DE10156467A1

DE10156467A1 - Träger zur Synthese sowie Verfahren zur Herstellung von Biopolymeren

Info

Publication number: DE10156467A1
Application number: DE10156467A
Authority: DE
Inventors: Holger Klapproth; Mirko Lehmann; Ingo Freund; Joachim Stuerken
Original assignee: TDK Micronas GmbH; Biochip Technologies GmbH
Current assignee: TDK Micronas GmbH
Priority date: 2001-11-16
Filing date: 2001-11-16
Publication date: 2003-06-05
Also published as: CN1299818C; WO2003041853A1; CN1599640A; US20050070009A1; EP1441847A1; TW200300764A

Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft einen Träger zur Synthese von Biopolymeren, seine Verwendung sowie ein Verfahren zur Herstellung der Biopolymere.

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft einen Träger zur Synthese von organischen Polymeren vorzugsweise Biopolymeren mit einer Matrix, auf deren Oberfläche die Biopolymere synthetisiert werden und einer Energiequelle zur gezielten Aktivierung von Teilbereichen der Matrix, wobei die Biopolymere an den aktivierten Teilbereichen der Matrix synthetisiert werden. Der Träger wird als Sensor-Chip in einem medizinischen, insbesondere diagnostischen oder therapeutischen Instrument verwendet. Darüber hinaus betrifft die Erfindung ein Verfahren zur Synthese von Biopolymeren, in dem der Träger verwendet wird.
Biologische Systeme beruhen auf der Interaktion von biologisch aktiven Makromolekülen. Für solche Wechselwirkungen ist eine Aktivität der Makromoleküle Voraussetzung, die über ihre räumliche Struktur bedingt ist. Daher spielt die Aufklärung des Verhältnisses zwischen der räumlichen Struktur und der Aktivität von Makromolekülen bei der Erforschung von komplexen biologischen Systemen eine entscheidende Rolle. Die Aufklärung von biologischen Interaktionen ermöglicht das Verständnis wie Zellen im Zellverband miteinander kommunizieren, wie Enzyme ihr Substrat binden und umsetzen und wie zelluläre Kontrollmechanismen funktionieren oder aber, bei der Entstehung von Krebs, blockiert sind. Viele biologische Makromoleküle können andere Moleküle über ihre dreidimensionale Oberflächenstruktur sowie eine spezifische elektronische Ladungsverteilung binden und mit ihnen interagieren. Alle Moleküle mit einer solchen Spezifität werden zusammenfassend als Rezeptoren bezeichnet. Beispiele für bekannte Rezeptoren sind Enzyme, welche die Hydrolyse eines metabolischen Intermediats katalysieren, Proteine, die den Transport von geladenen Molekülen durch eine Biomembran ermöglichen, Glycoproteine, die den Kontakt zu anderen Zellen erlauben, Antikörper, die in Blut zirkulieren und Bestandteile von Bakterien oder Viren aufspüren, binden und inaktivieren oder DNA, der Träger der Erbinformation, an die sequenzspezifisch Proteine binden und deren biologische Nutzung in der Zelle erlauben. Die Moleküle, die ein Rezeptor spezifisch bindet, werden zusammenfassend als Liganden bezeichnet, wobei viele biologische Moleküle einerseits aktiv binden, andererseits auch von anderen Molekülen gebunden werden, so dass sie sowohl Liganden als auch Rezeptoren sind.
Zur Untersuchung von Interaktionen zwischen Rezeptoren und Liganden, zur Ermittlung ihrer Bindungsaffinitäten sowie zur Aufklärung von Bindungsstärken und -spezifitäten wurden eine Vielzahl von Testsystemen (Assays) entwickelt. Bei einfachen biologischen Assays, die noch heute in der medizinischen Diagnostik verwendet werden, sind antigene Fragmente von Bakterien oder Viren auf festen Oberflächen fixiert. Anschließend wird eine zu testende (Blut-)probe eines Patienten aufgetropft, und eine Interaktion zwischen spezifischen Antikörpern aus der (Blut-)probe mit den antigenen Fragmenten kann über ein Nachweissystem detektiert werden. Ein solcher Antigen-Antikörper-Nachweis ist jedoch durch die Zahl der antigenen Fragmente, die auf dem Objektträger fixiert werden können, stark limitiert.
Nachdem die vollständigen genomischen DNA-Sequenzen wichtiger Modell- und Forschungsorganismen wie Bakterien (Bacillus subtilis, Eschericha coli) und Hefen (Saccharomyces cerivisiae, Schizosaccharomyces pombe) bereits seit Jahren in Datenbanken vorliegen, konnte kürzlich auch die Sequenzierung des menschlichen Genoms im Rahmen des Humangenomprojekts abgeschlossen werden. Die Erforschung der Funktion der einzelnen Gene, die in verschiedenen Geweben und Organen unterschiedlich aktiv sind, gewinnt seither zunehmend an Bedeutung. Die Aufklärung der differentiellen Genexpression ist entscheidend für das Verständnis der Krebsentstehung. Heute ist bereits bekannt, dass manche Individuen aufgrund eines bestimmten Genmusters ein erhöhtes Risiko tragen, Krebs zu entwickeln. Obwohl seit Jahren vielfältige Versuche unternommen werden, eine möglichst große Zahl von DNA-Sequenzen auf kleinstem Raum künstlich zu synthetisieren, um sie bezüglich ihrer Interaktion mit anderen Molekülen zu untersuchen, stellt das Verhältnis von verfügbarem Platz zur Zahl der möglichen DNA-Moleküle nach wie vor ein nicht vollständig gelöstes Problem dar.
Herkömmliche Verfahren beruhen auf automatisierten Festphasenmethoden um DNA-Stränge (DNA-Arrays) durch die aufeinanderfolgende Addition aktiver Monomere an eine wachsende Kette, die an eine unlösliche Matrix gebunden ist, zu synthetisieren. Solche künstlichen biologischen Systeme werden als DNA-Chips bezeichnet. Bei der Herstellung von DNA-Chips wurden zunächst die Monomere (Nukleotide), die den DNA-Array aufbauen, über Mikrodosierung auf die Stellen aufgebracht, an denen ein Oligonukleotid synthetisiert werden sollte. Weil dieses Verfahren in der Praxis sehr aufwändig ist, wurde es durch die lichtgesteuerte (= photolithographische) Synthese zur Herstellung von hochdichten DNA-Chips abgelöst, die bis heute das meist benutzte Verfahren ist.
Bei der lichtgesteuerten DNA-Chip Synthese werden individuelle Maskensätze, wie sie aus der Halbleiterindustrie bekannt sind, zur selektiven Belichtung verwendet. Dabei wird die Oberfläche eines festen Trägers mit lichtempfindlichen (= photolabilen) Schutzgruppen modifiziert, danach wird durch eine aufgelegte photolithographische Maske belichtet. Die Belichtung führt zur selektiven Entfernung der Schutzgruppen an den belichteten Stellen, wodurch reaktive Hydroxylgruppen (OH-Gruppen) ausschließlich an den belichteten Regionen frei gelegt werden. Anschließend wird ein aktiviertes Deoxynukleotid, das seinerseits eine mit einer Schutzgruppe versehene OH-Gruppe aufweist, zugeführt, so dass eine Kopplung des Deoxynukleotids an den zuvor belichteten Stellen erfolgt. Nach einer Oxidationsreaktion wird der Träger gespült, und die Oberfläche wird durch eine zweite Maske beleuchtet, wodurch die Schutzgruppen an anderen Stellen entfernt und für eine erneute Kopplung aktiviert werden. Danach wird ein zweites, wiederum mit geschützten Hydroxylgruppen versehenes Deoxynukleotid hinzugefügt. Die Zyklen aus Belichtung zur Entfernung der Schutzgruppen und Ankoppeln der Deoxynukleotide wird solange fortgesetzt, bis die gewünschten Oligonukleotide auf dem festen Träger entstanden sind. Auf diese Weise ist es möglich, hochdichte DNA-Arrays zu erzeugen (Pease et al., (1994), PNAS, USA, Vol. 91, S. 5022-5026).
Ebenso beschreibt die EP 476 014 B1 ein Verfahren zur Herstellung von Polymerbibliotheken auf festen Trägern, wobei ebenfalls photolabile Schutzgruppen und deren Abspaltung durch entsprechende Belichtungstechniken verwendet werden. Für jede der monomeren Basen, (Deoxy-)-adenin, (Deoxy-) cytosin, (Deoxy-)guanin und (Deoxy-)thymin müssen jedoch verschiedene photolithographische Masken vorhanden sein, so dass sich die Zahl der benötigten unterschiedlichen Masken auf die vierfache Länge der zu synthetisierenden DNA- Sequenzen beläuft. Verglichen mit der Synthese von künstlichen DNA-Sequenzen ist die maskenbasierte Synthese von Peptiden noch aufwändiger, weil für den Aufbau von Peptiden 20 natürliche Aminosäuren zur Verfügung stehen, so dass die Zahl der Masken 20 × die Länge der Peptide beträgt. Der erforderliche Maskensatz muss nicht nur bereits vor Beginn der Synthesen bereitgestellt werden, sondern er muss auch bei jeder Belichtung sehr exakt justiert werden, um Fehlbelichtungen und damit Verunreinigungen zu vermeiden. Aus der US 5,143,854 ist zwar eine Lichtquelle bekannt, die eine Verschiebbarkeit des Objektträgers erlaubt, jedoch bleibt das Maskierungsverfahren aufgrund des ganz erheblichen technischen Aufwands insbesondere für kleine Serien ungeeignet, weil für jede neue Synthese ein neuer Maskensatz bereitgestellt werden muss.
Um den teuren und aufwändigen Prozess der Maskenherstellung zu umgehen, wurden maskenfreie Systeme entwickelt. Aus der WO 99/42813 ist bekannt, Biopolymere wie DNA-Arrays oder Polypeptide aufzubauen, in dem sie durch einzeln ansteuerbare Mikrospiegel belichtet werden. Die Mikrospiegel bilden ein zusammenhängendes Feld, das aus elektronisch ansteuerbaren einzelnen Mikrospiegeln zusammengesetzt ist (Digital Mirror Devices). Dem Mikrospiegelfeld ist eine gemeinsame Lichtquelle zugeordnet. Die Biopolymere, die sich auf einem Objektträger befinden, werden in bestimmten Mustern aktiviert, wobei an die angesteuerten Bereiche die jeweils angebotenen Monomere (z. B. die vier verschiedenen Basen) angekoppelt werden. Dieser Vorgang wird so lange fortgesetzt, bis alle die Biopolymere der gewünschten Länge aufgebaut sind.
Bei den dargestellten Belichtungsverfahren werden monomere Bausteine, die zunächst mit Schutzgruppen versehene reaktive Gruppen aufweisen, verwendet, um eine ortsgerichtete Synthese zu ermöglichen. Die Einwirkung von Licht dient dazu, die photolabilen Schutzgruppen der monomeren Bausteine zu entfernen, um anschließend an diesen Stellen der Lichteinwirkung eine Synthese erfolgen zu lassen. Photolabile Schutzgruppen sind beispielsweise aus der DE 44 44 996 A1 bekannt, die Nukleotid-Derivate mit photolabilen Schutzgruppen für die 5'-OH- Funktion im Zuckeranteil der Basen beschreibt. Nach Erzeugung einer reaktiven OH-Gruppe kann im anschließenden Reaktionsschritt das nächste Monomer an die reaktive Gruppe angekoppelt werden. Auf diese Weise ist es möglich, durch alternierende Entfernung der Schutzgruppe und eine Kopplungsreaktion ein beliebiges Polymer aufzubauen.
Die DE 199 62 803 A1 beschreibt ein Verfahren, bei dem unter Verwendung von planaren Trägern eine Vielzahl verschiedener voneinander räumlich getrennter Polymere gleichzeitig synthetisiert wird. Hierfür werden zur selektiven Belichtung mehrere Leuchtdioden (Diodenarray) verwendet. Diese Verfahren nützt elektrisch ansteuerbare Leuchtdioden zur selektiven Entfernung von Schutzgruppen und kommt daher ebenfalls ohne teure Masken aus. Die Monomere für die zu synthetisierenden Biopolymere befinden sich in einer eigenen Einrichtung unterhalb des lichtdurchlässigen Bereichs. In dieser Einrichtung lassen sich die für die durchzuführende Synthese benötigten Chemikalien einzeln und sequentiell anbieten. Mit einem entsprechenden Programm steuert ein Computer die einzelnen Leuchtdioden im Diodenarray korreliert zu der sequentiellen und zyklischen Zufuhr der einzelnen Monomere an. Um äußere störende Einflüsse während der Belichtung auszuschließen sind die Orte der chemischen Synthese und die Belichtungseinrichtung räumlich streng voneinander getrennt. Daher leidet auch dieses Verfahren, ebenso wie die Maskentechnik und die Belichtung mittels Mikrofeldspiegeln aufgrund der räumlichen Trennung zwischen Synthese und Belichtung vor allem unter der Unschärfe der Belichtung. Auf den Chips existieren nach abgeschlossener Synthese keine wirklich diskreten Bereiche sondern es bilden sich Übergänge zwischen zwei oder mehreren definierten Produkten. Die unscharfen Übergänge werden dabei insbesondere durch Beugungseffekte des Lichtes an den Masken sowie durch die Unschärfe von Abbildungen hervorgerufen.
Der vorliegenden Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde, einen Träger zur Synthese von Biopolymeren zur Verfügung zu stellen, bei dem Beugungseffekte des Lichtes sowie Unschärfen bei der Abbildung vermieden werden und exakte vorher definierte Bereiche auf dem Träger ausgewählt werden können, an denen anschließend die Synthese der Biopolymere stattfindet. Die Entstehung von unspezifischen Übergängen durch fehlende, zusätzliche oder Randbelichtung soll vermieden werden.
Die Aufgabe wird erfindungsgemäß durch einen Träger zur Synthese von Biopolymeren gelöst, der eine Matrix, auf deren Oberfläche die Biopolymere synthetisiert werden und eine Energiequelle zur gezielten Aktivierung von Teilbereichen der Matrix aufweist, wobei die Biopolymere an den aktivierten Teilbereichen der Matrix synthetisiert werden und die Matrix und die Energiequelle eine Einheit bilden. Durch die Einheit von Matrix und Energiequelle können Streu- und Beugungseffekte des Lichtes wirksam verhindert werden. So lassen sich Arrays von Biopolymeren wie z. B. Oligonukleotide oder Peptide auf der gesamten Oberfläche des Trägers synthetisieren. Die störenden Übergänge zwischen zwei oder mehreren definierten Produkten entfallen vollständig, so dass spezielle Kontrollen zum Auffinden von "falschen", durch Fehlbelichtungen entstandenen Biopolymere entfallen können. Auf diese Weise lassen sich bei gleichbleibender Fläche eine höhere Anzahl von Biopolymeren auf dem Träger synthetisieren.
Weitere Gegenstände der vorliegenden Erfindung betreffen einen Sensor-Chip sowie ein medizinisches, insbesondere diagnostisches oder therapeutisches Instrument, die den Träger umfassen.
Darüber hinaus betrifft die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Synthese von Biopolymeren, bei dem der erfindungsgemäße Träger verwendet wird. Weitere Schritte des erfindungsgemäßen Verfahrens betreffen das gezielte Aktivieren von Teilbereichen der Matrix durch Abspalten der Schutzgruppen in ausgewählten Teilbereichen, das Zuführen von Biomonomeren die ihrerseits Schutzgruppen aufweisen sowie das Interagieren der Biomonomere mit den gezielt aktivierten Teilbereichen der Matrix. Die Energie zur gezielten Aktivierung von Teilbereichen der Matrix wodurch die Schutzgruppen in den ausgewählten Teilbereichen abgespalten werden, wird dabei innerhalb des Trägers emittiert.
Durch den Träger sowie das Verfahren gemäß der vorliegenden Erfindung wird jede Art der Abbildungsoptik entbehrlich, die Herstellung der Biopolymere erfordert einen geringeren synthesetechnischen Aufwand und führt zugleich zu einer wesentlichen Verbesserung der Synthesequalität, weil unspezifische Übergänge zwischen einzelnen Biopolymeren, die Kontaminationen der synthetisierten Endprodukte darstellen, vermieden werden. Daher können Biopolymerarrays schnell, individuell und flexibel erzeugt werden. Außerdem ist eine einfache gezielte und selektive Synthese von Biopolymeren kosten- und zeitgünstig möglich.
Im folgenden werden Begriffe definiert, die in der Beschreibung und Darstellung der Erfindung verwendet werden.

1. Ligand

Ein Ligand ist ein Molekül das durch einen bestimmten Rezeptor erkannt wird. Liganden können natürlich vorkommen oder künstlich erzeugt sein. Beispiele für Liganden sind Agonisten und Antagonisten zellulärer Membranrezeptoren, Toxine, virale und bakterielle Eptitope, Hormone (Optiate, Steroide, etc.), Peptide, Enzyme, Enzymsubstrate, Cofaktoren, Arzneistoffe, Zuckermoleküle, Lecithin, Oligonukleotide, Nukleinsäuren, Oligosaccharide, Proteine, Peptide und Lipide.

2. Rezeptor

Ein Rezeptor ist ein Molekül mit einer Bindungsaffinität für einen bestimmten Liganden. Rezeptoren können natürlich vorkommend oder künstlich erzeugt sein. Sie können ebenso in ihrem natürlichen Zustand oder als Aggregate mit anderen Molekülen vorlegen. Rezeptoren binden direkt oder indirekt über spezifische Bindungssubstanzen oder Bindungsmoleküle kovalent oder nichtkovalent an den Liganden. Beispiele für Rezeptoren sind Antikörper, insbesondere monoklonale und polyklonale Antikörper, Antiseren, Zellmembranrezeptoren, Polynukleotide, Nukleinsäuren, Cofaktoren, Lecithin, Zuckermoleküle, Polysaccharide, Zellen, zelluläre Membrane und Organelle. Rezeptoren bilden mit den korrespondierenden Liganden durch ihre molekulare Erkennung einen "Liganden-Rezeptor-Komplex".

3. Organische Polymere

Organische Polymere werden aus kleinen organischen Verbindungen (Monomeren) durch Reaktion mit sich selbst oder mit anderen kleinen organischen Verbindungen durch den Reaktionsprozess der Polymerisation gebildet, wobei das entstehende Produkt (Polymer) eine Verbindung mit hoher relativer Molekülmasse darstellt. Beispiele für organische Polymere sind Polymere der Alkene wie Polyethylen, Polypropylen oder auch modifizierte Polymere wie Polyvinylchlorid, Teflon, Polystyrol und Polyamide (Nylon).

4. Biomonomer

Ein Biomonomer ist ein einzelner Baustein oder ein Satz bzw. eine Gruppe von einzelnen kleinen Bausteinen, die ihrerseits miteinander verbunden werden können und dadurch ein Biopolymer bilden. Beispiele für Biomonomere sind die 20 natürlich vorkommenden L-Aminosäuren, D-Aminosäuren, künstlich synthetisierte Aminosäuren, Nukleotide, Nukleoside, Zuckermoleküle wie Pentosen oder Hexosen sowie kurzkettige Peptide wie Tetramere oder Pentamere. Der Ausdruck Biomonomere, so wie er im Rahmen der vorliegenden Erfindung verwendet wird, bezieht sich auf alle Bausteine, die für die Synthese eines Biopolymers verwendet werden. Falls für den Aufbau eines Proteins als Biopolymer nicht einzelne Aminosäuren sondern kurze Peptidsequenzen wie Tetramere, Pentamere oder Hexamere verwendet werden, so werden die Bausteine bestehend aus vier, fünf, bzw. sechs Aminosäuren ebenfalls als Biomonomere bezeichnet.

5. Biopolymer

Ein Biopolymer ist jedes aus Biomonomeren synthetisierte Produkt, unabhängig von seiner Länge und seinen Einzelbestandteilen. Werden als Biomonomere drei verschiedene Aminosäuren verwendet, so wird das resultierende Trimere als Biopolymer bezeichnet. Ein Biopolymer kann aus gleichen oder voneinander verschiedenen Biomonomeren aufgebaut sein.

6. Schutzgruppen

Als Schutzgruppe wird jedes Material bezeichnet, das an ein Monomer gebunden ist und zu dessen Modifikation verwendet wird. Die Schutzgruppe kann durch die Einwirkung einer Energiequelle, wie beispielsweise Belichtung, selektiv abgespalten werden. Durch die Abspaltung der Schutzgruppe wird eine reaktive Gruppe wie beispielsweise eine Hydroxylgruppe freigelegt. Beispiele für Schutzgruppen sind Nitroveratryloxycarbonyl-, Nitrobenzyloxycarbonyl-, Dimethyldimethoxybenzoyloxycarbonyl-, 5-Bromo-7-nitroindolinyl-, Hydroxy-α- methylcinnamo-yl-, 2-Oxymethylenantrachinon- und p- Nitrophenylethoxycarbonyl-.

7. Analoge bzw. Derivate

Unter Analogen bzw. Derivaten werden alle natürlich vorkommenden und künstlich synthetisierten Abwandlungen von Biomonomeren und Biopolymeren verstanden. Bekannte Analoga von Nukleinsäuren sind beispielsweise PNA oder LNA.
Im folgenden werden vorteilhafte Ausgestaltungen des erfindungsgemäßen Trägers sowie des Verfahrens beschrieben.
Für eine effiziente Synthese von Biopolymeren wird als Matrix eine dreidimensionale Matrix (3D-Matrix) aus einer Polymerschicht verwendet. Es kann ein unvernetztes oder vernetztes Polymer verwendet werden, wobei ein kreuzvernetztes Polymer mit einem geringen Kreuzvernetzungsgrad besonders geeignet ist. Eine geeignete Polymerschicht weist eine Vielzahl von einzelnen Polymerketten auf, die mit einer festen Oberfläche verbunden sind. Zwischen den Polymerketten und der festen Oberfläche besteht bevorzugt eine kovalente Bindung. Neben linearen Polymerketten können auch verzweigte Polymere eingesetzt werden. Aufgrund der großen Oberfläche der dreidimensionalen Polymerschicht entstehen beliebig viele Orte an denen die Synthese der Biopolymere beginnen kann. Beispiele für Polymere, die für den Aufbau der 3D-Matix geeignet sind, können außerdem der EP 1 035 218 A1 entnommen werden.
Wenn eine dünne Polymerschicht als Matrix verwendet wird, die insbesondere eine Stärke bzw. Dicke von 30 bis 3000 nm aufweist, wird die Synthese der Biopolymere durch die dreidimensionale Polymerschicht nicht beeinflusst. Es hat sich als besonders vorteilhaft erwiesen, wenn als Matrix wenigstens eine in Teilbereichen quellbare Polymerschicht verwendet wird. Die Quellbarkeit in Wasser wird durch Komponenten wie Acrylsäure, Methacrylsäure, Dimethylacrylamid oder Vinylpyrrilidon gewährleistet. Die Polymerschicht weist an ihrem gequollenen Zustand vorzugsweise eine Stärke von 50 bis 500 nm auf.
Die dreidimensionale Polymerschicht weist außerdem reaktive Startergruppen auf. Die reaktiven Startergruppen sind bevorzugt Hydroxylgruppen (OH-Gruppen), die direkt mit der dreidimensionalen Polymerschicht verbunden sind. Alternativ dazu können die reaktiven Startergruppen auch über weitere funktionelle Gruppen, insbesondere über niedermolekulare chemische Verbindungen mit der Polymerschicht verbunden sein. Für die Verbindung zwischen Polymerschicht und reaktiver Startergruppe eignet sich insbesondere eine kovalente Bindung, die ein dauerhaftes Anheften der reaktiven Startergruppe gewährleistet.
Die reaktiven Startergruppen sind durch Schutzgruppen geschützt. Solange die Schutzgruppe an bzw. mit der Startergruppe verbunden ist, ist diese inaktiv. Sie erlangt ihre Aktivität erst durch die Abspaltung der Schutzgruppe.
Biopolymere, die mit Hilfe des Trägers synthetisiert werden können, sind Rezeptoren oder Liganden, Nukleinsäuren, Oligonukleotide, Proteine, Peptide, Polysaccharide, Lipide sowie deren Derivate bzw. Analoga. Bei der Synthese längerer Biopolymere hat es sich als sinnvoll erwiesen, Teilstrukturen des Biopolymers als Monomer zu verwenden. Hierbei sind besonders Tetramere geeignet. Die längerkettigen Monomere werden zu Biopolymeren zusammengefügt. Dadurch wird eine Reduktion der Reaktionsschritte erreicht, was mit einer wesentlichen Verbesserung der Reinheit und einer höheren Ausbeute an fertigen synthetisierten Biopolymeren einhergeht. Auf diese Weise lässt sich bei Verwendung von 256 Tetrameren Oligonukleotiden ein beliebiges Dodecamer durch nur fünf Kopplungsschritte herstellen, wofür bisher 20 Kopplungsschritte benötigt wurden. Die Verwendung von Tetrameren als Biomonomere ist besonders bei der Synthese von hochgradig homologer DNA-Sequenz von Vorteil, weil hierfür nur wenige Oligomere als Biomonomere benötigt werden. Durch die Verwendung von Oligomeren als Biomonomere lassen sich insbesondere auch Polymersequenzen herstellen, die bisher aufgrund ihrer Länge bzw. der Anzahl der benötigten Kopplungsschritte nicht in ausreichender Qualität und Ausbeute in einer herkömmlichen Festphasensynthese hergestellt werden konnten.
Als Energiequelle, die für die Abspaltung der Schutzgruppen und die damit verbundene Aktivierung der reaktiven OH-Gruppen benötigt wird, eignen sich elektrisch ansteuerbare Leuchtdioden (LED) oder Laser Dioden (LD). Wenn Leuchtdioden verwendet werden, so ist es vorteilhaft wenn sie energiereiche Strahlung im UV-Bereich abstrahlen. UV-Licht hat sich für die Abspaltung von Schutzgruppen als besonders geeignet erwiesen. Als UV-Leuchtdioden sind z. B. bestimmte Verbindungen aus III-V Halbleiter zu nennen. So emmitiert z. B. eine LED aus Galliumnitrid (GaN) Licht der Wellenlänge 380 nm. (siehe u. a. Rep. Prog. Phys. 61 (1998) 1-75; Group III nitride semiconductors for short wavelength-light-emitting devices). Durch die Verwendung von AlGaN Verbindungen können darüber hinaus Wellenlängen zwischen 200 und 360 nm erreicht werden. Besonders bevorzugt sind mehrere LEDs und/oder die Signalverarbeitung/Ansteuerung in einem Substrat monolithisch integriert.
In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform besteht der Träger nicht nur aus einer Anordnung von lichtemittierenden Dioden, sondern er weist zusätzlich Detektoren auf. Durch die Verbindung der Synthese der Biomoleküle mit einem Detektor, der als Kamera ausgebildet ist, kann auf jeden externen Nachweis verzichtet werden. Der Detektor selbst weist Interaktionen zwischen den auf der Oberfläche der Matrix synthetisierten Biopolymeren und Testproben nach. Unter Interaktionen werden dabei alle Wechselwirkungen zwischen Biopolymeren und weiteren Molekülen verstanden, insbesondere die Bildung von kovalenten Bindungen, ionischen Wechselwirkungen, van-der-Waals-Kräften und Wasserstoffbrücken-bindungen. Als Testproben kommen alle Arten von biologischen oder künstlichen Proben in Frage, insbesondere Blutproben, Patientenmaterial, Abstriche, Nasen- und Rachenspülungen, Hautschuppen und Speichelproben. Diese Testproben weisen ihrerseits Rezeptoren oder Liganden auf, die mit den Biopolymeren (ihrerseits Liganden oder Rezeptoren) wechselwirken. Wird beispielsweise als Biopolymer eine einzelsträngige Nukleinsäure (einzelsträngige DNA, RNA, einzelsträngige cDNA) verwendet, so kann der zu diesem Nukleinsäurestrang komplementäre Einzelstrang aus der Testprobe durch Hybridisierung der beiden komplementären Stränge nachgewiesen werden. Eine derartige Hybridisierung stellt eine Rezeptor/Liganden Reaktion im Sinne der Erfindung dar. Der Nachweis der Interaktionen zwischen Biopolymeren und Testproben erfolgt über chemische bzw. biochemische Reaktionen. Hierfür ist insbesondere die Lumineszenz geeignet. Jedoch können auch andere Nachweisverfahren über Streptavidin oder über radioaktive Markierung aber auch markierungsfreie Methoden (siehe z. B. Souteyrand, E., Cloarec, J. P., Martin, J. R., Wilson, C., Lawrence, I., Mikkelsen 5., Lawrence, M. F. 1997. Direct detection of the hybridisation of synthetic homo-oligomer DNA sequences by field effect. J. Phys. Chem. B, 1001, 2980 sowie DE 43 18 519 C2 "Elektrochemischer Sensor") verwendet werden. Besonders bevorzugt sind diese Sensoren und deren Signalverarbeitung in das Substrat monolithisch integriert.
Es hat sich als besonders vorteilhaft erwiesen, wenn die Einheit aus Matrix und Energiequelle sehr kompakt ist und der mittlere Abstand zwischen Matrix und Energiequelle weniger als 10 µm beträgt.
Durch diesen geringen Abstand findet die Biopolymersynthese in unmittelbarer Nähe zur Energiequelle statt. Die Startergruppen bzw. die wachsenden Biopolymere befinden sich so in räumlicher Nähe zu den Leuchtdioden, die das zur Abspaltung der Schutzgruppen benötigte UV-Licht emittieren. Durch die räumliche Nähe zwischen Startergruppen und Leuchtdioden können Streulichteffekte sowie Beugungseffekte des Lichtes effizient vermieden werden. Der geringe Abstand zwischen Matrix und Energiequelle kann insbesondere durch die direkte Beschichtung der UV-emittierenden Lichtdioden mit der Matrix erreicht werden. Als Matrix eignet sich in einem solchen Fall Glycidoxypropyltrimethoxysilan, das in einem Beschichtungsvorgang auf die Leuchtdioden aufgebracht werden kann.
Diese Ausführungsform der Erfindung ist zusätzlich in Fig. 1 dargestellt. Der Träger 1 weist eine Energiequelle 5 und eine Matrix 3 auf, auf deren Oberfläche die Biopolymere 7 synthetisiert werden. Die Energiequelle 5 ist als LED ausgebildet. Die LED weist einen pn-Übergang mit einem Isolator 9 auf. An diesem pn-Übergang werden Photonen erzeugt und ist deshalb die Energiequelle 5. Der mittlere Abstand zwischen der Matrix 3 und der Energiequelle 5 von weniger als 10 µm ist durch den Isolator 9 bedingt.
Eine alternative Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist in Fig. 3 dargestellt. Der Träger 1 weist wiederum die Matrix 3 und die Energiequelle 5 auf. Die Energiequelle 5 besteht in dieser Ausführungsform in einer Vielzahl von LEDs, so dass auf der Matrix 3 gleichzeitig eine Vielzahl von Biopolymeren 7 synthetisiert werden können (Arrayanordnung).
Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Synthese von Biopolymeren, in dem der erfindungsgemäße Träger verwendet wird. Dieser Träger wird bereitgestellt, anschließend werden Teilbereiche der Matrix durch Abspalten der Schutzgruppen in den ausgewählten Teilbereichen gezielt aktiviert. Daran anschließend werden Biomonomere, die ihrerseits Schutzgruppen aufweisen zugeführt, wobei die Biomonomere mit den gezielt aktivierten Teilbereichen der Matrix interagieren. Die aufeinanderfolgenden Zyklen von gezieltem Aktivieren von Teilbereichen der Matrix, dem Zuführen von geschützten Biomonomeren sowie dem Interagieren der Biomonomere mit den gezielt aktivierten Teilbereichen der Matrix wird solange wiederholt, bis das gewünschte Biopolymer entstanden ist. Im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens wird stets die Energie, die zur gezielten Aktivierung von Teilbereichen der Matrix benötigt wird, innerhalb des Trägers emittiert. Hierfür eignet sich besonders die kompakte Einheit aus Energiequelle und Matrix.
Um eine Vielzahl von unterschiedlichen Polymeren gleichzeitig zu synthetisieren, werden die Teilbereiche mit Hilfe eines Computers ausgewählt und aktiviert.
Zur Abspaltung der Schutzgruppen zur Aktivierung der reaktiven Startergruppen, die bevorzugt OH-Gruppen sind, kann eine lokale pH-Wert Änderung verwendet werden. Hierfür weist der erfindungsgemäße Träger als Energiequelle eine Elektrodenstruktur auf. Durch Anlegen von Spannungen und Strömen können lokal sehr starke pH-Wert Änderungen erzeugt werden. Dabei können zwischen den einzelnen Elektroden pH-Wert Unterschiede von ca. 5 erreicht werden. Eine Entfernung der Schutzgruppen kann beispielsweise bei einem pH-Wert von 2 erfolgen. Durch die Elektrolyse von Wasser an der Elektrode wird eine basische Umgebung geschaffen, wenn an die Elektrode eine negative Spannung angelegt wird. Eine saure Umgebung kann durch das Anlegen einer positiven Spannung an die Elektrode geschaffen werden. Chemisch laufen folgende Reaktionen bei der Elektrolyse von Wasser an der Elektrode ab:

2H₂O → 4H⁺ + 4e^- + O₂ (bei positiven Spannungen); sowie

2H₂O + 2e^- → 2OH^- + H₂ (bei negativen Spannungen).
Bei einem neutralen pH-Wert von 7 sind die reaktiven Startergruppen durch intakte Schutzgruppen geschützt. Die Schutzgruppen werden selektiv durch eine positive Spannung an Mikroelektroden, die sich durch die Einheit aus Energiequelle und Matrix in unmittelbarer Nähe zu den Schutzgruppen befinden, entfernt, weil durch die positive Spannung ein lokaler pH-Wert Abfall erzeugt wird. Besonders vorteilhaft ist es weiterhin, wenn sich in unmittelbarer Nähe der Elektroden eine pH-Wert Messeinrichtung (pH-ISFET) befindet, mit deren Hilfe einerseits der bestehende pH-Wert detektiert werden kann und andererseits eine elektronische Ansteuerung der Elektrode erfolgen kann, wodurch eine lokale pH-Wert Änderung induziert wird.
Diese Anordnung ist zusätzlich in Fig. 4 gezeigt. Der Träger 1 weist eine Matrix 3 und eine Energiequelle auf, die als Elektroden 51 sowie 53 ausgebildet ist. Auf der linken Seite in Fig. 4 sind Elektroden 51 gezeigt, die mit einer Spannung/Strom beaufschlagt sind. Der pH-Wert beträgt 7. Auf der rechten Seite sind Elektroden 53 gezeigt, die nicht mit einer Spannung/Strom beaufschlagt sind. Der pH-Wert beträgt 2. Die Nachweiseinrichtung 13, die als pH-ISFET ausgestaltet ist, dient der Detektion des von der Elektrode erzeugten lokalen pH-Wertes.
Für die Herstellung von Biopolymeren können im Rahmen der vorliegenden Erfindung beliebige Biomonomere verwendet werden. Insbesondere sind Nukleotide, Oligonukleotide insbesondere Tetramere, Aminosäuren, Peptide, Saccharide, insbesondere Mono- und Disaccharide und/oder deren Derivate bzw. Analoga geeignet.
Die Biomonomere können für verschiedene Screening-Verfahren von einer cDNA-, RNA-, genomischen DNA-library und/oder einer Peptid-library abgeleitet sein.
Es hat sich als besonders vorteilhaft erwiesen, die Biomonomere in einer Speiseeinrichtung zuzuführen. Weitere, für den Aufbau der Biopolymere vorteilhafte Reaktionsschritte wie Waschschritte können ebenfalls in der Speiseeinrichtung stattfinden. In der Speiseeinrichtung wird die Oberfläche mit den entsprechenden Reaktionslösungen, insbesondere den Biomonomeren benetzt bzw. beschichtet. Die Speiseeinrichtung kann als Mikrofluidikküvette bzw. Mikrofluidikkammer ausgebildet sein. Um Verunreinigungen zu vermeiden, hat sich wenigstens eine Zuführeinrichtung für Reaktionslösungen bzw. Biomonomere sowie mindestens eine, von der Zuführeinrichtung räumlich getrennte Abführeinrichtung, als vorteilhaft erwiesen. Die Oberseite der Mikrofluidikküvette dient dabei gleichzeitig als Lichtfalle, so dass Fehlbelichtungen des Trägers, die durch Streulicht induziert wurden, ausgeschlossen werden können. Besonders vorteilhaft ist es, wenn auf den Chip Kanäle entweder monolithisch oder hybrid aufgebracht sind, so daß Streulicht von anderen LEDs oder ähnlichem verhindert werden.
Diese Ausführungsform ist zusätzlich in Fig. 2 gezeigt. Der Träger 1 weist eine Matrix 3, eine Energiequelle 5 sowie einen Isolator 9 auf. Die Synthese der Biopolymere 7 findet in Vertiefungen der Matrix 3 statt, die als Kanäle 11 ausgebildet sind.
Darüber hinaus hat es sich als vorteilhaft erwiesen, elektrische Felder zu verwenden, um geladene Biomonomere zu den aktivierten Teilbereichen der Matrix zu bringen. Die Teilbereiche der Matrix werden durch Anlegen von mindestens einem elektrischen Feld ausgewählt. Hierfür werden die Schutzgruppen vollständig entfernt, anschließend die geladenen Biomonomere sequentiell zugeführt. Die geladenen Biomonomere werden an den ausgewählten Stellen durch das elektrische Feld angezogen, während sie an unerwünschten Stellen elektrisch abgestoßen werden. So kann ein Biopolymer durch sequentielle Zugabe der vier verschiedenen, mit Schutzgruppen modifizierten Basen Adenin, Thymin, Cytosin und Guanin aufgebaut werden. Durch eine entsprechende Anziehung bzw. Abstoßung der geladenen Nukleotide im elektrischen Feld werden sie an die gewünschte Position auf der Matrix gebracht. Nach Entfernung der Schutzgruppen der gebundenen Nukleotide wird erneut ein elektrisches Feld angelegt, und neue Nukleotide werden zugeführt bis die gewünschte Länge der Biopolymere erreicht ist.
Wenn im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens ein Träger mit einem Detektor, wie oben beschrieben, verwendet wird so kann das erfindungsgemäße Verfahren zusätzliche Schritte aufweisen. Die synthetisierten Biopolymere reagieren mit Testproben und die Rezeptor-Liganden-Komplexe werden über eine biochemische Reaktion insbesondere über eine Bio- und/oder Chemolumineszenz nachgewiesen.
Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung betrifft einen Sensor-Chip, der den erfindungsgemäßen Träger aufweist. Darüber hinaus betrifft die Erfindung ein medizinisches, insbesondere ein diagnostisches oder therapeutisches Instrument, das ebenfalls den erfindungsgemäßen Träger umfasst. Werden beispielsweise rezeptive Elemente auf dem Sensor-Chip verwendet, insbesondere einem DNA-Sensor-Chip, so erlaubt die Erfindung eine ortsungebundene, tragbare DNA-Analytik unter der Verwendung von Probenmolekülen, deren Verwendungsmöglichkeit sich im Laufe der vorhergehenden Analysen ergeben hat. Ein solcher Sensor-Chip bzw. medizinisches Instrument kann verwendet werden, um beim Ausbruch von Seuchen den bakteriellen oder viralen Erreger vor Ort zu identifizieren und infizierte von nicht infizierten Personen zu unterscheiden. Durch den Einbau logischer Schaltelemente können darüber hinaus komplexe Fragestellungen zur DNA-Analytik wie z. B. das Biopolymerdesign von dem Instrument selbst bearbeitet werden. Das medizinische Instrument kann daher aufgrund der vorgegebenen Problematik den entsprechenden Sensor-Chip selbst entwickeln, danach synthetisiert es die benötigten Biopolymere und wertet abschließend die Ergebnisse aus.
Die Fig. 1 bis 4 (Fig. 1-4) dienen der weiteren Erläuterung der Erfindung. In ihnen zeigt:
Fig. 1 eine erste Ausführungsform der Erfindung, in der die Einheit zwischen Matrix und Energiequelle auf einfache Weise dargestellt ist;
Fig. 2 eine zweite Ausführungsform der Erfindung, in der die Biopolymere in Vertiefungen (Kanälen) der Matrix entstehen;
Fig. 3 eine weitere Ausführungsform der Erfindung, wobei eine Vielzahl von LED zur gleichzeitigen Synthese einer Vielzahl von Biopolymeren verwendet werden; sowie
Fig. 4 eine alternative Ausführungsform der Erfindung, in der die Entfernung der Schutzgruppen durch lokale pH-Wert Änderungen schematisch dargestellt ist.
Das folgende Beispiel dient der näheren Erläuterung der Erfindung und stellt ein einfaches Ausführungsbeispiel dar.

Beispiel 1

1. Beschichten des Sensors

Ein CMOS-Sensor wird für 2 Stunden mit Silan beschichtet, indem er in eine Lösung aus 1% Glycidoxypropyltrimethoxysilan (= 1% GOPS) und 0,1% Triethylamin in Toluol getaucht wird. Anschließend wird der Chip abgetropft und bei 120°C für ca. 2 Stunden im Trockenschrank fixiert. Bis zur Beschichtung mit Schutzgruppen kann der vorbereitete Chip unter Feuchtigkeitsausschluss gelagert werden.

2. Funktionalisieren des silanbeschichteten Chips mit Hydroxylgruppen

Der vorbehandelte Chip wird für 1 Stunde in heißem (70°C) Ethylenglycol, das eine katalytische Menge an konzentrierter Schwefelsäure aufweist, inkubiert. Anschließend wird der Chip in Ethanol gewaschen und getrocknet. Nach dieser Behandlung weist der Chip eine hydroxyfunktionalisierte Oberfläche auf, wobei die OH-Gruppen die reaktiven Startergruppen darstellen.

3. Aufbringen von Schutzgruppen auf die Startergruppen

Die Startergruppen auf der Oberfläche des Chips werden durch das Aufbringen einer pNPEOC-Gruppe geschützt. Hierfür wird der vorbehandelte Chip in einer Lösung aus 2-(5-Methoxy-2- nitrophenyl)-ethoxycarbonylchlorid in Dichlormethan für 4 Stunden bei -15°C unter Lichtausschluss inkubiert. Die Schutzgruppe weist die folgende chemische Formel auf:
Anschließend wird der Chip in kaltem Dichlormethan gespült. Bis zur Verwendung wird der Chip trocken und lichtgeschützt aufbewahrt.

4. Synthese von Biopolymeren auf dem vorbehandelten Chip unter Verwendung von UV-Licht

Der vorbehandelte Chip wird in eine Speisekammer eingesetzt und die Schutzgruppen werden an den vorbestimmten Bereichen durch Aktivieren von UV-Leuchtdioden für 2 Minuten selektiv abgespalten. Anschließend wird der Chip in wasserfreiem Acetonitril gespült und mit einem ersten Nukleotid, das in Acetonitril gelöst ist, inkubiert. Hierfür werden handelsübliche Nukleotide mit pNEPOC-Schutzgruppen verwendet. Anschließend wird der Chip nochmals mit Acetonitril gewaschen, und durch erneute selektive Belichtung werden andere bzw. weitere Schutzgruppen entfernt. Auf diese Weise können alle Positionen, an denen Adenin-, Guanin-, Cytosin- oder Thymidin- modifizierte Nukleotide eingebaut werden sollen, selektiv entschützt werden. Nach Kopplung aller vier Nukleotide befindet sich wieder eine pNPEOC-Schutzschicht auf allen Positionen auf dem Chip, und es kann anschließend durch gezieltes Entschützen und Zugabe der Nukleotide die nächste Nukleotidschicht an aufgebaut werden.

Beispiele für handelsübliche Thymidin bzw. Cytosinderivate

- 5'-O-(2-(2-Chlor-6-nitrophenyl)ethoxycarbonthmidin-3'- O((β-cyanoethoxy)(N,N-diisopropylamino)phosphoramidit)
- 5'-O-(2-(2-Chlor-6-nitrophenyl)ethoxycarbonyl)-N-4-(4- nitrophenyl)ethoxycarbonyl)2'-desoxycytidin-3'-O((β- cyanoethoxy)(N,N-diisopropylamino)phosphoramidit)

Bezugszeichenliste

1
Träger
3
Matrix
5
Energiequelle
51
Elektroden - pH =
7
53
Elektroden - pH =
2
7
Biopolymer
9
Isolator
11
Kanäle
13
Nachweiseinrichtung

Claims

1. Träger zur Synthese von organischen Polymeren, insbesondere Biopolymeren mit einer Matrix, auf deren Oberfläche die Biopolymere synthetisiert werden und einer Energiequelle zur gezielten Aktivierung von Teilbereichen der Matrix, wobei die Biopolymere an den aktivierten Teilbereichen der Matrix synthetisiert werden, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix und die Energiequelle eine Einheit bilden.

2. Träger nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix eine quellbare, dreidimensionale Polymerschicht mit reaktiven Startergruppen ist.

3. Träger nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Polymerschicht aus unvernetzten oder vernetzten, insbesondere kreuzvernetzten Polymeren mit einem geringen Kreuzvernetzungsgrad besteht.

4. Träger nach Anspruch 2 oder 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Polymerschicht eine Stärke zwischen 30 und 3000 nm aufweist.

5. Träger nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, dass die gequollene Polymerschicht eine Stärke von 50 bis 500 nm aufweist.

6. Träger nach einem der Ansprüche 2 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die reaktiven Startergruppen direkt oder über weitere funktionelle Gruppen kovalent mit der Polymerschicht verbunden sind.

7. Träger nach einem der Ansprüche 2 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass die reaktiven Startergruppen OH-Gruppen sind.

8. Träger nach einem der Ansprüche 2 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass die reaktiven Startergruppen durch nichtreaktive Schutzgruppen geschützt sind.

9. Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Biopolymere Rezeptoren, Liganden, Nukleinsäuren, Oligonukleotide, Proteine, Peptide, Polysaccharide, Lipide und/oder deren Derivate bzw. Analoga sind.

10. Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass die Energiequelle mindestens eine elektrisch ansteuerbare Leuchtdiode (LED) oder mindestens eine Laser Diode (LD) ist.

11. Träger nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Leuchtdioden energiereiche Strahlung im UV-Bereich emittieren.

12. Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 11, dadurch gekennzeichnet, dass der Träger weiterhin mindestens einen Detektor aufweist.

13. Träger nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, dass der Detektor als Kamera ausgebildet ist.

14. Träger nach Anspruch 12 oder 13, dadurch gekennzeichnet, dass der Detektor Interaktionen zwischen den auf der Oberfläche der Matrix synthetisierten Biopolymeren und Testproben nachweist.

15. Träger nach Anspruch 14, dadurch gekennzeichnet, dass die Testproben Liganden, Rezeptoren, Proteine, Antikörper, Peptide, Nukleinsäuren und/oder deren Derivate bzw. Analoga aufweisen.

16. Träger nach Anspruch 14 oder 15, dadurch gekennzeichnet, dass der Nachweis der Interaktionen über eine (bio-)chemische Reaktion, insbesondere über Lumineszenz, radioaktive und/oder nicht radioaktive Markierungsverfahren, insbesondere über Biotinylierungsreaktionen mit Streptavidin erfolgt.

17. Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 16, dadurch gekennzeichnet, dass der mittlere Abstand in der Matrix immobilisierter Biomoleküle und der Energiequelle weniger als 10 µm beträgt.

18. Träger nach einem der Ansprüche 10 bis 17, dadurch gekennzeichnet, dass die UV-emittierenden Leuchtdioden mit der Matrix, insbesondere mit einem Glycidoxypropyltrimethoxysilan beschichtet sind.

19. Träger nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Energiequelle monolithisch in dem Träger integriert ist.

20. Verfahren zur Synthese von Biopolymeren, das die Schritte umfasst:

a) Bereitstellen eines Trägers nach einem der Ansprüche 1 bis 19;

b) Gezieltes Aktivieren von Teilbereichen der Matrix durch Abspalten der Schutzgruppen in den ausgewählten Teilbereichen;

c) Zuführen von Biomonomeren, die ihrerseits Schutzgruppen aufweisen;

d) Interagieren der Biomonomere mit den gezielt aktivierten Teilbereichen der Matrix aus Schritt (b);

e) ggf. Wiederholen der Schritte (b) bis (d); dadurch gekennzeichnet, dass
die Energie zur Aktivierung in Schritt (b) innerhalb des Trägers emittiert.

21. Verfahren nach Anspruch 20, dadurch gekennzeichnet, dass die Teilbereiche mit Hilfe eines Computers ausgewählt und aktiviert werden.

22. Verfahren nach Anspruch 20 oder 21, dadurch gekennzeichnet, dass die Schutzgruppen durch lokale pH-Wert Änderungen abgespalten werden.

23. Verfahren nach Anspruch 22, dadurch gekennzeichnet, der lokale pH-Wert durch mindestens eine Elektrode, die mit einer positiven Spannung beaufschlagt ist, geändert wird.

24. Verfahren nach einem der Ansprüche 20 bis 23, dadurch gekennzeichnet, dass die Biomonomere Nukleotide, Oligonukleotide, insbesondere Tetramere, Aminosäuren, Peptide, Saccharide, insbesondere Mono- und Disaccharide und/oder deren Derivate bzw. Analoga sind.

25. Verfahren nach einem der Ansprüche 20 bis 24, dadurch gekennzeichnet, dass die Biomonomere von einer cDNA-, RNA-, genomischen DNA-library und/oder einer Peptid-library abgeleitet sind.

26. Verfahren nach einem der Ansprüche 20 bis 25, dadurch gekennzeichnet, dass die Biomonomere in einer Speiseeinrichtung zugeführt werden.

27. Verfahren nach Anspruch 26, dadurch gekennzeichnet, dass die Speiseeinrichtung als Mikrofluidikküvette bzw. - kammer ausgebildet ist, die wenigstens eine Zuführeinrichtung für Biomonomere sowie mindestens eine von der Zuführeinrichtung räumlich getrennte Abführeinrichtung aufweist.

28. Verfahren nach einem der Ansprüche 20 bis 27, dadurch gekennzeichnet, dass die Biomonomere geladen sind und die Teilbereiche der Matrix durch das Anlegen von mindestens einem elektrischen Feld ausgewählt werden.

29. Verfahren nach einem der Ansprüche 20 bis 28, dadurch gekennzeichnet, dass das Verfahren zusätzlich die Schritte umfasst:

a) Reagieren der synthetisierten Biopolymere mit Testproben; und

b) Nachweisen von Interaktionen zwischen über eine (bio-)chemische Reaktion, insbesondere über Lumineszenz, radioaktive und/oder nicht radioaktive Markierungsverfahren, insbesondere über Biotinylierungsreaktionen mit Streptavidin erfolgt.

30. Sensor-Chip umfassend einen Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 19.

31. Medizinisches, insbesondere diagnostisches oder therapeutisches Instrument, umfassend einen Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 19.