anordnet. Wenn letzteres ein Erntevorsatz eines Mähdreschers oder Feldhäckslers ist, liegt demnach die äußere Oberfläche des Erntegutvorhandenseinssensors in der Ebene des Bettes des Tisches des Erntevorsatzes.
Das Signal vom Erntegutvorhandenseinssensor kann zusätzlich elektronisch durch einen Signalprozessor verarbeitet werden, um die Wirkung jeglichen stationären Ernteguts zu beseitigen, das den Erntegutvorhandenseinssensor betätigt. Somit kann das Ausgangssignal des Erntegutvorhandenseinssensors zeitabgeleitet und anschließend einem Komparator oder Schmidt-Trigger zugeführt werden.
Kapazitive Sensoren werden vorzugsweise als relativ billige und kompakte Erntegutvorhandenseinssensoren mit einem kleinen Nachweisbereich verwendet. Sie arbeiten auch bei Bedingungen, in denen Erntegut liegt.
Das erfindungsgemäße Erntegutbreitenmessmittel kann in einem Gerät zur Sammlung von Daten hinsichtlich durch eine landwirtschaftliche Maschine angenommenen und/oder verarbeiteten Ernteguts verwendet werden. Ein derartiges Erntedatenerzeugungsgerät umfasst ein Orts- und/oder Entfernungsmessmittel, wie einen GPS-Sensor und/oder einen Geschwindigkeitssensor. Außerdem wird ein mit dem Orts- und/oder Entfernungsmessmittel und dem Erntegutbreitenmessmittel verbundener Prozessor bereitgestellt, um Daten zu verarbeiten. Bei einer einfachen Ausführungsform wird nur die Fläche, von der Erntegut angenommen oder geerntet wird, durch den Prozessor ermittelt. Um die Fläche zu ermitteln, ist eine Information hinsichtlich der Schwadbreite erforderlich. Der erfindungsgemäße Schwadbreitensensor ermittelt diese Information. Somit werden die Nachteile konventioneller Hektarzähler – Abhängigkeit von der Position des Erntevorsatzes und unbekannter Schwadbreite, s. US 5 524 424 A – vermieden.
Vorzugsweise ist das Gerät zur Datensammlung betreibbar, eine Ertragskarte zu erstellen. Somit liefert ein Parametermessmittel zur Messung eines Parameters des angenommenen und/oder verarbeiteten Ernteguts (wie Gewicht pro Zeit oder Feuchtigkeit) Daten an den Prozessor. Aus diesen Daten erstellt der Prozessor eine Karte, die eine Variable darstellt, die vom Parameter an unterschiedlichen Orten des Felds abgeleitet ist. Diese Variable kann das Gewicht des aufgenommenen Ernteguts pro Fläche sein, die anhand des gemessenen, aufgenommenen Gewichts pro Zeiteinheit, der Schwadbreite und der Geschwindigkeit oder Position berechnet wird. Die Fläche wird unter Verwendung der Signale vom Erntegutbreitenmessmittel berechnet. Somit werden durch unbekannte Schwadbreite bedingte Fehler – wie oben beschrieben – in der Ertragskarte vermieden.
Die Signale vom Erntegutvorhandenseinssensor können auch verwendet werden, um festzustellen, ob überhaupt Erntegut aufgenommen wird, und ergibt somit eine Information, die den Start und das Ende des Schneidens definiert. Eine genaue Definition des Schneidens (oder keines Schneidens) ist für die Erstellung einer genauen Ertragskarte so wichtig wie die Messung der Erntegutbreite. Solange nicht wenigstens ein Erntegutvorhandenseinssensor das Vorhandensein von Erntegut anzeigt, wird der vom Prozessor ermittelte Ertrag als null angesehen.
Die Erfindung kann an jedem Typ Erntegut annehmender und/oder verarbeitender Maschine verwendet werden. Vorzugsweise wird sie an einem Mähdrescher verwendet, wobei die Erntegutvorhandenseinssensoren über die aktive Breite eines Schneidbalkens eines Vorsatzes des Mähdreschers verteilt sind. Sie könnte auch an einem Feldhäcksler verwendet werden, wobei die Sensoren über die Breite eines Maisvorsatzes verteilt sind. Die Verwendung der Erfindung an Mähern und jeglicher anderer landwirtschaftlichen Maschine, die Erntegut verarbeitet, annimmt, aufnimmt oder erntet, ist möglich.
In den Figuren ist eine bevorzugte Ausführungsform der Erfindung gezeigt, die im Folgenden detaillierter diskutiert wird. Die Figuren zeigen in:
1 eine seitliche Ansicht eines landwirtschaftlichen Axialflussmähdreschers,
2 eine Draufsicht auf den Vorsatz des Mähdreschers,
3 einen Querschnitt des Vorsatzes,
4 einen Querschnitt eines in den Tisch des Vorsatzes eingebetteten Erntegutvorhandenseinssensors,
5 einen Querschnitt eines oberhalb der oberen Oberfläche des Tisches des Vorsatzes angeordneten Erntegutvorhandenseinssensors,
6 einen Querschnitt durch einen unterhalb einer Steinleiste des Vorsatzes angeordneten Erntegutvorhandenseinssensors,
7 einen Querschnitt durch einen in die Steinleiste des Vorsatzes integrierten Erntegutvorhandenseinssensors,
8 eine Draufsicht des Vorsatzes des Mähdreschers mit einer anderen Ausführungsform von Erntegutvorhandenseinssensoren.
Die 1 zeigt einen landwirtschaftlichen Mähdrescher 10 mit einem Chassis 12 und Laufrädern 14, die es auf dem Boden abstützen. Ein Vorsatz 16 wird verwendet, um Erntegut aufzunehmen und es einem Schrägförderer 18 zuzuführen. Das Erntegut wird durch den Schrägförderer 18 einer Leittrommel 20 zugeführt. Die Leittrommel 20 leitet das Erntegut durch einen Einlassübergangsabschnitt 22 nach oben in einen rotierenden Drescher und Separator 24. Obwohl die Erfindung am Beispiel eines Rotormähdreschers beschrieben wird, kann sie auch an anderen Mähdreschern mit einem Elevator für sauberes Korn verwendet werden, wie an konventionellen Strohschüttlermaschinen.
Der rotierende Drescher und Separator 24 umfasst ein Rotorgehäuse 26 und einen im Rotorgehäuse 26 angeordneten Rotor 28. Das geerntete Erntegut tritt durch den Einlassübergangsabschnitt in das Rotorgehäuse 26 ein. Der rotierende Drescher und Separator 24 drischt und trennt das geerntete Erntegut. Korn und Kaff fallen durch Roste an der Unterseite des Rotorgehäuses in ein Reinigungssystem 34. Das Reinigungssystem 34 entfernt das Kaff und leitet das saubere Korn zu einem Körnerelevator 36, der es wiederum einem verteilenden Schraubenförderer 38 zuführt. Der verteilende Schraubenförderer 38 legt das saubere Korn in einem Korntank 40 ab. Das saubere Korn im Korntank 40 kann durch einen Entladeschneckenförderer 42 auf einen Anhänger oder Lastwagen entladen werden. Ausgedroschenes, vom Korn getrenntes Stroh wird aus dem rotierenden Drescher und Separator 24 durch einen Auslass einer Entladefördertrommel 46 zugeführt. Die Entladefördertrommel 46 stößt das Stroh am rückwärtigen Ende des Mähdreschers 10 aus.
Der Betrieb des Mähdreschers 10 wird in einer Bedienerkabine 48 kontrolliert. Ein Empfänger 50 zum Empfang von GPS-Signalen (globales Positionierungssystem) ist oberhalb der Bedienerkabine 48 angebracht. Obwohl es zumindest im Prinzip nicht erforderlich ist, wenn die Genauigkeit des Empfängers 50 hinreicht, kann ein Säuger und bedeutet nicht nichttoxisch für die Mikroorganismen, die inaktiviert werden. "Wesentliche Zerstörung" der biologischen Aktivität bedeutet mindestens so viel Zerstörung, wie durch Porphyrin und Porphyrinderivate, -metabolite und -vorläufer verursacht wird, von denen bekannt ist, dass sie eine schädigende Wirkung auf biologisch aktive Proteine und Zellen von Menschen und Säugern haben. In ähnlicher Weise bedeutet "im wesentlichen nicht toxisch" weniger toxisch als Porphyrin, Porphyrinderivate, -metabolite und -vorläufer, die für die Sterilisierung von Blut bekannt sind.
Der Begriff "Blutprodukt", wie hier verwendet, umfasst Blutbestandteile und therapeutische Proteinzusammensetzungen, die von Blut abgeleitete Proteine enthalten wie vorstehend definiert. Fluida, die andere biologisch wirksame Proteine enthalten, als diejenigen, die von Blut abgeleitet sind, können auch mit den erfindungsgemäßen Verfahren behandelt werden.
Die endogenen Photosensibilisatoren und die endogenbasierten Photosensibilisatorderivate, die bei dieser Erfindung verwendet werden, zerstören die biologische Aktivität anderer Fluidbestandteile als der Mikroorganismen nicht wesentlich. So viel biologische Aktivität dieser Komponenten wie möglich wird beibehalten, obgleich in bestimmten Fällen, wenn die Verfahren optimiert sind, ein geringer Verlust der biologischen Aktivität, z.B. die Denaturierung der Proteinbestandteile, gegen die wirksame Dekontaminierung des Fluids ausgeglichen werden muss. So lange die Fluidbestandteile eine ausreichende biologische Aktivität beibehalten, um für ihren Verwendungszweck oder ihre natürlichen Zwecke brauchbar zu sein, werden ihre biologischen Aktivitäten nicht als "im Wesentlichen zerstört" erachtet.
Die bei der vorliegenden Erfindung brauchbaren Photosensibilisatoren umfassen alle Photosensibilisatoren, deren Brauchbarkeit zum Inaktivieren von Mikroorganismen im Stand der Technik bekannt ist. Ein "Photosensibilisator" ist als eine Verbindung definiert, die die Strahlung von einer oder mehreren definierten Wellenlängen absorbiert und anschließend die absorbierte Energie verwendet, um einen chemischen Prozess durchzuführen. Beispiele solcher Photosensibilisatoren umfassen Porphyrine, Psoralene, Farbstoffe wie Neutralrot, Methylenblau, Acridin, Toluidine, Flavin (Acriflavinhydrochlorid) und Phenothiazinderivate, Cumarine, Chinolone, Chinone und Anthrochinone. Photosensibilisatoren dieser Erfindung können Verbindungen umfassen, die vorzugsweise Nucleinsäuren absorbie ren, wodurch sie ihre photodynamische Wirkung auf Mikroorganismen und Viren mit wenig oder keiner Wirkung auf die verbundenen Zellen oder Proteine konzentrieren. Andere Photosensibilisatoren sind auch bei dieser Erfindung brauchbar wie diejenigen, bei denen von Singlettsauerstoff abhängige Mechanismen verwendet werden. Am meisten bevorzugt sind endogene Photosensibilisatoren. Der Ausdruck "endogen" bedeutet in einem humanen oder Säugerkörper, entweder als Ergebnis der Synthese durch den Körper oder aufgrund der Aufnahme als wesentliches Nahrungsmittel (z.B. Vitamine) oder der Bildung von Metaboliten und/oder Nebenprodukten in vivo natürlich gefunden. Beispiele solcher endogener Photosensibilisatoren sind Alloxazine wie 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin (Riboflavin), 7,8,10-Trimethylisoalloxazin (Lumiflavin), 7,8-Dimethylalloxazin (Lumichrom), Isoalloxazin-Adenin-Dinucleotid (Flavinadenindinucleotid [FAD]), Alloxazinmononucleotid (auch als Flavinmononucleotid [FMN] und Riboflavin-5-phosphat bekannt), K-Vitamine, Vitamin L, ihre Metaboliten und Vorläufer und Napththochinone, Naphthaline, Naphthole und ihre Derivate, die planare Molekularkonformationen aufweisen. Der Ausdruck "Alloxazin" umfasst Isoalloxazine. Endogenbasierte Derivatphotosensibilisatoren umfassen synthetisch abgeleitete Analoga und Homologa von endogenen Photosensibilisatoren, die niedere (1 bis 5) Alkyl- oder Halogensubstituenten der Photosensibilisatoren, von denen sie abgeleitet sind, aufweisen können oder nicht und die die Funktion und die wesentliche Nichttoxizität davon bewahren. Wenn endogene Photosensibilisatoren verwendet werden, insbesondere wenn solche Photosensibilisatoren nicht inhärent toxisch sind oder keine toxischen Photoprodukte nach der Photobestrahlung ergeben, ist nach der Dekontaminierung kein Entfernungs- oder Reinigungsschritt erforderlich, und behandeltes Produkt kann direkt dem Körper eines Patienten zurückgeführt werden oder einem Patienten, der seine therapeutische Wirkung benötigt, verabreicht werden. Bevorzugte endogene Photosensibilisatoren sind:
7,8-Dimethyi-10-ribityl isoalloxazin.
7,8-Dimethylalloxazin
7,8,10-Trimethylisoalloxazin
VITAMIN K1
VITAMIN K1 OXID
VITAMIN K2
VITAMIN K5
VITAMIN K6
VITAMIN K7
VITAMIN K-S(II)
VITAMIN L
Der Photosensibilisator dieser Erfindung wird mit dem zu dekontaminierenden Material gemischt. Das Mischen kann einfach durch die Zugabe des Photosensibilisators in trockener oder wässeriger Form oder der Lösung dieser Erfindung, die den Photosensibilisator enthält, zu einem zu dekontaminierenden Fluid durchgeführt werden. Das zu dekontaminierende Material, dem der Photosensibilisator zugegeben worden ist, kann an einer Photostrahlungsquelle vorbeigeführt werden, und der Strom des Materials sorgt im Allgemeinen für eine ausreichende Turbulenz, um den Photosensibilisator in dem ganzen zu dekontaminierenden Fluid zu verteilen. Alternativ können das Fluid und der Photosensibilisator in einen photodurchlässigen Behälter verbracht werden und, vorzugsweise während der Behälter geschüttelt wird, im Chargenmodus bestrahlt werden, um den Photosensibilisator vollständig zu verteilen und das gesamte Fluid der Strahlung auszusetzen.
Die Menge des Photosensibilisators, die mit dem Fluid zu vermischen ist, ist eine Menge, die ausreicht, um die darin enthaltenen Mikroorganismen angemessen zu inaktivieren, jedoch weniger als eine (für Menschen oder andere Säuger) toxische oder unlösliche Menge. Wie hier gelehrt, können optimale Konzentrationen für gewünschte Photosensibilisatoren leicht von Fachleuten ohne übermäßiges Experimentieren bestimmt werden. Vorzugsweise wird der Photosensibilisator in einer Konzentration von mindestens etwa 1 μM bis zu der Löslichkeit des Photosensibilisators in dem Fluid und vorzugsweise etwa 10 μM verwendet. Für 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin ist ein Konzentrationsbereich zwischen etwa 1 μM und etwa 160 μM, vorzugsweise etwa 8 μM bis 50 μM, bevorzugt.
Das den Photosensibilisator enthaltende Fluid wird einer Photostrahlung der geeigneten Wellenlänge ausgesetzt, um den Photosensibilisator unter Verwendung einer Menge der Photostrahlung, die ausreicht, um den Photosensibilisator wie vorstehend beschrieben zu aktivieren, aber weniger ist als diejenige, die eine nichtspezifische Schädigung der biologischen Bestandteile verursachen würde oder im Wesentlichen die biologischen Aktivität der in dem Fluid vorhandenen anderen Proteine stören würde, zu aktivieren. Die verwendete Wellenlänge hängt wie im Stand der Technik bekannt von dem gewählten Photosensibilisator ab oder kann bei Befolgung der vorliegenden Lehren leicht ohne übermäßiges Experimentieren bestimmt werden. Vorzugsweise ist die Lichtquelle eine fluoreszierende oder eine lumineszierende Quelle, die Licht von etwa 300 nm bis 700 nm, und stärker bevorzugt etwa 340 nm bis etwa 650 nm Strahlung, zur Verfügung stellt. Wellenlängen im ultravioletten bis sichtbaren Bereich sind bei dieser Erfindung brauchbar. Die Lichtquelle oder die Lichtquellen kann bzw. können Licht in dem sichtbaren Bereich, Licht in dem ultravioletten Bereich oder eine Mischung von Licht in dem sichtbaren und ultravioletten Bereich zur Verfügung stellen.
Der aktivierte Photosensibilisator kann die vorhandenen Mikroorganismen inaktivieren, z.B. durch Stören ihrer Replikation. Die Wirkspezifizität des Photosensibilisators wird durch die große Nähe des Photosensibilisators zu der Nucleinsäure des Mikroorganismus verliehen, und dies kann sich aus dem Binden des Photosensibilisators an der Nucleinsäure ergeben. "Nucleinsäure" umfasst Ribonucleinsäure (RNS) und Desoxyribonucleinsäure (DNS). Andere Photosensibilisatoren können wirken, indem sie sich an die Zellmembrane binden oder durch andere Mechanismen wirken. Der Photosensibilisator kann auch auf den Mikroorganismus, der zu inaktivieren ist, durch kovalentes Koppeln an einen Antikörper, vorzugsweise einen spezifischen monoklonalen Antikörper an den Mikroorganismus zielgerichtet werden.
Das den Photosensibilisator enthaltende Fluid kann in einem photodurchlässigen Behälter bestrahlt werden. Der Ausdruck "Behälter" bezieht sich auf einen geschlossenen oder offenen Raum, der aus einem starren oder flexiblen Material hergestellt sein kann, beispielsweise ein Beutel oder eine Schachtel oder ein Trog sein kann. Er kann an der Oberseite geschlossen oder offen sein und kann an beiden Enden Öffnungen haben, beispielsweise ein Rohr oder ein Rohrleitung sein, um den Durchfluss von Fluid darin zu gestatten. Eine Küvette wurde verwendet, um eine Ausführungsform der Erfindung, die ein Durchflusssystem umfasst, zu veranschaulichen. Sammelbeutel, wie diejenigen, die mit dem Trima^TM-, Spectra^TM- und Apheresesystem der Cobe Laboratories, Inc. verwendet werden, und durchlässige Beutel, die zur Aufnahme von Fluid geeignet sind, wurden verwendet, um eine weitere Ausführungsform zu veranschaulichen, die eine chargenweise Behandlung des Fluids umfasst.
Der Ausdruck "lichtdurchlässig" bedeutet, dass das Material des Behälters gegenüber der Photostrahlung der geeigneten Wellenlänge zum Aktivieren des Photosensibilisators angemessen durchsichtig ist. Bei dem Durchflusssystem besitzt der Behälter eine Tiefe (Abmessung in der Richtung der Strahlung von der Photostrahlungsquelle gemessen), die ausreicht, um die Photostrahlung angemessen in den Behälter eindringen zu lassen, um die Photosensibilisatormoleküle in allen Abständen von der Lichtquelle zu kontaktieren und die Inaktivierung der Mikroorganismen in dem zu dekontaminierenden Fluid sicherzustellen, und eine Länge (Abmessung in der Richtung der Fluidströmung), die ausreicht, um eine ausreichende Aussetzungszeit des Fluids an die Photostrahlung sicherzustellen. Die Materialien zur Herstellung solcher Behälter, die Tiefe und die Länge der Behälter können von Fachleuten ohne übermäßiges Experimentieren auf einfache Weise gemäß deren Lehren bestimmt werden, und zusammen mit der Strömungsrate des Fluids durch den Behälter bestimmen die Intensität der Photostrahlung und die Absorptionszahlen der Fluidbestandteile, z.B. Plasma, Thrombozyten, rote Blutkörperchen, die Menge an Zeit, die das Fluid der Photostrahlung ausgesetzt werden muss. Für 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin liegt eine bevorzugte Menge an Strahlung zwischen etwa 1 J/cm² bis 200 J/cm².
Das zu behandelnde Fluid kann auch in einen photodurchlässigen Behälter verbracht werden, der geschüttelt wird und der Photostrahlung für eine Zeitspanne ausgesetzt wird, die ausreichend ist, um die Mikroorganismen im Wesentlichen zu inaktivieren. Der lichtdurchlässige Behälter ist vorzugsweise ein Blutbeutel, der aus transparentem oder halbtransparenten Kunststoff hergestellt ist, und die Schütteleinrichtung ist vorzugsweise ein Rütteltisch. Der Photosensibilisator kann dem Behälter in trockener Form als Pulver, Tablette, Kapsel oder Pille oder in flüssiger Form zugegeben werden, und der Behälter wird geschüttelt, um den Photosensibilisator mit dem Fluid zu mischen und um das gesamte Fluid der Photostrahlung angemessen auszusetzen, um die Inaktivierung der Mikroorganismen sicherzustellen. Bei der bevorzugten Ausführungsform wird der Photosensibilisator mit den anderen Bestandteilen der Additivlösung kombiniert und eine solche Additivlö sung, die den Photosensibilisator enthält, wird dem zu behandelnden Fluid zugegeben. Es wird auch in Erwägung gezogen, dass das Aussetzen des Fluids an Photostrahlung auch ohne Schütteln des photodurchlässigen Behälters stattfinden kann oder dass ein solches Schütteln vor dem Aussetzen stattfinden kann.
Der Photosensibilisator kann dem photodurchlässigen Behälter vor dem Sterilisieren eines solchen Behälters oder nach dem Sterilisieren zugegeben werden. Wenn die bevorzugte Additivlösung, die den Photosensibilisator enthält, verwendet wird, ist es bevorzugt, dass die Glucose- und Photosensibilisatormischung während des Sterilisierens von der Citrat- und Bicarbonatmischung getrennt wird, um den Abbau der Glucose und des Photosensibilisators zu verhindern. Insbesondere sollte die Glucose-/Photosensibilisatormischung bei einem niedrigeren pH als demjenigen der Citrat-/Bicarbonatmischung sterilisiert werden.
Diese Erfindung umfasst auch Fluida, die biologisch aktives Protein, Blut oder Blutbestandteile umfassen und auch den endogenen Photosensibilisator oder einen endogenbasierten Derivatphotosensibilisator und eine Additivlösung enthalten. Das Fluid kann auch inaktivierte Mikroorganismen enthalten.
Jedes Mittel für die Zugabe des Photosensibilisators oder der den Photosensibilisator enthaltenden Additivlösung zu dem zu dekontaminierenden Fluid und zum Verbringen des Fluids in den lichtdurchlässigen Behälter, das im Stand der Technik bekannt ist, kann verwendet werden, wobei eine solche Einrichtung typischerweise Strömungsrohrleitungen, Öffnungen, Speicher, Ventile und dergleichen umfasst. Es kann wünschenswert sein, dass das System Einrichtungen wie Pumpen oder einstellbare Ventile zum Steuern der Strömung des Photosensibilisators in das zu dekontaminierende Fluid umfasst, so dass seine Konzentration auf wirksamen Werte wie vorstehend beschrieben gesteuert werden kann. Der Photosensibilisator kann dem zu dekontaminierenden Fluid in einer vorgemischten wässerigen Lösung, beispielsweise in Wasser oder Lagerpufferlösung, zugegeben werden. Vorzugsweise wird der Photosensibilisator dem zu dekontaminierenden Fluid in wässeriger Form zugegeben, er kann jedoch auch als trockenes Medium in Pulver-, Pillen-, Tabletten- oder Kapselform zugegeben werden.
Bei einer Ausführungsform wird das Fluid in einen photodurchlässigen Behälter wie einen Blutbeutel verbracht, beispielsweise mit dem im US-Patent Nr. 5,653,887 beschriebenen Apheresesystem verwendet, und geschüttelt, während es der Photostrahlung ausgesetzt wird. Geeignete Beutel umfassen Sammelbeutel wie hier beschrieben. Sammelbeutel, die in dem Spectra^TM-System oder Trima^TM-Apheresesystem der Cobe Laboratories, Inc. verwendet werden, sind besonders geeignet. Rütteltische sind beispielsweise im Stand der Technik bekannt, wie in dem US-Patent Nr. 4,880,788 beschrieben ist. Der Beutel ist mit mindestens einer Öffnung zum Hinzufügen von Fluid versehen. Bei einer Ausführungsform wird eine Additivlösung, die den Photosensibilisator enthält, vorzugsweise 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, dem mit Fluid gefüllten Beutel in flüssiger Form zugegeben. Der Beutel wird dann auf einen Rütteltisch gelegt und unter Photostrahlung geschüttelt, bis im Wesentlichen das gesamte Fluid der Photostrahlung ausgesetzt worden ist. Alternativ kann der Beutel mit pulverförmigem Photosensibilisator und/oder darin enthaltenen pulverförmigen Additivlösungsbestandteilen vorgepackt sein. Das zu dekontaminierende Fluid kann dann durch eine geeignete Öffnung zugegeben werden.
Dekontaminierungssysteme der vorstehend beschriebenen Art können als unabhängige Einheiten konstruiert sein oder können leicht in bestehende, im Stand der Technik bekannte Vorrichtungen zum Trennen oder Behandeln von Blut, das einem Patienten abgenommen oder ihm verabreicht wird, eingebaut werden. Beispielsweise umfassen solche Bluthandhabungsvorrichtungen die COBE Spectra^TM- oder TRIMA^TM-Apheresesysteme, erhältlich von den Cobe Laboratories, Inc., Lakewood, CO., oder die Vorrichtungen, die in dem US-Patent Nr. 5,653,887 und U.S. Ser. No. 08/924,519, eingereicht am 5. September 1997 (PCT-Veröffentlichung Nr. WO 99/11305) der Cobe Laboratories, Inc. beschrieben sind, sowie die Apheresesysteme anderer Hersteller. Das Dekontaminierungssystem kann genau stromabwärts des Punkts, an dem Blut getrennt und gesammelt wird genau vor dem Einbringen des Blutprodukts in den Patienten oder an einem beliebigen Punkt nach der Trennung der Blutbestandteile eingefügt werden. Bei einer bevorzugten Ausführungsform wird der Photosensibilisator den Blutbestandteilen zusammen mit der Lagerungs- oder Additivlösung zugegeben. Es wird des weiteren in Erwägung gezogen, dass separate Strahlungsquellen und Küvetten stromabwärts der Sammelpunkte für Thrombozyten, für Plasma und für rote Blutkörperchen angeordnet werden können. Die Verwendung von drei separaten Blutdekontaminierungssystemen ist gegenüber dem Anordnen eines einzigen Blutdekontaminierungssystems stromaufwärts des Bluttrennungsgefäßes eines Apheresesystems bevorzugt, da die geringen Strömungsraten in den getrennten Bestandteilsleitungen eine leichtere Bestrahlung gestatten. Bei anderen Ausführungs formen können die Dekontaminierungssysteme dieser Erfindung dazu verwendet werden, um zuvor gesammelte und gelagerte Blutprodukte zu bearbeiten.
Die endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren, die hier offenbart sind, können bei bereits existierenden Dekontaminierungssystemen für Blutbestandteile und auch bei den hier offenbarten Dekontaminierungssystemen verwendet werden. Beispielsweise können die endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren dieser Erfindung bei den Dekontaminierungssystemen verwendet werden, die in den US-Patenten Nr. 5,290,221 und 5,536,238 beschrieben sind.
Kurze Beschreibung der Zeichnungen
1 zeigt eine Bluttrennungsvorrichtung für das Sammeln eines Blutbestandteils zur Verwendung mit der Additivlösung der vorliegenden Erfindung.
2 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der Blutbeutel verwendet werden, die vorgepackt sind, um den Photosensibilisator zu enthalten, der für die Inaktivierung der Verunreinigungsstoffe in dem Blut oder einem anderen Körperfluid notwendig ist.
3 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der Blutbeutel wie in 2 mit einem Behälter in der Rohrleitung zwischen den Beuteln verwendet werden.
4 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der ein Blutbeutel, der das Fluid enthält, das behandelt wird, und der Photosensibilisator und ein Rütteltisch verwendet werden, um das Fluid zu schütteln, während es der Photostrahlung aus einer Lichtquelle ausgesetzt wird.
5 zeigt die Dekontaminierungsanordnung dieser Erfindung.
6 zeigt das Riboflavinextinktionsspektrum.
7 zeigt die Photozersetzung des Riboflavins in dem Antikoagulans Säurecitratdextrat- (ACD) Lösung im Lauf der Zeit. Die durchgezogene Linie mit Kreisen gibt den Prozentsatz des anfänglichen Riboflavins, das bei 373 nm verbleibt, an. Die gepunktete Linie mit Vierecken gibt den Prozentsatz des anfänglichen Riboflavins, das bei 447 nm verbleibt, an.
8 zeigt den Lichtstrom, der in mW pro cm² erforderlich ist, als Funktion der Strömungsrate, d.h. den Strom, der erforderlich ist, um ein Joule/cm² zu einer Probe in der Küvette zu liefern.
9 zeigt die Inaktivierung von Bakterien als Funktion der Thrombozytenzubereitung und Strahlungsenergie unter Verwendung von 90 % Thrombozyten und 10 % Thrombozytenadditivlösung (90 : 10) und 30 % Thrombozyten mit 70 % Additivlösung (30 : 70).
10 zeigt die Wirkung der Zugabe von Antioxidantien zu dem Thrombozytenkonzentrat auf die Inaktivierung von Viren, Bakteriophagen und Bakterien.
11 zeigt die Inaktivierungskurve für den Herpes Simplex Typ II Virus als Funktion der Konzentration des Photosensibilisators bei einer Strahlungsenergie von 20 J/cm² unter Verwendung von ultraviolettem und sichtbaren Licht jeweils zur Hälfte.
12 zeigt die Inaktivierung von S. epidermidis bei verschiedenen Konzentrationen von Photosensibilisator und Strahlungsenergien.
13 zeigt die Inaktivierung von ΦX174 bei unterschiedlichen Konzentrationen von Photodesensibilisator und Strahlungsenergien.
14 zeigt die Inaktivierung von S. aureus und ΦX174 bei verschiedenen Strahlungsenergien unter Verwendung einer 50 : 50 Mischung von ultraviolettem und sichtbaren Licht.
15 zeigt die Inaktivierung von S. epidermidis und HSV-II bei unterschiedlichen Strahlungsenergien unter Verwendung einer 50 : 50 Mischung von ultraviolettem und sichtbaren Licht.
16 zeigt die Inaktivierung des HSV2 Virus in Blutbeuteln, die geschüttelt und mit verschiedenen Energieniveaus bestrahlt werden.
17 vergleicht die Inaktivierungsergebnisse für den Vaccinia-Virus in verschiedenen Fluida unter Verwendung von ultraviolettem Licht allein oder 50 : 50 sichtbarem und ultravioletten Licht.
18 vergleicht die Inaktivierungsergebnisse mit und ohne Sensibilisator des Vaccinia-Virus bei verschiedenen Bestrahlungszeiten.
19 vergleicht die Inaktivierung von extrazellulärem HIV-1 bei 5 und 50 μM des Photosensibilisators und verschiedenen Bestrahlungsenergien.
20 vergleicht die Inaktivierung von intrazellulärem HIV-1 bei 5 und 50 μM Photosensibilisator und verschiedenen Strahlungsenergien.
21 vergleicht die Inaktivierung von intrazellulärem HIV-1 bei 5 und 50 μM Photosensibilisator und verschiedenen Strahlungsenergien unter Verwendung des p24 Antigenniveaus.
22 zeigt die Inaktivierung von HSV-II bei unterschiedlichen Strahlungsniveaus unter Verwendung eines Thrombozytenkonzentrats und eines Thrombozytenkonzentrats in Medien, die eine Thrombozytenadditivlösung mit Ascorbat enthalten.
Detaillierte Beschreibung
Die Dekontaminierungs- und die Lagerungs-/Additivlösung dieser Erfindung unter Verwendung der endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren ist hier beispielhaft unter Verwendung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin als Photosensibilisator beschrieben, jedoch kann ein beliebiger Photosensibilisator verwendet werden, der durch Photostrahlung aktiviert werden kann, um die Inaktivierung von Mikroorganismen zu bewirken. Der Photosensibilisator muss einer sein, der die gewünschten Bestandteile des Fluids, das dekontaminiert wird, nicht zerstört und der auch vorzugsweise als Ergebnis der Photostrahlung nicht in Produkte zerfällt, die gewünschte Bestandteile beträchtlich zerstören oder eine beträchtliche Toxizität besitzen.
Erfindungsgemäß wird das zu dekontaminierende Fluid mit dem Photosensibilisator und der Additivlagerungslösung gemischt und dann mit einer ausreichenden Menge an Photostrahlung bestrahlt, um den Photosensibilisator zu aktivieren, damit er mit den Mikroorganismen in dem Fluid derart reagiert, dass die Mikroorganismen in dem Fluid inaktiviert werden. Die Menge an Photostrahlung, die die Mikroorganismen in dem Fluid erreicht, wird durch Wählen einer geeigneten Photostrahlungsquelle, einem geeigneten Abstand der Photostrahlungsquelle von dem zu dekontaminierenden Fluid, einem geeigneten photodurchlässigen Material für den Behälter für das Fluid, einer geeigneten Tiefe, um das vollständige Eindringen der Photostrahlung in den Behälter zu gestatten, und Photostrahlungsverstärkern wie einer oder mehreren zusätzliche Photostrahlungsquellen, vorzugsweise auf der der ersten gegenüberliegenden Seite des Behälters, oder Reflektoren, um Licht von der Strahlungsquelle zurück in den Behälter zu reflektieren, gesteuert. Falls ein Durchflusssystem verwendet wird, werden auch geeignete Strömungsgeschwindigkeiten für das Fluid in dem Behälter und eine geeignete Behälterlänge ausgewählt, um für eine ausreichende Zeit für die Inaktivierung der vorhandenen Mikroorganismen zu sorgen. Temperaturüberwachungseinrichtungen und Steuereinrichtungen können auch erforderlich sein, um das Fluid auf einer optimalen Temperatur zu halten.
Für Chargensysteme ist es bevorzugt, das zu dekontaminierende Fluid zusammen mit dem Photosensibilisator, der Additivlösungen enthält, in Beutel zu verbringen, die photodurchlässig oder mindestens ausreichend photodurchlässig sind, um dafür zu sorgen, dass eine ausreichende Strahlung ihren Inhalt erreicht, um den Photosensibilisator zu aktivieren. Ausreichend Photosensibilisator zusammen mit Lager- und Additivlösung wird jedem Beutel zugegeben, um für eine Inaktivierung zu sorgen, vorzugsweise eine Photosensibilisatorkonzentration von mindestens etwa 10 μM zur Verfügung zu stellen. Und der Beutel wird während der Bestrahlung, vorzugsweise bei etwa 1 bis etwa 200 J/cm² während eines Zeitraums zwischen etwa 6 und etwa 60 Minuten geschüttelt, um sicherzustellen, dass im Wesentlichen das gesamte Fluid der Strahlung ausgesetzt wird. Sichtbares oder ultraviolettes Licht oder eine Kombination von sichtbarem und ultraviolettem Licht kann verwendet werden. Bei einer alternativen Ausführungsform kann der Photosensibilisator in trockener Form als Pulver oder als Pille, Tablette oder Kapsel zugegeben werden. Das zu dekontaminierende Fluid kann Additiva oder gerinnungshemmende Lösungen enthalten, und das Blutprodukt oder die Blutbestandteile können in solchen Lösungen gelagert werden.
Bei dem Verfahren werden vorzugsweise endogene Photosensibilisatoren, einschließlich endogener Photosensibilisatoren, verwendet, die durch Stören der Nucleinsäurereplikation wirken. 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin ist der bevorzugte Photosensibilisator zur Verwendung bei der vorliegenden Erfindung. Die Chemie, von der angenommen wird, dass sie zwischen 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin und Nucleinsäuren auftritt, schreitet nicht über von Singlettsauerstoff abhängigen Prozessen (d.h. Typ II Mechanismus), sondern eher durch direkte Wechselwirkungen zwischen Sensibilisator und Substrat (Typ I Mechanismus) fort. Cadet et al. (1983) J. Chem., 23: 420–429, zeigen klar, dass die Wirkungen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin auf die Oxidation von Guanosinresten mit Nichtsinglettsauerstoff zurückzuführen sind. Des weiteren scheinen Adenosinbasen gegenüber den Wirkungen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin plus UV-Licht empfindlich zu sein. Dies ist wichtig, da Adenosinreste gegenüber von Singlettsauerstoff abhängigen Prozessen relativ unempfindlich sind. 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin scheint bei Aussetzung an UV-Licht keine großen Mengen an Singlettsauerstoff zu erzeugen, sondern seine Wirkungen eher durch direkte Wechselwirkungen mit dem Substrat (z.B. Nucleinsäuren) durch Elektronenübertragungsreaktionen mit Sensibilisatorspezies im Anregungszustand auszuüben. Da sich eine unterschiedslose Schädigung der Zellen und Proteine hauptsächlich aus Singlettsauerstoffquellen ergibt, gestattet dieser mechanistische Weg für die Wirkung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin eine größere Selektivität in seiner Wirkung als es der Fall bei Verbindungen wie Psoralenen ist, die eine beträchtliche Chemie des Typs II besitzen.
1 zeigt ein Blutvorrichtungs- und Apheresesystem zum Sammeln von Blutbestandteilen zur Verwendung mit der Photosensibilisatorlagerlösung dieser Erfindung. Vollblut wird dem Spender/Patienten 4 abgenommen und einem Apheresesystem oder einer Blutbestandteilstrennungsvorrichtung 8 zugeführt, wo das Blut in verschiedene Bestandteilstypen getrennt wird, und mindestens einer dieser Blutbestandteilstypen wird aus der Vorrichtung 8 entfernt. Diese Blutbestandteile können dann für die anschließende Verwendung durch einen anderen vorgesehen werden oder sie können einer therapeutischen Behandlung unterzogen und dem Spender/Patienten 4 wieder zugeführt werden.
In der Blutbestandteilstrennungsvorrichtung 8 wird Blut dem Spender/Patienten 4 entnommen und durch einen extrakorporealen Rohrleitungskreislauf 10 und ein Blutbearbeitungsgefäß 12 geleitet, die ein vollständig geschlossenes und steriles System bilden. Die Blutbestandteilstrennungsvorrichtung 8 ist mit einer Pumpe (nicht gezeigt) verbunden. Blut strömt von dem Spender/Patienten 4 durch den extrakorporealen Rohrleitungskreislauf 10 und in ein sich drehendes Blutbearbeitungsgefäß 12. Das Blut innerhalb des Blutbearbeitungsgefäßes 12 wird in verschiedene Blutbestandteilstypen getrennt, und diese Bestandteilstypen (Thrombozyten, Plasma, rote Blutkörperchen) werden ständig aus dem Blutbearbeitungsgefäß 12 entfernt. Die Blutbestandteile, die nicht für das Sammeln oder für die therapeutische Behandlung zurückbehalten werden (z.B. rote Blutkörperchen, weiße Blutkörperchen, Plasma, falls Thrombozyten gesammelt werden sollen) werden auch aus dem Blutbearbeitungsgefäß 12 entfernt und dem Spender/Patienten 4 über den extrakorporealen Rohrleitungskreislauf 10 zurückgeführt.
Der Betrieb der Blutbestandteilstrennungsvorrichtung wird vorzugsweise durch einen oder mehrere darin enthaltene Computerprozessoren gesteuert.
Der extrakorporeale Rohrleitungskreislauf 10 umfasst eine Kassettenanordnung 14 und eine Reihe von Rohrleitungsanordnungen 20, 50, 60, 70, 80, 90, 100, die dazwischen verbunden sind. Die Rohrleitungsanordnung für die Blutentfernung/Blutzurückführung 20 stellt eine einzige Nadelgrenzfläche zwischen einem Spender/Patienten 4 und der Kassettenanordnung 14 zur Verfügung und die Bluteinlass-/Blutbestandteilrohrleitungsunteranordnung 60 stellt die Grenzfläche zwischen der Kassettenanordnung 14 und dem Blutbearbeitungsgefäß 12 zur Verfügung. Eine Antikoagulansrohrleitungsanordnung 50, eine Thrombozytensammelrohrleitungsanordnung 80, eine Plasmasammelrohrleitungsanordnung 90, eine Sammelrohrleitungsanordnung 70 für rote Blutkörperchen, und eine Entlüftungsbeutelrohrleitungsanordnung 100 sind ebenfalls mit der Kassettenanordnung 14 verbunden.
Die Rohrleitungsanordnung 20 für das Entfernen und Zurückführen von Blut umfasst eine Nadelunteranordnung 30, die damit verbunden ist und eine Antikoagulansrohrleitung 26, die mit der Antikoagulansrohrleitungsanordnung 50 über die Kassettenanordnung 14 verbunden ist.
Die Kassettenanordnung 14 umfasst eine vordere und hintere geformte Kunststoffplatte, die miteinander heißverschweißt sind, um ein rechteckiges Kassettenelement mit integralen Fluidwegen zu bilden. Die Kassettenanordnung 14 umfasst des weiteren eine Reihe von sich nach außen erstreckenden Rohrleitungsschleifen, die die verschiedenen integralen Wege verbinden. Die integralen Wege sind auch mit den verschiedenen Rohrleitungsanordnungen verbunden.
Insbesondere verbindet die Kassettenanordnung 14 sich mit der Antikoagulansrohrleitung 26 der Rohrleitungsanordnung 20 für das Blutentfernen und -zurück-führen und mit der Antikoagulansrohrleitungsanordnung 50. Die Antikoagulansrohrleitungsanordnung 50 umfasst eine Spike-Tropfkammer 52, die mit der Antikoagulans- und Photosensibilisatorquelle 53 und einem Sterilisierungsfilter 56 verbindbar ist. Während der Verwendung liefert die Antikoagulansrohrleitungsanordnung 50 Antikoagulans zu dem Blut, das aus dem Spender/Patienten 4 entfernt wurde, um jegliche Gerinnung im extrakorporealen Rohrleitungskreislauf 10 zu verringern oder zu verhindern. Viele Antikoagulantien sind im Stand der Technik bekannt, beispielsweise wie in Kapitel 3 des AABB Technical Manual, 11. Auflage, 1993, offenbart, einschließlich ACD-A, ACD-B, CPD, CP-2D, CPDA-1 und Heparin. Diese sowie die Zelllagerlösungen AS-1, AS-3, AS-5, SAGM, MAP, PAS, PAS II, Plasmalyt A, PAS III, SetaSol, T-Sol und PSM-1H sind alle mit den hier beschriebenen, endogenen Photosensibilisatoren und endogenbasierten Derivatphotosensibilisatoren kompatibel.
Die Kassettenanordnung 14 umfasst auch eine Verbindung mit einer Blutabnahmerohrleitung der Rohrleitungsanordnung 20 für die Abnahme/Rückführung von Blut. Blut strömt durch die Drucksensoren und einen Einlassfilter in der Kassettenanordnung 14 und folglich zu der Bluteinlassrohrleitung 62. Die Bluteinlassrohrleitung 62 ist auch mit dem Blutbearbeitungsgefäß 12 verbunden, um Vollblut zur Bearbeitung dorthin zu liefern.
Um getrennte Blutbestandteile zu der Kassettenanordnung 14 zurückzuführen, umfasst die Bluteinlass-/Blutbestandteilsrohrleitungsanordnung 60 des weiteren eine Auslassleitung für rote Blutkörperchen (RBC)/Plasma, eine Thrombozytenauslassleitung und eine Plasmaauslassleitung, die mit entsprechenden Auslassöffnungen an dem Blutbearbeitungsgefäß 12 verbunden sind. Die Auslassrohrleitung für rote Blutkörperchen (RBC)/Plasma lenkt die abgetrennten roten Blutkörperchen (RBC)/Plasmabestandteile durch die Kassettenanordnung 14, durch die Sammelrohrleitungsanordnung 70 für rote Blutkörperchen zum Sammelbeutel 74 für rote Blutkörperchen. Die Thrombozytenauslassrohrleitung lenkt die abgetrennten Thrombozyten durch die Kassettenanordnung 14 zu der Thrombozytensammelrohrleitungsanordnung 80 und zu den Thrombozytensammelbeuteln 84. Die Plasmaauslassrohrleitung lenkt abgetrenntes Plasma durch die Kassettenanordnung 14 durch die Plasmasammelrohrleitungsanordnung 90 zum Plasmasammelbeutel 94. Der Entlüftungsbeutel 104 kann zum Entlüften von Gasen innerhalb des Systems verwendet werden.
2 und 3 zeigen eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der Blutbeutel oder andere lichtdurchlässige Behälter, die bei der Lagerung von Blut verwendet werden, vorgepackt sind, damit sie den Photosensibilisator bei der bevorzugten Ausführungsform dieser Erfindung entweder in trockner oder wässeriger Form enthalten. Die in diesen Figuren gezeigten Ausführungsformen können zusammen mit dem gesammelten Blutbestandteil des in 1 gezeigten Systems verwendet werden. Die Additivbestandteile, die für die Lagerung von Blutbestandteilen notwendig sind, werden entweder getrennt von oder zusammen mit dem Photosensibilisator vorgepackt. Es ist des weiteren selbstverständlich, dass der Photosensibilisator und die Blutbestandteilsadditiva, die in den Beuteln vorgepackt sind, in einer trockenen Pulverform, einer Pille, einer Kapsel, einer Tablettenform, in flüssiger Form oder in verschiedenen Kombinationen davon vorliegen können. Beim Beschreiben dieser Erfindung zieht der Ausdruck trockener Feststoff oder trockene Form die Bestandteile in Betracht, die in einem losen pulverförmigen Zustand oder in einem Feststoffzustand wie einer Pille, Kapsel, Tablette oder einem Äquivalent davon, die einem Fachmann bekannt sind, vorliegen.
Alternativ sind wie in 2 gezeigt ein erster Beutel 1 und ein zweiter Beutel 2 mittels einer flexiblen Rohrleitung 3 miteinander verbunden. Die ersten und zweiten Beutel 1 und 2 können auch einen kleinen Behälter 5 aufweisen, der sich wie in 3 gezeigt mittels einer flexiblen Rohrleitung 3 zwischen zwei Blutbeuteln befindet. Der Behälter 5 könnte ein weiterer Beutel, ein Kolben, ein Sammelgefäß, ein kleiner Zylinder oder ein ähnlicher im Stand der Technik bekannter Behälter sein. Der kleine Behälter 5 von 3 oder die Rohrleitung 3 selbst von 2 könnten bestimmte Formen von vorgepackten Bestandteilen in einer Weise ähnlich derjenigen der beiden Blutbeutel 1 und 2 enthalten.
Bei einer alternativen Ausführungsform sind der Photosensibilisator und entweder die Blutadditivbestandteile oder die physiologische Kochsalzlösung in einem ersten Beutel 1 vorgepackt. Glucose oder ein anderer Nährstoff ist der Additivbestandteil, der mit dem Photosensibilisator in dem Beutel 1 vorgepackt ist. Die Blutadditivbestandteile und der Photosensibilisator können in einer trockenen Feststoff- oder vorzugsweise in einer flüssigen Form vorliegen. Falls die trockene Form verwendet wird, kann eine Lösung oder vorzugsweise eine physiologische Kochsalzlösung dem Beutel durch eine Öffnung zugegeben werden. Ein zweiter Beutel 2 ist auch vorgepackt, der vorzugsweise Bicarbonat und Citrat enthält. Bei der Zugabe des abgetrennten Blutbestandteils durch eine Öffnung zu dem ersten Beutel 1, bewegt sich das sich ergebende Medium, das den Blutbestandteil, den Photosensibilisator, Glucose und die Additivlösung enthält, über die flexible Rohrleitung 3 in den zweiten Beutel 2. Der zweite Beutel wird dann von dem ersten Beutel 1 abgetrennt, gemischt und bestrahlt. Es liegt jedoch auf der Hand, dass entweder der erste Beutel oder der zweite Beutel bestrahlt werden könnte, solange die Bestrahlung nach der Zugabe des Photosensibilisator erfolgt.
Bei einer alternativen Ausführungsform, die in 3 gezeigt ist, enthält der erste Beutel 1 eine vorgepackte Additivlösung entweder in Feststoff- oder flüssiger Form. Bei der Zugabe des Blutbestandteils strömt das sich ergebende Medium, einschließlich des Blutbestandteils oder der Blutbestandteile durch die Rohrleitung 3 oder den kleinen Behälter 5 in den zweiten Beutel 2. Bei dieser Ausführungsform befindet sich Bicarbonat oder ein anderer Puffer wie Phosphat entweder in Feststoff- oder flüssiger Form innerhalb der Rohrleitung 3 oder dem kleinen Behälter 5. Wenn die Mischung durch die Rohrleitung 3 oder den Behälter 5 strömt, löst sich das Bicarbonat oder Phosphat bei Kontakt in die Mischung. Wenn das Medium und die gelöste Bicarbonat- oder Phosphatmischung den zweiten Beutel 2 erreicht, kommt es mit der vorgepackten Glucose und dem vorgepackten Photosensibilisator in dem Beutel 2 entweder in Feststoff- oder flüssiger Form in Kontakt. Der zweite Beutel 2 wird dann von dem ersten Beutel abgetrennt, gemischt und bestrahlt.
Bei einer alternativen Ausführungsform, die von dieser Erfindung in Betracht gezogen wird, kann der erste Beutel 1 einen Photosensibilisator mit oder ohne Additivlösung und auch mit oder ohne Glucose enthalten, und die Rohrleitung 3 oder der kleine Behälter 5 kann Bicarbonat oder Phosphat enthalten. Bei einer weiteren Ausführungsform enthält der erste Beutel 1 eine Additivlösung, der Photosensibilisator befindet sich in der Rohrleitung 3 oder dem Behälter 5 und Bicarbonat oder Phosphat und/oder Glucose befindet sich im zweiten Beutel 2. Es wird auch in Betracht gezogen, dass der Photosensibilisator in dem ersten Beutel 1 vorgepackt ist und sich Bicarbonat oder Phosphat und/oder Glucose in der Rohrleitung 3 oder dem Behälter 5 befinden. Die Verwendung einer zerbrechlichen Verbindung (nicht gezeigt) zwischen dem ersten Beutel 1 und dem Behälter 5 wird weiterhin zur Verwendung bei dieser Erfindung in Betracht gezogen. Der zerbrechliche Verbinder würde manuell zerrissen, um es Fluid oder Medium zu gestatten, den Bestandteil in der Rohrleitung 3 oder dem Behälter 5, wenn gewünscht, zu erreichen.
Bei der bevorzugten Ausführungsform werden Glucose und der Photosensibilisator im Beutel 1 zur Bildung einer ersten wässerigen Mischung vorgepackt, wobei Bicarbonat und Citrat als zweite wässerige Mischung im Beutel 2 vorgepackt sind. Diese Verpackungskonfiguration wird bevorzugt, damit der Photosensibilisator und Glucose in einem separaten Beutel von dem Bicarbonat und Citrat sterilisiert werden können. Der Beutel 1, der den Photosensibilisator und Glucose enthält, weist typischerweise einen pH-Bereich von 6 auf, während der Beutel 2, der das Citrat und Bicarbonat enthält, einen pH-Bereich von 7,0 bis 8,0 aufweist. Obgleich Phosphat bei diesem Beispiel auch als Puffer wirken kann, wird Bicarbonat als Puffer bevorzugt, da es für den menschlichen Körper natürlicher ist.
Vor der Verwendung und nach dem Sterilisieren wird der Inhalt der Beutel 1 und 2 im Beutel 1 gemischt, um beispielsweise eine dritte wässerige Mischung zu bilden (obgleich der Inhalt auch in dem Beutel 2 mit Citrat und Bicarbonat gemischt werden kann). Die Mischung aus Photosensibilisator, Glucose, Citrat und Bicarbonat wird dann mit dem gesammelten Blutbestandteil, beispielsweise den unter Verwendung der Apheresevorrichtung von 1 gesammelten Thrombozyten, kombiniert. Als Beispiel kann der Inhalt eines Thrombozytensammelbeutels 84 der Photosensibilisatoradditivlösungsmischung im Beutel 1 zugegeben werden. Das Fluid oder der Blutbestandteil wird dann bestrahlt wie nachstehend beschrieben. Es ist liegt auch auf der Hand, dass die Mischung aus Photosensibilisator und Additivbestandteil dem Beutel 84 zugegeben werden kann und das Fluid oder der Blutbestandteil im Sammelbeutel 84 bestrahlt werden kann. Das einzige Erfordernis ist, dass das zu dekontaminierende Fluid oder der Blutbestandteil mit dem Photosensibilisator und den Additivbestandteilen kombiniert werden kann, nachdem die Glucose und der Photosensibilisator getrennt von dem Bicarbonatpuffer sterilisiert worden sind, und dass der bei dem Bestrahlungsverfahren verwendete Beutel gegenüber der Photostrahlung durchlässig ist.
Es ist selbstverständlich, dass es zahlreiche Abänderungen dieser Erfindung geben kann. Die Additivlösungen und anderen Bestandteile können in einem der Beutel in wässeriger oder in trockner Feststoffform sowie innerhalb des kleinen Behälters 5 vorgepackt werden. Bei diesem System zum Photoinaktivieren von Verunreinigungsstoffen innerhalb des Bluts wird auch ins Auge gefasst, einem bekannten Additivbicarbonat oder -phosphat und einer glucosefreien Additivlösung zusätzliches Bicarbonat oder Phosphat und einen Nährstoff wie Glucose zuzugeben. Es ist auch erwünscht, das Bicarbonat oder Phosphat getrennt von dem Photosensibilisator zu halten, und auch bevorzugt, das Bicarbonat oder Phosphat getrennt von der Glucose während der Beutelsystemsterilisierung zuhalten. Falls die bekannte Additivlösung Bicarbonat oder Phosphat und/oder Glucose enthält, wird ins Auge gefasst, dass es unnötig sein kann, eine zusätzliche Menge solcher Bestandteile zuzugeben. Vorstehend sind nur einige Beispiele angegeben, die nicht als einschränkend anzusehen sind. Es liegt auf der Hand, dass auch andere Kombinationen der Bestandteile in Betracht gezogen werden.
Die erfindungsgemäßen Verfahren erfordern nicht die Verwendung von Verstärkern wie "Quenchern" oder Sauerstofffängern. Diese können jedoch verwendet werden, um den Prozess zu verbessern, indem das Ausmaß der nichtspezifischen zell- oder proteinschädigenden Chemie verringert wird oder die Rate der Pathogeninaktivierung verbessert wird. Weitere bevorzugte Verfahren, bei denen nichttoxische, endogene Photosensibilisatoren und endogenbasierte Derivatphotosensibilisatoren verwendet werden, erfordern das Entfernen der Photosensibilisatoren aus dem Fluid nach der Photobestrahlung nicht. Die Testergebnisse zeigen eine geringe oder keine Schädigung der anderen Blutbestandteile, beispielsweise bleiben Thrombozyten fünf Tage nach der Behandlung biologisch aktiv.
4 zeigt eine Ausführungsform dieser Erfindung, bei der das zu dekontaminierende Fluid zusammen mit dem Photosensibilisator und der Additivlösung beispielsweise im Beutel 1 beispielsweise bestrahlt wird. Der Rütteltisch 280 wird aktiviert, um den Beutel 1 zu schütteln, um die Photosensibilisator-/Additivlösung in dem Fluid zu dispergieren, während die Photostrahlungsquelle 260 aktiviert wird, um das Fluid und den Photosensibilisator im Beutel 1 zu bestrahlen.
5 zeigt als alternative Ausführungsform eine selbständige Version der Dekontaminierungsanordnung dieser Erfindung, die ein Durchflusskonzept verwendet. Das Blutprodukt 180 (das vor kurzem gesammeltes Blut oder ein vor kurzem gesammelter Blutbestandteil oder gelagertes Blut, beispielsweise gesammelte Thrombozyten in oder aus dem Beutel 84 sein kann) wird mit der Blutproduktlei tung 186 verbunden, die durch die Pumpe 184 zur Dekontaminierungsküvette 164 führt. Der Photosensibilisator- und Additivlösungsspeicher 166 ist mit der Photosensibilisatoreinlassleitung 168 verbunden, die mit der Einlasspumpe 170 verbunden ist und in die Blutproduktleitung 186 stromaufwärts von der Dekontaminierungsküvette 164 führt. Bei der bevorzugten Ausführungsform wird der Photosensibilisatorspeicher aus der Mischung aus Photosensibilisator, Glucose, Bicarbonat und Citrat nach dem Kombinieren des Inhalts der Beutel 1 und 2 wie vorstehend beschrieben gefüllt. Die Dekontaminierungsküvette 164 ist eine photodurchlässige Küvette mit einer Tiefe (d) und einer Länge (l), die ausgewählt sind, um die Dekontaminierung sicherzustellen. Das mit der Temperaturüberwachungseinrichtung 192 kombinierte Kühlsystem 190 ist mit der Dekontaminierungsküvette 164 zum Steuern der Temperatur des Fluids verbunden. Die Dekontaminierungsküvette 164 ist über einen Lichtleiter 162 mit der Photostrahlungsquelle 160 verbunden. Ein Photostrahlungsverstärker 163 ist benachbart der Dekontaminierungsküvette 164 (entweder sie berührend oder von ihr beabstandet) angeordnet, um die Menge der Photostrahlung, die das Blutprodukt in der Küvette erreicht, zu erhöhen. Die Leitung 188 für das dekontaminierte Blutprodukt führt von der Dekontaminierungsküvette 164 zu der Sammeleinrichtung 182 für das dekontaminierte Produkt.
Im Betrieb wird das Blutprodukt 180 in die Blutproduktleitung 186 geleitet, wo es mit dem Photosensibilisator und der Additivlösung aus dem Photosensibilisatorspeicher 166 vereinigt wird, die mit einer Rate strömen, die durch die Photosensibilisatoreinlasspumpe 170 in der Photosensibilisatoreinlassleitung 168 gesteuert wird, welche in die Blutproduktleitung 186 mündet. Die Strömungsrate in der Blutproduktleitung 186 wird durch die Pumpe 184 mit einer Rate gesteuert, die ausgewählt wird, um die Dekontaminierung in der Dekontaminierungsküvette 164 sicherzustellen. Die Temperaturüberwachungseinrichtung 192 misst die Temperatur des Fluids in der Küvette 164 und steuert das Kühlsystem 190, das die Temperatur in der Küvette innerhalb eines Bereichs hält, der für den optimalen Betrieb optimal ist. Das Blutprodukt in der Dekontaminierungsküvette 164 wird durch die Photostrahlung von der Photostrahlungsquelle 160, die in dem Lichtleiter 162 geführt wird, bestrahlt. Die Photostrahlungsquelle kann ein oder mehrere tatsächliche Lampen umfassen. Die Pfeile geben die Photostrahlung von dem Ende des Lichtleiters 162 an, die sich in dem Blutprodukt innerhalb der transparenten Dekontaminierungsküvette 164 ausbreitet. Benachbart der Dekontaminierungsküvette 164 befindet sich der Photostrahlungsverstärker 163, der eine zusätzliche Quelle der Photostrahlung oder eine reflektierende Oberfläche sein kann. Die Pfeile von dem Photostrahlungsverstärker 163, die in Richtung auf die Dekontaminierungsküvette 164 zeigen, geben die Photostrahlung von dem Photostrahlungsverstärker 163 an, die auf das Blutproduktmaterial in der Küvette 164 scheint. Das dekontaminierte Blutprodukt verlässt die Dekontaminierungsküvette 164 über die Leitung 188 für dekontaminiertes Blutprodukt und wird an der Sammelstelle 182 für dekontaminiertes Blutprodukt gesammelt.
Bei einer Ausführungsform, bei der 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin von der Sigma Chemical Company als Photosensibilisator verwendet wird, wird ein Lichtleiter von der EFOS Corporation, Williamsville, N.Y., der aus optischen Fasern besteht, verwendet. Das System kann einen fokussierten Lichtstrahl mit einer Intensität von 6,200 mW/cm² im Bereich von 355–380 nm zuführen. Es ist auch möglich, austauschbare Filter mit dem System zu verwenden, um Ausgänge von 4,700 mW/cm² im Spektralbereich von 400–500 nm zu erzielen. In beiden Fällen ist der Ausgang von Licht im Bereich von 320 nm und niedriger vernachlässigbar. Lichtleiter unterschiedlicher Abmessungen (3, 5 und 8 nm) sind mit diesem System verfügbar. Das Licht tritt an der Lichtleitungsspitze mit einer Ausbreitung von 21° aus. Der 8 mm Lichtleiter ist, wenn er korrekt angeordnet ist, geeignet, die Fläche der bevorzugten Dekontaminierungsküvette angemessen zu beleuchten. Dabei handelt es sich um eine Standardküvette, die bei Cobe^® Spectra Wegwerfsets von der Industrial Plastics, Inc., Forest Grove, Oreg., verwendet wird.
Die Strömungsrate ist variabel und wird durch die Menge an Lichtenergie bestimmt, die der Probe zugeführt werden soll. Die Strömungsrate wird mittels einer peristaltischen Pumpe von der Cole-Parmer Instrument Company, Vernon Hills, IL, gesteuert. Die Strömungsraten und die Art des Einlassstroms können über einen Computerprozessor, wie er im Stand der Technik bekannt ist, gesteuert werden.
Beispiele
Beispiel 1: Extinktionsprofil von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin
Eine Probe von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin (98%ige Reinheit) wurde von der Sigma Chemical Company bezogen. Ein Teil dieser Probe wurde einer Analyse unter Verwendung eines Abtast-UV-Spektrophotometers unterzogen. Der untersuchte Bereich deckte den Bereich von 200 bis 900 nm ab. Für die Analyse wurde die Probe in destilliertem Wasser gelöst. Ein Probenspektrum aus dieser Analyse ist in 6 gezeigt.
Die Ergebnisse standen mit denjenigen, über die in der Literatur für Extinktionsmaxima und Extinktionskoeffizienten für 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin berichtet wird, im Einklang.

Literatur λ max. (ε) Gemessenes λ max. (ε)

267 (32,359) 222 (30,965)

265 (33,159)

373 (10,471) 373 (10,568)

447 (12,303) 445 (12,466)
Geeignete Wellenlängen für die Bestrahlung sind 373 und 445 nm. Die Extinktionskoeffizienten, die bei diesen Extinktionsmaxima beobachtet werden, reichen aus, um eine adäquate Aktivierung des Sensibilisators in Lösung sicherzustellen.
Beispiel 2: Löslichkeit von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin
Löslichkeit in Isolyte S, pH 7,4, Medium
Die maximale Löslichkeit von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Isolyte S Medium wurde wie folgt bestimmt:
7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurde mit Isolyte S gemischt, bis ein Präzipitat gebildet wurde. Die Mischung wurde bei Raumtemperatur eine Stunde geschüttelt und wirbelgemischt, um ein vollständiges Lösen des suspendierten Materials sicherzustellen. Zusätzliches 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurde zugegeben, bis trotz des zusätzlichen Wirbelmischens eine feste Suspension verblieb. Diese Suspension wurde dann zentrifugiert, um nichtgelöstes Material zu entfernen. Der Überstand von dieser Zubereitung wurde entfernt und unter Verwendung eines Spektrophotometers analysiert. Die Extinktionswerte der Lösung wurden bei 447 nm und 373 nm bestimmt. Es war möglich, die Konzentration der gesättigten Lösung aus den Extinktionskoeffizienten zu schätzen, die zuvor bestimmt worden waren.
Konzentration (373) = 110 μM = 42 μg/ml
Konzentration (447) = 109 μM = 40,9 μg/ml
Löslichkeit in ACD-A Antikoagulans
Das vorstehend beschriebene gleiche Verfahren wurde unter Verwendung von ACD-A Antikoagulans wiederholt. Die aus diesen Messungen erhaltenen Werte waren wie folgt:
Konzentration (373) = 166 μM = 63 μg/ml
Konzentration (447) = 160 μM = 60,3 μg/ml
Die aus diesen Untersuchungen erhaltenen Werte zeigen eine obere Grenze der Löslichkeit der Verbindung an, die erwartet werden kann.
Beispiel 3: Photozersetzung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in wässerigem Medium
Eine Lösung aus 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Sigma ACD-A wurde in einer Konzentration von 63 μg/ml hergestellt. Diese Zubereitung wurde in eine Glaspipette aufgenommen und in dem Weg einer UV-Lichtquelle (365 nm max. mit Filtern, um Licht unterhalb von 320 nm zu entfernen) angeordnet. Die Suspension wurde während spezifischer Intervalle bestrahlt, zu denen Aliquoten für die spektroskopische Analyse entnommen wurden. Die Extinktion des gelösten 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazins wurde bei 373 und 447 nm bei jedem Zeitintervall überwacht. Die Ergebnisse sind in 7 und Tabelle 1 gezeigt.
TABELLE 1 Photozersetzung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin bei Aussetzung an UV-Licht (365 nm) in Säurelösung
Das Absorptionsprofil für die Lösung bei 373 nm zeigt, dass während des gesamten Bestrahlungszeitraums keine beträchtliche Zersetzung des Reagenz stattfand. Die Extinktion von Licht bei dieser Wellenlänge entspricht π – π* elektronische Übergänge. Das Fehlen einer Verringerung der Intensität dieser Wellenlänge im Lauf der Zeit zeigt, dass die Ringstruktur des Moleküls trotz längerer Bestrahlung unter diesen Bedingungen intakt ist.
Die Extinktion des Moleküls bei 447 nm ist auf die π – π* Übergänge des elektronischen Zustands zurückzuführen. Die Verringerungen der Extinktion des Moleküls bei dieser Wellenlänge mit sich erhöhenden Bestrahlungszeiten ist indikativ für feine Änderungen der Resonanzstruktur des Moleküls. Diese Änderung ist am wahrscheinlichsten auf den Verlust von Ribose aus der Ringstruktur des 7,8-Dimethylisoalloxazinrückgrats und der Bildung von 7,8-Dimethylalloxozin als Ergebnis zurückzuführen. Diese Änderungen stehen mit Berichten in der Literatur über das Verhalten des Moleküls bei Bestrahlung mit UV-Licht in Einklang.
Das scheinbare Fehlen der Zersetzung der Ringstruktur des Moleküls steht in vollständigem Gegensatz zu Beobachtungen mit Verbindungen auf der Basis von Psoralen unter ähnlichen Bedingungen. Während der Bestrahlung wurde eine beträchtliche Fluoreszenz des Moleküls in der Lösung beobachtet. Dieses Verhalten des Moleküls steht im Einklang mit den Resonanzmerkmalen der Ringstruktur und stellt ein Mittel für die Ableitung von Energie in dem sich im erregten Zustand befindenden Molekül auf zerstörungsfreie Weise dar.
Beispiel 4: Bewertung des Konzepts des Strömungssystems
Damit ein Strömungssystem technisch durchführbar ist, muss eine Probe während ihrer Anwesenheit in dem Strahlungsweg mit einem angemessenen Lichtstrom versehen werden. Falls die vorgeschlagene Spectra-Küvette diesem Zweck dienen soll, dann ist es möglich, die Lichtstromerfordernisse als Funktion der Strömungsraten durch die Küvette wie folgt zu schätzen:
Das Volumen der Lösung, die in der Strahlungszone der Küvette vorhanden ist, beträgt etwa 0,375 ml. Die Übergangszeit für eine Zelle in diesem Bereich der Küvette kann durch die folgende Gleichung bestimmt werden:
Bei 100 ml pro Minute wäre die Übergangszeit (T) 0,00375 Min. = 0,225 Sekunden.
Die Energie, der eine Probe ausgesetzt wird, hängt von dem Strom gemäß der folgenden Gleichung ab:
Falls wir annehmen, dass 1 Joule/cm² erforderlich ist, um den Sensibilisator ausreichend zu aktivieren und die Übergangszeit 0,22 Sekunden beträgt (d.h. die Strömungsrate von 100 ml/Min. durch die Küvette), dann beträgt der erforderliche Strom während des Durchgangs der Probe durch die Küvette 4.545 mW/cm². Eine schematische Darstellung, die die Beziehung des erforderlichen Stroms von der Lichtquelle zu den Strömungsraten durch die Küvette zeigt, ist in 8 gezeigt.
Diese Ergebnisse zeigen, dass UV-Quellen mit Ausgängen im Bereich von Watt/cm² erforderlich sind, damit ein Strömungssystem ordnungsgemäß arbeitet.
Beispiel 5: Wirkungen der Virusinaktivierungsbehandlung auf die in vitro Thrombozytenparameter
Die Wirkungen der Virusinaktivierungsbehandlung auf die in vitro Thrombozytenparameter wurden bewertet. Thrombozytenzubereitungen wurden mit 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Kombination mit UV-Licht behandelt. Verschiedene in vitro Parameter wurden als Monitoren für die Thrombozytenfunktion verwendet, um das Ausmaß der durch die Behandlungsbedingungen induzierten Änderungen zu bestimmen. Faktoren wie das Energieniveau der UV-Lichteinwirkung, die verwendete Dosis des 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazins und die Probenbearbeitungsbedingungen wurden mit Bezug auf ihre Wirkung auf die Nach behandlung der Thrombozytenqualität untersucht. Ergebnisse dieser Studie werden verwendet, um ein geeignetes Behandlungsfenster für die Inaktivierung von HIV-1 festzulegen, ohne die Thrombozytenfunktion aufs Spiel zu setzen.
Proben wurden mit drei unterschiedlichen Konzentrationen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin hergestellt. Für diese Untersuchungen wurden Thrombozyten verwendet, die von einer Standard-Spectra-LRS-Sammlung erhalten wurden.
Die Ausgangsproben wurden zentrifugiert, um das Thrombozytenpellet einzuengen. Das Pellet wurde in einer 70 : 30 (Isolyte S, pH 7,4; McGaw, Inc. Medium Plasma) Lösung erneut suspendiert. 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin mit einer spezifizierten Konzentration war in der Mischung aus Plasma und Medium vorhanden. Die Thrombozytensuspension wurde dann durch eine UV-Bestrahlungskammer mit einer von drei spezifizierten Strömungsraten geleitet. Die Strömungsraten wurden direkt mit dem Energieniveau für die Einwirkung auf die Mischung aus Zellen und Medium korreliert, die durch die Strahlungskammer geleitet wird. Nach dem Strömen durch die Strahlungskammer wurden die Proben in einem mit Citrat weichgemachten Probenbeutel für die anschließende Analyse gelagert.
Nach der Bestrahlung wurden in vitro Messungen der Thrombozytenfunktion, einschließlich der hypotonischen Schockreaktion (HSR), GMP-140-Exprimierung, pH, pCO₂, pO₂, Thrombozytenwirbel und Anzahl der Blutzellen bewertet, um die Wirkungen des Behandlungsprotokolls auf die Zellqualität zu bestimmen.
Die Thrombozytenqualität wurde als Funktion der Strahlungsbedingungen (Sensibilisatorkonzentration und Strömungsraten/Energieniveaus) überwacht. Die Thrombozytenqualität umfasst Parameter wie die HSR-Reaktion, GMP-140-Aktivierung usw.. Die Strömungsraten, die untersucht werden, können mit der Energie der Aussetzung wie folgt in Beziehung gesetzt werden:
Die Wirkung der Energie der UV-Einwirkung und die Konzentration von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin auf die Stabilität und Lebensfähigkeit der behandelten Thrombozyten wurde bewertet. Drei Energieniveaus und drei Konzentrationsniveaus wurden wie folgt bewertet:
Energieniveaus: 1, 5, 9 J/cm²
7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin-Konzentrationen: 1, 50, 100 μM
Dies erforderte Anfangskonzentrationen in Isolyte S von 1,43, 71,4 und 143 μM.
TABELLE 2 Energieeinwirkungsniveaus als Funktion der Strömungsrate durch die Strahlungskammer

Strom = 3640 mW/cm²; Kammervolumen = 0,117 ml.

Die Werte für die behandelten Proben wurden mit Kontrollgruppen verglichen. Die Kontrollgruppen umfassten folgendes:
Unbehandelte Probe in Plasma (Historische Kontrolle) +Strömung-UV-7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin
Verfahren
Ein normales Spenderthrombozytenaphereseprodukt wurde von einer von der AABB anerkannten Blutbankeinrichtung erhalten. Die Probe wurde unter Verwendung von Standard-LRS^® Verfahren gesammelt. Alle nachstehend beschriebenen Verfahren wurden mit Standard-Laborsicherheitsverfahren durchgeführt. Die Einheitsnummer und der Bluttyp wurden aufgezeichnet. Alle Proben wurden innerhalb von 24 Stunden nach dem Sammeln verwendet. Ein aseptisches Verfahren wurde für alle Probenübertragungs- und Verarbeitungsschritte befolgt.
Die Probe wurde in eine 500 ml PVC-Übertragungspackung überführt und bei 5000 × g fünf Minuten zentrifugiert, um die Thrombozyten zu packen. Dann wurde Plasma aus dem Thrombozytenpellet unter Verwendung einer Standardplasmapresse entfernt. Das Plasma wurde für eine weitere Verwendung zurückbehalten. Das aus dem Zellpellet entfernte Plasma wurde dann mit einer Vorratslösung von Isolyte S, pH 7,4; McGaw, Inc., gemischt. Diese Vorratslösung des Mediums wurde unter Zugabe einer vorbestimmten Menge 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zu Isolyte S hergestellt, um endgültige Konzentrationen von 1,43, 71,4 und 143 μM zur Verfügung zu stellen. Nach der Zugabe von 7,8-Dimethyl-10- ribitylisoalloxazin wurde die Vorratslösung durch einen 0,22 μM sterilen Filter filtriert. Die Vorratslösung wurde dann mit autologem Plasma in einem 70 : 30 (Volumen : Volumen) Verhältnis gemischt, um endgültige 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazinkonzentrationen von 1, 50 bzw. 100 μM zur Verfügung zu stellen. Während der Herstellung der 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazinvorratslösungen wurde darauf geachtet, dass die Aussetzung an Licht vermieden wurde. Proben wurden wie folgt hergestellt:

1 μM 2 Proben

100 μM 2 Proben

50 μM 1 Probe
Das Thrombozytenpellet wurde dann erneut in der Mischung aus Plasma und Medium auf das ursprüngliche Volumen der Ausgangsprobe suspendiert. Die Probe wurde mit einer Strömungsvorrichtung verbunden, die einen Behälter für Zellen und den Photosensibilisator, einen Behälter für Medium umfasste, wobei die Behälter über mit Ventilen versehene Leitungen mit einer einzigen Leitung für das Gemisch aus Zellen, Sensibilisator und Medium verbunden waren, die mit einer Pumpe versehen war. Die Mischung aus Zellen, Sensibilisator und Medium wurde in eine Küvette strömen gelassen, die in einem Halter mit einer mit einem Spiegel versehenen Wand gehalten und mit einer Lichtquelle bestrahlt wurde. Diese Strahlungskammer war mit einer Temperatursonde ausgestattet. Nachdem das Fluid durch die Küvette geströmt war, wurde es in einem Produktbeutel gesammelt.
Der Rohrleitungssatz wurde anfänglich mit Isolyte S Medium gefüllt. Fünf Minuten vor Beginn der Testprobenströmung wurde die Lichtquelle aktiviert. Die Temperatur wurde während dieses Intervalls überwacht und auf weniger als 32°C in der Strahlungskammer gehalten.
Die Strömungsrate für die Probe durch die Strahlungskammer wurde durch die Liste von Tabelle 2 bestimmt. Die Strömungsraten, die die gesamten Strahlungsenergieniveaus von 1, 5 und 9 J/cm² zur Verfügung stellen, wurden gemäß der folgenden Testmatrix verwendet:
Probenlauf Nr. 1: 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazinkonzentration = 1 μM

A. +7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin + 1 J/cm²
B. +7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin + 9 J/cm²

A. +7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin + 5 J/cm²

A. +Strömung-UV-7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin

Alle Proben wurden durch die Probennummer- und Probenbuchstabenbezeichnung identifiziert, die der Behandlungsbedingung entsprachen (d.h. 1A). Jeder Probensatz wurde für insgesamt 2 Wiederholungen laufen gelassen. Die Reihenfolge, in der die Proben behandelt wurden, wurde durch Zuweisen gemäß einem Zufallszahlerzeuger bestimmt.
Ein Probenvolumen von 20 ml pro Laufbedingung wurde für jede Probe gesammelt. Diese Proben wurden in mit Citrat weichgemachte Probebeutel (53 ml Gesamtvolumen) gesammelt und für die Analyse gelagert. Die Temperatur der Probe und der Bestrahlungskammer wurde zu Beginn, in der Mitte und am Ende jedes Laufs notiert.
Eine anfängliche Aliquote von jeder Zubereitung wurde nach der Behandlung für die Analyse entfernt. Parameter für die Analyse umfassten die Anzahl der Zellen, pH, pCO₂, pO₂, Thrombozytenwirbel, HSR und GMP-140 Analyse. Der verbleibende Teil der Probe wurde in einen Trommelthrombozytenrührer mit vertikaler Schütteltonne in einem +22 Inkubator verbracht und für eine fünftägige Nachbehandlung gelagert. Am Tag 5 wurde eine zweite Aliquote entnommen und mit Bezug auf die gleichen in vitro Parameter analysiert.
Die folgenden Vorrichtungen wurden verwendet: Nikon Labophot Mikroskop; Serono-Baker System 9000 Hämatologieanalysator; analytische Waage; Thrombozyteninkubator (+22°C) und Rotator; Laborkühlschrank (+4°C); Mistral 3000i Zentrifuge; Corning Blutgasanalysator; Becton-Dickinson FACSCALIBUR Strömungszytometer; UV-Strahlungskammer; UV-Radiometer (UVX Radiometer, UVP, Inc.); EFOS Ultracure 100SS Plus (365 nm maximum Ausgangs- und 340 nm Bandpassfilter); und Temperatursonde (Thermoelement).
Die Ergebnisse für jeden Satz von Testvariablen wurden für die definierten Bedingungen der Energie der Aussetzung und der Konzentration von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin verglichen. Der direkte Vergleich mit der unbehandelten Kontrollprobe wurde gemacht und signifikante Unterschiede durch eine Wahrscheinlichkeit von p > 0,05 aus einer gepaarten, einseitigen Student T-Test-Analyse definiert.
Die Ergebnisse aus diesen Studien wurden wie folgt zusammengefasst:

1. Bei Sensibilisatorkonzentrationen von mehr als 10 μM und Thrombozytenkonzentrationen von mehr als 1,5E + 06/μl gab es eine Verringerung des Proben-pH am Tag 2. Der pH nahm stetig über den Tag 2 der Lagerung hinaus ab, wobei er unannehmbare Werte (< 6,5) am Tag 3 der Lagerung erreichte. Alle anderen in vitro Parameter folgten dem Muster, das bei dem Proben-pH beobachtet wurde.
2. Diese Verringerung des Proben-pH trat auf, ungeachtet der Tatsache, ob die Probe der Einwirkung von UV-Licht ausgesetzt wurde oder nicht.
3. Bei Thrombozytenkonzentrationen von 5,4E + 05/μl gab es keine Verringerung des Proben-pH nach längerer Lagerung bei irgendeiner untersuchten Sensibilisatorkonzentration von bis zu 100 μM.
4. Bei Sensibilisatorkonzentrationen von bis zu 10 μM, Thrombozytenkonzentrationen von mehr als 1,5E + 06/μl und UVA-Werten von bis zu 10 J/cm² waren die gemessenen Thrombozyteneigenschaften denjenigen der unbehandelten Kontrollzellen vergleichbar. Diese blieben nach fünf oder mehr Tagen der Lagerung nach der Behandlung mit den Vergleichswerten vergleichbar.

Diese Untersuchungen über die Thrombozytenfunktion nach der Behandlung stellten ein klares Fenster zur Verfügung, in der die Zelleigenschaften bei Werten gehalten wurden, die denjenigen der unbehandelten Zellen vergleichbar sind. Die Ergebnisse gaben auch an, dass durch Ändern der Lagerungs- oder Behandlungs bedingungen für die Zellen, dieses Fenster vergrößert werden kann. Die beobachtete Wirkung von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin mit oder ohne UV-Licht auf den Proben-pH lässt auf eine metabolische Wirkung dieses Additivs schließen, die durch Änderungen der Lagerungs- oder Verarbeitungsbedingungen der Proben gemäßigt werden kann.
Beispiel 6
Ein Thrombozytenkonzentrat wurde mit der Thrombozytenadditivlösung Isolyte S mit einem Verhältnis von 20 : 80 Thrombozytenkonzentrat : Isolyte S gemischt. Mischungen der Thrombozytenkonzentrate und der Thrombozytenadditivlösungen werden hier als "Medium" bezeichnet. Thrombozytenkonzentrat ohne Additivlösung wird hier als "Plasma" bezeichnet. Beide wurden mit Listeria monocytogenes versetzt. Dann wurde jedem Vitamin K5 in der Menge von 300 μg/ml B zugegeben. Dann wurde jedes Probe UV, sichtbarem oder Raumlicht in der Küvettenvorrichtung von 5 ausgesetzt, wobei die Ergebnisse in Tabelle 3 angegeben sind.
TABELLE 3

UV-Licht = 365 nm
Sichtbares Licht = 419 nm
Erreger = Listeria monocytogenes
Konzentration von K5 = 300 μg/ml

Beispiel 7
Dem in Beispiel 6 beschriebenen Thrombozytenkonzentrat und dem in Beispiel 10 beschriebenen 70 : 30 Medium wurden 10 μM 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Das Thrombozytenkonzentrat und das Medium wurden mit S. aureus oder S. epidermidis versetzt und mit 80 J/cm² und 30 J/cm² bestrahlt. Dann wurde die Inaktivierung wie vorstehend angegeben gemessen. Die Ergebnisse sind in 9 angegeben.
Beispiel 8
Dem in Beispiel 6 beschriebenen Thrombozytenkonzentrat wurde 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, Alloxazinmononucleotid oder 7,8-Dimethylalloxazin zugegeben, gefolgt von dem Versetzen mit S. aureus oder S. epidermidis, und der Bestrahlung bei 80 J/cm². Die Inaktivierungsergebnisse sind in Tabelle 4 gezeigt.
TABELLE 4
Beispiel 9
Dem Thrombozytenkonzentrat von Beispiel 6 wurden 10 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Aliquoten enthielten kein Additiv, 10 mM Ascorbat oder 10 mM KI als "Quencher" oder Antioxidans. Die Lösungen wurden mit HSV-2, X174, S. epidermidis oder S. aureus versetzt und mit 80 J/cm² bestrahlt. Die Ergebnisse sind in 10 gezeigt.
Beispiel 10
Den Thrombozytenkonzentraten von Beispiel 6 wurden unterschiedliche Konzentrationen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Diese Lösungen wurden mit dem Herpes simplex Virus Typ II (HSV-II), einem Doppelstrang-DNS-Hüllenvirus, versetzt. Die Bestrahlung wurde bei 80 J/cm² durchgeführt. Das Experiment wurde drei Mal wiederholt. Bei allen drei Versuchen wurde eine komplette Inaktivierung erzielt. Die Ergebnisse sind in 11 angegeben.
Beispiel 11
Das Protokoll von Beispiel 10 wurde unter Verwendung von S. epidermidis statt HSV II bei Strahlungsenergien von 40, 80 und 120 J/cm² befolgt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 12 gezeigt.
Beispiel 12
Das Protokoll von Beispiel 10 wurde unter Verwendung eines X174, einem Einzelstrang-DNS-Bakteriophagen, mit unterschiedlichen Konzentrationen von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin und Strahlungsenergien befolgt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 13 gezeigt.
Beispiel 13
Den Thrombozytenkonzentraten von Beispiel 6 wurden 10 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Diese wurden mit S. aureus oder X174 versetzt und mit unterschiedlichen Strahlungsenergien mit einer 50 : 50 Mischung aus sichtbarem und ultravioletten Licht bestrahlt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 14 gezeigt.
Beispiel 14
Das Protokoll von Beispiel 13 wurde unter Verwendung von S. epidermidis und HSV-II als Mikroorganismen befolgt. Eine 50 : 50 Mischung von ultraviolettem und sichtbaren Licht wurde von einer DYMAX Lichtquelle zur Verfügung gestellt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 15 gezeigt.
Beispiel 15
Dem Thrombozytenkonzentrat von Beispiel 6 wurden 10 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Pulverform zugegeben. Tests mit und ohne zugegebenes Ascorbat wurden durchgeführt. 150 ml der Testlösungen wurden in einen Spectra^TM Blutbeutel verbracht und geschüttelt und verschiedenen Strahlungsenergien unter Verwendung von 50 : 50 sichtbarem : ultravioletten Licht ausgesetzt. Nach Aufnahme von 40 J/cm² wurde der Inhalt jedes Beutels in einen neuen Beutel überführt, um Fehler aufgrund von Mikroorganismen zu vermeiden, die in der Spi ke-Öffnung des Beutels verblieben sein können. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 16 gezeigt. Nach unten gerichtete Pfeile geben die Inaktivierung bis zu dem Niveau an, in dem es möglich war, sie festzustellen (2,5 log Titer).
Beispiel 16
Dem Thrombozytenkonzentrat von Beispiel 6 und dem Thrombozytenkonzentrat in Isolyte S mit 30 : 70 Thrombozytenkonzentrat : Isolyte S wurden 20 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Diese wurden mit Vaccinia-Virus, einem Doppelstrang-DNS-Hüllenvirus versetzt und 60 J/cm² sichtbarem Licht oder gemischtem (50 : 50) sichtbaren und ultravioletten Licht unter Verwendung einer DYMAX 2000 UV-Lichtquelle während 30 Minuten ausgesetzt. Die Feststellungsgrenze betrug 1,5 Logs. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 17 gezeigt. Die Vergleiche wurden unter Verwendung von keinem Photosensibilisator, Photosensibilisator in Isolyte S Medium allein, Thrombozyten in Isolyte S Medium, Thrombozyten in Isolyte S Medium unter Verwendung von 8-Methoxypsoralen statt 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin und Thrombozytenkonzentrat in Isolyte-Medium (30 : 70) durchgeführt.
Beispiel 17
Proben des Thrombozytenkonzentrats in Isolyte S Medium 30 : 70 mit und ohne 10 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurden mit Vaccinia-Virus versetzt und mit 60 J/cm² mit 50 : 50 sichtbarem : UV-Licht während unterschiedlicher Zeitspannen bestrahlt und die Inaktivierungsergebnisvergleiche sind in 18 gezeigt.
Beispiel 18
Proben des Thrombozytenkonzentrats wie in Beispiel 6 beschrieben wurden 5 M oder 50 M 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Die Proben wurden mit HIV 1 versetzt. Unter Verwendung der in 5 gezeigten Küvettenströmungszelle wurden die Proben mit 50 : 50 sichtbarem/UV-Licht mit unterschiedlichen Energien unter Verwendung eines EFOS-Lichtsystems bestrahlt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 19 gezeigt.
Beispiel 19
Mit HIV infizierte ACH-2 Zellen wurden den in Beispiel 8 beschriebenen Proben des Thrombozytenkonzentrats zugegeben. 5 oder 50 μM 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurde den Proben zugegeben. Das Protokoll von Beispiel 18 wurde befolgt und die Inaktivierungsergebnisse sind in 20 gezeigt. Das Vorhandensein von HIV wurde mittels seiner zytopathischen Wirkung auf Testzellen untersucht.
Beisaiel 20
Das Protokoll des Beispiels 19 wurde befolgt und das Vorhandensein von HIV wurde mittels der Quantifizierung des Niveaus der P24 Antigenerzeugung untersucht. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 21 gezeigt.
Beispiel 21
Den Proben des Thrombozytenkonzentrats wie in Beispiel 6 beschrieben und Medium, das 30 % Thrombozytenkonzentrat und 70 % PASIII^TM Medium enthielt, wurden 6 mM Ascorbat und 14 μM 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin zugegeben. Die Proben wurden mit HSV-II versetzt. Die Inaktivierungsergebnisse sind in 22 und Tabelle 5 angegeben.
TABELLE 5
Beispiel 22
Dieses Beispiel vergleicht neue Blutbestandteilsadditivlösungen für die Zugabe zu Thrombozyten, die von Vollblut abgetrennt wurden. Sechs im Handel erhältliche Lösungen wurden verwendet: PAS II, PSMI-pH, PlasmaLyte A, SetoSol, PAS III und PAS. Jeder bekannten Lösung wurde eine wirksame Menge eines endogenen Photosensibilisators, 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, zugegeben. Der Photosensibilisator kann in den verschiedenen Lösungen in jeder gewünschten Konzentration von etwa 1 μM bis zur Löslichkeit des Photosensibilisators in dem Fluid oder dem trockenen Medium und vorzugsweise mit etwa 10 μM vorhanden sein. Für 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin ist ein Konzentrationsbereich von etwa 1 mM bis 160 μM bevorzugt, vorzugsweise etwa 10 μM. Die Zusammensetzung jeder Lösung ist in der nachstehenden Tabelle 6 gezeigt und variiert mit der Menge der vorhandenen Blutbestandteilsadditiva. Die Blutadditivbestandteile können in einer physiologischen Lösung sowie einem trockenen Medium vorliegen, das zur Mischung mit einem Lösungsmittel geeignet ist, einschließlich der Tabletten-, Pillen- oder Kapselform.
TABELLE 6
Im Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 1 eine physiologische Kochsalzlösung, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 10 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 30 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
In Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 2 eine physiologische Kochsalzlösung, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5 mM, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 23 mM, eine Mischung aus Mononatriumphosphat und zweibasischem Natriumphosphat in einer Konzentration von etwa 25 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
In Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 3 eine physiologische Kochsalzlösung, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5 mM, Magnesiumchlorid in einer Konzentration von etwa 3 mM, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 23 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 27 mM, Natriumgluconat in einer Konzentration von etwa 23 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
In Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 4 eine physiologische Kochsalzlösung, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5 mM, Magnesiumchlorid in einer Konzentration von etwa 3 mM, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 17 mM, Natriumphosphat in einer Konzentration von etwa 25 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 23 mM, Glucose in einer Konzentration von etwa 23,5 mM, Maltose in einer Konzentration von etwa 28,8 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
In Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 5 eine physiologische Kochsalzlösung, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5,1 mM, Calciumchlorid in einer Konzentration von etwa 1,7 mM, Magnesiumsulfat in einer Konzentration von etwa 0,8 mM, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 15,2 mM, Citronensäure in einer Konzentration von etwa 2,7 mM, Natriumbicarbonat in einer Konzentration von etwa 35 mM, Natriumphosphat in einer Konzentration von etwa 2,1 mM, Glucose in einer Konzentration von etwa 38,5 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
In Beispiel 22 umfasst die Thrombozytenlagerlösung PSS 6 eine physiologische Kochsalzlösung, Trinatriumcitrat in einer Konzentration von etwa 12,3 mM, Natriumphosphat in einer Konzentration von etwa 28 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 42 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 10 μM.
Unter einem Aspekt dieser Ausführungsform kann die physiologische Kochsalzlösung durch ein Lösungsmittel ersetzt werden, das Wasser und eine wirksame Menge Natriumchlorid enthält.
Bei dieser Ausführungsform würde die Blutadditivlösung ein im Handel erhältliches Produkt, beispielsweise PAS II oder T-Sol (das die gleichen Bestandteile wie PAS II hat) und eine wirksame Menge eines Nährstoffs wie Glucose, einen Verstärker wie Phosphat und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Pillen- oder trockenen Mediumform umfassen.
Beispiel 23
Dieses Beispiel vergleicht neue Blutadditivlösungen, einschließlich einer wirksamen Menge von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer flüssigen, Pillen- oder trockenen Mediumform. PSS 7, PSS 8 und PSS 9 sind Beispiele solcher Blutadditivlösungen, die in der nachstehenden Tabelle 7 angegeben sind.
TABELLE 7
Wie in Tabelle 7 beschrieben, wurde PSS 7 in RODI-Wasser hergestellt und umfasst Natriumchlorid in einer Konzentration von etwa 115 mM, Natriumcitrat in einer Konzentration von etwa 10,0 mM, Natriumphosphat (einbasisch) in einer Konzentration von etwa 6,2 mM, Natriumphosphat (zweibasisch) in einer Konzentration von etwa 19,8 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 30,0 mM und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 14,0 μM. Es besitzt einen pH von 7,2.
PSS 8 wurde in RODI-Wasser hergestellt und umfasst Natriumchlorid in einer Konzentration von etwa 78,3 mM, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5,7 mM, Magnesiumchlorid in einer Konzentration von etwa 1,7 mM, Natriumphosphat (einbasisch) in einer Konzentration von etwa 5,4 mM, Natriumphosphat (zweibasisch) in einer Konzentration von etwa 24,6 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 34,3 mM und eine variable Konzentration von 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin. Es besitzt einen pH von 7,4 und eine Osmolarität von 297 mMol/kg.
PSS 9 wurde in RODI-Wasser hergestellt und umfasst Natriumchlorid in einer Konzentration von etwa 68,5 mM, Kaliumchlorid in einer Konzentration von etwa 5,0 mM, Magnesiumchlorid in einer Konzentration von etwa 1,5 mM, Natriumphosphat (einbasisch) in einer Konzentration von etwa 8,5 mM, Natriumphosphat (zweibasisch) in einer Konzentration von etwa 21,5 mM, Natriumacetat in einer Konzentration von etwa 30,0 mM, und 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in ei ner Konzentration von etwa 14,0 μM. Es besitzt einen pH von 7,2 und eine Osmolarität von 305 mMol/kg.
Es ist ersichtlich, dass bei PSS 7, PSS 8 und PSS 9 das RODI-Wasser und Natriumchlorid durch eine Kochsalzlösung ersetzt werden können.
Es wird auch in Betracht gezogen, dass eine Thrombozytenadditivlösung gemäß dieser Erfindung 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin und Ascorbat umfassen kann.
Beispiel 24
In diesem Beispiel wurde die 7-tägige Lagerung von Thrombozyten verglichen und bewertet. Die Thrombozyten wurden unter Verwendung der Vorrichtung von 1 gesammelt. Die gesammelten Thrombozyten wiesen etwa 40 % zurückbehaltenes Plasma auf. Additivbestandteile von Citrat, Bicarbonat und Glucose zusammen mit 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin wurden wie vorstehend beschrieben gemischt und dann den gesammelten Thrombozyten vor der Bestrahlung gemäß der in 4 gezeigten Vorrichtung zugegeben. Die Bestandteilskonzentrationen in den in den nachstehenden Tabellen 8 bis 14 beschriebenen Beispielen betrugen 8 μM 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin, etwa 65 mM Bicarbonat und zwischen 5,1 und 8,2 mM Citrat. Für die Proben 5B und 7B war Glucose in einer Konzentration von 36 mM enthalten. Für die Proben 6B und 8B war Glucose in einer Konzentration von 52 mM enthalten. Die Proben 5B und 6B wurden mit Licht im ultravioletten Bereich mit einer Intensität von 25 J/cm² bestrahlt. Die Proben 7B und 8B wurden mit einer Mischung von Licht aus ultravioletten und sichtbaren Quellen mit einer Intensität von 25 J/cm² bestrahlt.
Die Tabelle 8 gibt den Glucoseverbrauch als Funktion der Lagerzeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an. Die Daten geben an, dass es, obgleich die Glucose im Lauf der Zeit abnimmt, am Ende des 7-tägigen Lagerzeitraums noch restliche Glucose gibt.
TABELLE 8
Tabelle 9 gibt den pH der gespeicherten Thrombozyten als Funktion der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an. Wie aus den Daten ersichtlich ist, bleibt der pH im Wesentlichen der gleiche.
TABELLE 9
Tabelle 10 gibt die Sauerstoffproduktion im Lauf der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an. Nach einer anfänglichen Erhöhung scheint die Sauerstoffproduktion stabil zu bleiben.
TABELLE 10
Tabelle 11 gibt die Kohlendioxidproduktion im Lauf der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an. Die Daten zeigen, dass die Kohlendioxidproduktion im Lauf der Zeit abnimmt.
TABELLE 11
Tabelle 12 gibt die Anzahl der Zellen der gelagerten Thrombozyten im Lauf der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an.
TABELLE 12
Die Tabelle 13 gibt die hypertonische (HSR) Schockreaktion der gespeicherten Thrombozyten im Lauf der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an.
TABELLE 13
Tabelle 14 gibt die Bicarbonatkonzentration im Lauf der Zeit (0, 1, 3, 6 und 7 Tage) an. Wie die Daten angeben, nimmt Bicarbonat im Lauf der Zeit ab, wobei eine geringe Konzentration am siebten Tag des Lagerzeitraums übrig bleibt.
TABELLE 14
Eine bevorzugte Additiv-/Lagerlösung für gesammelte Thrombozyten mit 20 bis 45 % Restplasma umfasst Bicarbonat als Puffer, Glucose als Nährstoff und Citrat als zusätzliches Antikoagulans. Die bevorzugte Additivlagerlösung ist in Tabelle 15 angegeben, wobei die Konzentrationen in ungefähren Mengen pro Liter angegeben sind.
TABELLE 15
Es ist selbstverständlich, dass die vorstehend angegebene Lagerlösung verwendet werden kann, um Thrombozyten zu lagern, selbst wenn ein Dekontaminierungsverfahren nicht benötigt oder ins Auge gefasst wird.
Falls es gewünscht ist, das Blutprodukt mittels der Verwendung eines Photosensibilisators zu dekontaminieren, wird ins Auge gefasst, dass ein endogenes Alloxazin in einer wirksamen Menge wie vorstehend beschrieben zugegeben wird. Die in Tabelle 16 beschriebene Lösung ist eine Lösung, die für virale Dekontaminierung und auch für die Thrombozytenlagerung geeignet ist. Die Konzentrationen sind in ungefähren Mengen pro Liter angegeben.
TABELLE 16
Aus den vorstehend angegebenen Konzentrationen kann das Grammgewicht leicht bestimmt werden, falls der Photosensibilisator oder die Additivbestandteile in trockener Form zuzugeben sind.

Claims

Wässrige Plättchen-Additiv-Lösung, umfassend Glucose, Bicarbonat und in etwa 0,5 8,8 mM Citrat, worin die Glucose in einer Konzentration zwischen 33–52 mM vorliegt.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 1, worin das Bicarbonat in einer Konzentration zwischen 63–95 mM vorliegt.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 1, zusätzlich umfassend einen Photosensibilisator.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 3, worin der Photosensibilisator einen endogenen Photosensibilisator umfasst.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 4, worin der endogene Photosensibilisator ein endogenes Alloxazin oder ein Derivat davon umfasst.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 5, worin das endogene Alloxazin 7,8 Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin umfasst.
Plättchen-Additiv-Lösung nach Anspruch 6, worin das 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in einer Konzentration von etwa 8–50 μM vorliegt.
Beutel, angepasst an die Aufnahme von Plättchen; worin der Beutel die Additiv-Lösung nach Anspruch 1, 4 oder 6 enthält.
Fluid, das in einer Dekontaminationsbehandlung von und der Lagerung von Blut oder Blutbestandteilen verwendet werden soll, umfassend: einen Nährstoff; 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin; einen Puffer; und ein Anticoagulans; worin der Nährstoff Glucose in einer Konzentration zwischen 32–55 mM umfasst; der Puffer Bicarbonat in einer Konzentration zwischen 63 und 95 mM umfasst und das Anticoagulans Citrat in einer Konzentration zwischen 5,1–8,8 mM umfasst.
Fluid nach Anspruch 9, worin der Nährstoff und das 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin in Form einer ersten wässrigen Mischung vereinigt werden, der Puffer und das Anticoagulans in Form einer zweiten wässrigen Mischung vereinigt werden und die erste und die zweite Mischung zur Bildung des Fluids vereinigt werden.
Verfahren zur Lagerung und Behandlung von Plättchen, umfassend: das Bereitstellen eines ersten Beutels, enthaltend eine erste Mischung aus einem Photosensibilisator und einem Nährstoff; das Bereitstellen eines zweiten Beutels, enthaltend eine zweite Mischung aus einem Puffer und einem Anticoagulans; das Sterilisieren des ersten und zweiten Beutels; das Vereinigen der ersten und zweiten Mischung nach dem Schritt der Sterilisation zur Bildung einer dritten Mischung; das Vereinigen der Plättchen mit der dritten Mischung zur Bildung eines zu dekontaminierenden Fluids.
Verfahren nach Anspruch 11, zusätzlich umfassend das Bestrahlen des zu dekontaminierenden Fluids.
Verfahren nach Anspruch 11, worin der Photosensibilisator ein endogenes Alloxazin umfasst.
Verfahren nach Anspruch 11, worin das endogene Alloxazin 7,8-Dimethyl-10-ribitylisoalloxazin umfasst.
Verfahren nach Anspruch 11, worin der Puffer Bicarbonat, das Anticoagulans Citrat und der Nährstoff Dextrose umfasst.