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WO2011124463A1 - Verfahren zur herstellung süsser proteine - Google Patents

Verfahren zur herstellung süsser proteine Download PDF

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WO2011124463A1
WO2011124463A1 PCT/EP2011/054259 EP2011054259W WO2011124463A1 WO 2011124463 A1 WO2011124463 A1 WO 2011124463A1 EP 2011054259 W EP2011054259 W EP 2011054259W WO 2011124463 A1 WO2011124463 A1 WO 2011124463A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
recombinant
strain
sweet
proteins
chaperone
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Ceased
Application number
PCT/EP2011/054259
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English (en)
French (fr)
Inventor
Matthias Bureik
Julia Maria Naumann
Calin-Aurel Dragan
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Kiobis & Co KG GmbH
Original Assignee
Kiobis & Co KG GmbH
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Kiobis & Co KG GmbH filed Critical Kiobis & Co KG GmbH
Publication of WO2011124463A1 publication Critical patent/WO2011124463A1/de
Anticipated expiration legal-status Critical
Ceased legal-status Critical Current

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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
    • C12N15/09—Recombinant DNA-technology
    • C12N15/63—Introduction of foreign genetic material using vectors; Vectors; Use of hosts therefor; Regulation of expression
    • C12N15/79—Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts
    • C12N15/80—Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for fungi
    • C12N15/81—Vectors or expression systems specially adapted for eukaryotic hosts for fungi for yeasts
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C07—ORGANIC CHEMISTRY
    • C07K—PEPTIDES
    • C07K14/00—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof
    • C07K14/415—Peptides having more than 20 amino acids; Gastrins; Somatostatins; Melanotropins; Derivatives thereof from plants
    • C07K14/43—Sweetening agents, e.g. thaumatin, monellin
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
    • C12P21/00—Preparation of peptides or proteins

Definitions

  • the present invention relates to an improved and more efficient method of producing and recovering proteins which react with the human T1R2 / T1R3 receptor and impart a sweet taste.
  • a heterodimeric receptor is responsible, which is composed of the two G-protein-coupled receptors T1R2 and T1R3.
  • This heterodimer gives the sweet taste of all sweet-tasting substances to humans, although they have very different molecular structures.
  • the ability to detect a variety of different substances is accomplished by the extra-long extracellular N-terminus of the two receptor subunits. To bind the individual substances, different parts of the N-terminus are needed.
  • the currently known state of the art comprises six non-related sweet-tasting proteins, namely thaumatin, monellin, mabinlin, pentadine, brazzein and curculin (Faus, 2000, Appl. Microbiol Biotechnol 53: 145-151). All of these proteins were isolated from plants native to the tropical rainforest. They are structurally fundamentally different and show no sequence homologies, but they have in common their sweetness, which is between 100 and 3000 times greater than that of sucrose.
  • sucrose in large quantities is a development of the last 150 years. This is due, on the one hand, to the popularity of the sweet taste and, on the other hand, to the availability of cheap sugar. From a nutritional point of view (obesity, tooth decay, trend towards caloric reduced foods) the use of large amounts of sugar is problematic. Furthermore, sucrose, not least because of its purity is a very one-sided calorie supplier without any additional content values. Basically, replacement with other sweeteners is therefore desirable.
  • sweeteners covers all natural or synthetic compounds which have a sweet taste but no nutritional value or negligible nutritional value ("non nutritive sweeteners").
  • sweeteners includes the known sweet proteins, e.g. Thaumatin, monellin, mabinlin, pentadine, brazzein, curculin and their derivatives, as well as the known synthetic sweeteners, e.g. Aspartame, cyclamate, saccharin or acesulfame. All these compounds are of great interest in the preparation and preparation of foodstuffs, since it makes sense to limit the use of normal sugars (sucrose) for nutritional reasons.
  • substitution of sugar with other sweeteners requires that the corresponding substitutes are harmless to health and, in addition, must fulfill various technological and sensory criteria. These include sufficient solubility, stability in a broad temperature and pH range, pure sweet taste with no secondary or secondary taste, sufficient sweetening power, technological production or extraction processes and cost-effectiveness of the production process.
  • thaumatin has been successfully synthesized. in E. coli (Edens et al, 1982), in S. cervisi e (Lee et al., 1988), in Kluyveromyces lactis (Edens & van der Wel, 1985) in Bacillus subtilis (Illingworth et al, 1988, ) and other systems heterologous to express and isolate.
  • the isolated recombinant thaumatin proteins have in many cases, especially when using well-tried expression systems such as E. coli and S. cervisiae, a different and unexplained functional difference. They were not cute anymore. About that In addition, the yield was very low.
  • the invention provides a method according to claim 1 ready for this purpose.
  • Preferred embodiments are set forth in the subclaims.
  • the inventive method comprises first the identification and subsequently the adaptation of a suitable expression system.
  • the expression system used is a yeast system, Schizos ccheromycetes.
  • recombinant Schizosaccheromycetes strains and preferably recombinant Sc. pombe used as an expression system preferably recombinant Sc. pombe used as an expression system.
  • recombinant Sc. pombe-derived strains namely, conventionally or molecularly modified strains, the modifications being e.g. an insertion, a deletion, a base or gene replacement, and / or other genetic information alterations which, however, do not affect the stress and / or thermo-tolerance of the Schizosaccheromycetes strains.
  • the recombinant Schizosaccheromyceten used in the process of the invention carries and expresses at least one gene sequence which codes for at least one interacting with the human TlR2-TlR3 receptor polypeptide.
  • a human TlR2-TlR3 receptor-interacting polypeptide describes the functional action of the proteins to be expressed by the present method.
  • the provision of sweet proteins and only those polypeptides which interact with of interest for the sweet taste receptor, the interaction with the human T1R2-T1R3- Receptor can be determined by taste. If a subject evaluates a recombinant substance as sweet, the corresponding interaction is present.
  • interaction with the human TlR2-TlR3 receptor can also be determined and quantified in standard molecular biology receptor binding assays (Current Protocols in Immunology, New York: Greene Publishing Associates and John Wiley &Sons; For example, methods based on surface plasmon resonance technology for determining receptor-ligand interactions may be used for this purpose.
  • the gene sequence which codes for a polypeptide interacting with the human TlR2-TlR3 receptor is selected within the scope of the present invention from the group comprising the currently known sequences for the sweet proteins thaumatin, monellin, mabinlin, pentadine, brazzein, curculin and derivatives or mixtures thereof, further comprising the adapted sequences SEQ ID No: 1 to 4.
  • the recombinant Schizos ccheromyceten strain is at least transiently transformed with at least one copy, preferably with numerous copies of an expression vector containing the coding sequence for at least one polypeptide interacting with the human T1R2-TlR3 receptor and a promoter.
  • the recombinant Schizosaccheromyceten strain is stably transformed at least with at least one copy, preferably with numerous copies of an expression vector containing the coding sequence for at least one interacting with the human TlR2-TlR3 receptor polypeptide and a promoter.
  • the recombinant Schizosaccheromycetes strain is additionally transiently or stably transformed with at least one copy of an expression vector containing the coding sequence for at least one eukaryotic chaperone. Chaperones are needed to give new amino acid chains their physiological secondary structure. In addition, chaperones have an elevated at unphysio strig high temperatures
  • Synthesis rate and thus belong to the classic heat shock proteins whose activation in the production process of the invention is desired and desired.
  • the chaperone is selected from the group consisting of the chaperone Hsp90 family, chaperone Hsp70 family, chaperone HsplOO / Clp family, chaperone Hsp60 family, chaperone HsplO family and CCT family.
  • culture conditions are to be selected which, for example, represent a thermal stress for the recombinant strain.
  • the particular temperature conditions in cultivating the Recombinant Schizosaccheromyceten strains contribute significantly to the fact that the recombinantly expressed polypeptides actually have a sweet taste or sweet phenotype.
  • culture conditions causing stress in the context of this invention describes those culture conditions which, for example, result from short-term or longer-term temperature changes during the cultivation of the recombinant strains for the activation of Schizosaccheromycetes own or recombinantly introduced heat shock proteins, for example chaperones.
  • the activation of the Schizosaccheromycetes own or recombinantly introduced heat shock proteins can also be induced by other factors such as oxidative stress, cell damaging substances or activation of an inducible promoter.
  • the culture conditions that trigger thermodynamic include temperature curves at which the culture temperature is unique for a period of 2-20 during the 24-72 hour production phase, which usually occurs at about 30 ° C min or at intervals of at least 2 minutes to a temperature of about
  • the temperature increase takes place once for 2 minutes, 5 minutes, 10 minutes, 15 minutes, or up to 20 minutes. Alternatively and according to another embodiment, the temperature increase takes place at intervals of 2 minutes, 3 minutes, 5 minutes or 7 minutes over a period of 10 minutes to 40 minutes.
  • the one-time or intermittent elevation of the culture temperature takes place within the first 2-4 hours of the production phase.
  • the one-time or interval-like increase in the cultivation temperature takes place for the first time after 24 hours of the production phase.
  • the temperature is raised to 38 ° C or 42 ° C for 10 minutes.
  • the recombinantly expressed polypeptides are isolated.
  • the methods used for protein separation and purification are well known. It does not matter whether the protein is present intracellularly or secreted by the expression system in the supernatant.
  • the polypeptide to be expressed is cloned as a fusion protein with a secretion sequence into the expression vector.
  • a preferred fusion sequence within the scope of the invention is the 60 bp acid phosphatase (pho-1) presequence (Maundrell et al, 1985)
  • the secretion sequence may be selected from the group consisting of: xylanase (XynA, (Schlacher et al, 1996), Berberine bridge enzyme (bbel, (Dittrich & Kutchan, 1991), P-factor (P3, (Imai & Yamamoto, 1994), Hepatitis C virus envelope protein (HCV, (Choi et al, 2005) , Carboxypeptidase Y (Cpy, (Kjaerulff & Jensen, 2005) and maltase (Okuyama et al, 2001).
  • the present invention particularly also recombinant Sc. pombe strains which are optimally suited for use in said method and which are characterized by having the gene sequence for sweet proteins or polypeptides which interact with the human TlR2-TlR3 receptor, and homo- and / or heterogeneous heat shock proteins and / or or express chaperones.
  • polypeptides isolated by the method according to the invention are all subjected to a functional test according to the invention, whether they actually interact with the human TlR2-TlR3 receptor and thus have a sweet taste. These functional tests can be carried out with test persons or in standard molecular biological assays.
  • sweet-tasting variants of all currently known sweet proteins namely thaumatin, monellin, mabinlin, pentadine, brazzein, curculin and their derivatives.
  • sweet proteins are particularly suitable for sweetening products intended for animal or human consumption, namely feed, food, drinks or medicines.
  • Figure 1 Scheme of the integration vector pCADl.
  • Pnmtl nmtl promoter
  • Insert gene to be expressed (in the drawing shown 1, 5 kb long);
  • ura4 selection marker;
  • LeulLoc target sequences for the integration locus;
  • AmpR ampicillin resistance gene; Ndel, BamHI, Notl: restriction sites.
  • Figure 2 The optimized for the fission yeast cDNA for Brazzein.
  • Figure 3 Schematic of the expression vector pREP42GFP-C and sequence of the cassette contained therein, which allows the expression of proteins carboxy-terminal labeled with GFP.
  • ura4 + selection marker
  • arsl autonomously replicating sequence
  • FIG. 4 Detection of the expression and secretion of brazzein GFP, monellin GFP, curculin GFP and thaumatin GFP by determination of the fluorescence intensities of the culture supernatants from yeast strains PBT-51, PBT-52, PBT-53 and PBT-54.
  • the supernatant of a culture of MB 163 (parent strain) served as comparative sample.
  • the respective gene sequences were amplified by standard methods of molecular biology by means of polymerase chain reaction (PCR).
  • PCR polymerase chain reaction
  • the desired sweet proteins namely Brazzein (SEQ ID NO: 1), Thaumatin (SEQ ID NO: 4), Monellin (SEQ ID NO: 3) and Curculin (SEQ ID NO: 2)
  • Fission yeast fused.
  • the nucleic acid sequence of the secretion sequence was synthesized for this purpose together with the respective nucleic acid sequences of the genes of the sweet proteins, whereby a codon optimization for the expression of the proteins in the fission yeast was carried out before the synthesis in order to obtain the highest possible production quantity.
  • the protein sequences of the respective sweet proteins were not altered in this case, i. the amino acid sequence is exactly identical to that known from the proteins isolated from the corresponding plants.
  • the resulting nucleic acid sequences were cloned via an intermediate cloning in E.coli ' the expression vector for expression in the fission yeast cells.
  • pREP42GFP-C was used as the expression vector.
  • the vector enables the medium expression of proteins under the control of fission yeast-specific nmt4l promoter, which can be regulated depending on the addition of thiamine to the nutrient medium of the fission yeasts.
  • pREP42GFP-C any protein can be expressed with a C-terminal green fluorescent protein (GFP) tag.
  • GFP tag represents an immunological epitope that can be used to detect the proteins under investigation, and on the other hand it enables the direct optical detection of protein expression by the fluorescence of the GFP.
  • the vector contains an expression cassette for ⁇ -lactamase (AmpR) and the ura4 gene for orotidine monophosphate decarboxylase, which complements the gene defect ura4.dll 8 in fission yeast and therefore can be used for positive selection.
  • the subsequent transformation of the fission yeast cells was carried out by means of the lithium acetate method in combination with a heat shock at 42 ° C for 5 minutes. For the transformation 1 to 5] xg DNA were used. Due to the positive selection via the introduced with the expression vector, a gene defect complementing nucleic acid sequence, the later production strains, ie the strains, which identify the nucleic acid sequence of one of the sweet proteins to be expressed, were isolated.
  • the respective production strains were cultured under inducing conditions in 10 ml of EMM at 30 ° C. for about 24 h. Subsequently, the strains were further incubated in a main culture of 100 mL EMM for 24 h at 30 ° C to produce the recombinant protein.
  • the protein thus produced by the fission yeasts was secreted by the fission yeasts into the surrounding medium due to fusion with the secretion sequence.
  • the culture medium can be used directly after centrifugation of the fission yeasts as starting material for the subsequent purification and taste analysis.
  • the expression vector pCAD 1 used in this example is shown in FIG. It is an integration vector that stably integrates into the leul gene in chromosome II of the fission yeast, thereby deleting it.
  • the vector allows strong gene expression under the control of fission yeast's own nmtl promoter, which can be regulated as a function of the addition of thiamine to the nutrient medium of the fission yeasts (nmt stands for no message in ihiamine).
  • nmt stands for no message in ihiamine.
  • the Pk tag represents an immunological epitope used to detect the proteins being studied.
  • the vector contains gene fragments of the leul gene, which serves as an integration target sequence, a cDNA for ⁇ -lactamase (AmpR) and the ura4 gene for orotidine monophosphate decarboxylase, which complements the gene defect ura4.dll 8 in fission yeast and therefore can be used for positive selection.
  • a No ⁇ restriction of pCAD1 leads to an integration construct with flanking leu / sequences and a 2 kbp fragment which contains the bacterial sequences and does not enter the fission yeast.
  • the size of the integration fragment depends on the length of the gene of interest (insert) in pCAD 1.
  • Brazzein As a model protein for example 1.1, Brazzein was selected because it has a very strong sweetness and is also very thermostable. With a molecular weight of about 6 kDa it is a relatively small protein. In order to obtain the highest possible production quantity later, a codon optimization for the expression in the fission yeast was carried out, as shown in FIG. The protein sequence of the brazzein was not altered in this case, ie the amino acid sequence is exactly identical to that which is known from the protein isolated from the plant.
  • the secreting sequence of the acid phosphatase (phol) of the fission yeast was selected and fused to the brazzein cDNA via a PCR reaction.
  • the following primers ( ⁇ given in 5 '' 3 'direction) were used:
  • the forward primer contains the / 5 wi secretion sequence between the restriction sites of the enzymes Ase I and Nde I.
  • the reverse primer does not contain a stop codon and thereby allows the tags to be fused to the Brazzein sequence in the expression vector pCAD1.
  • the reaction solution for a PCR batch was composed as follows:
  • Primer 0.5 each forward and backward pr. 100 ⁇ ; Starting DNA x ⁇ ; dNTPs 2.0 ⁇ , a 5 mM stock solution; Polymerase 0.5 ⁇ Pfu Polymerase (Promega, USA); Buffer 5 L; deionized water ad 50 ⁇ L ⁇
  • the / 5 wi secretion sequence was fused to the brazzein cDNA by PCR reaction.
  • the products obtained were checked by means of DNA gel electrophoresis.
  • the length of the brazzein cDNA is 174 bp and that of the phol sequence is 60 bp. This results in a total length of 234 bp (in good agreement with the size of the amplified fragment on the agarose gel).
  • this experiment demonstrates the successful fusion of the / 5 wi export sequence to the brazzein cDNA.
  • the verification of the successful cloning was carried out by a restriction analysis of the obtained pGEM-T / 5öö-Brazzein plasmids with the restriction enzymes Ase l and Bamti I.
  • the excision of nucleic acid fragments from plasmids was carried out using restriction endonucleases.
  • the enzyme Ase I was obtained from NEB (Beverly, MA, USA),
  • reaction solution consisted of the following components:
  • DNA x ⁇ ; Enzyme buffer 3.0 ⁇ ; Enzyme 0.5 ⁇ ; bovine serum albumin 1.0; ⁇ , deionized water ad 30 ⁇ , the total volume of the reaction was 30 ⁇ L ⁇
  • the volume of DNA used x was based on the concentration of the existing solution. For preparative restrictions about 5 xg of DNA were used, for analytical restrictions about 100 ng of DNA.
  • the positive pGEM-T / 5 wZ-Brazzein clones were preparatively digested with Ase I and BamW I, while the vector pCAD1 was subjected to preparative restriction with A ⁇ I and BamW I.
  • the nucleotide overhangs generated by the enzymes Ase I and Nde I are compatible with each other, so that after ligation of the two fragments, the / 5 wi-brazzein cDNA is linked to the vector pCAD 1.
  • an E. cö / z transformation was performed.
  • the pCAD1 / 5 ⁇ i-brazzein constructs were cut by NotI to recover the integration fragment of the expression vector pCAD1. After subsequent separation in the gel electrophoresis, the fragments were isolated and used to transform the fission yeast strain MB 163 (genotype: h ura4.dll 8). The clones from this transformation became visible after about 4 days. Sixteen clone colonies were tested by PCR with the above primers to demonstrate integration of the / 5 wi -bratzein cDNA into the genome of the fission yeasts. It could be shown that phol -Brazzein has been successfully integrated into the fission yeast genome. The new fissile dam received the designation PBT-50.
  • strain PBT-50 was cultured in EMM with 0.1% leucine for 24 h at 30 ° C. and 120 rpm.
  • the proteins from the culture supernatant were tested for the presence of brazzein by SDS-PAGE and Western blot analysis.
  • the immunological detection was carried out by means of a primary antibody which binds to the Braz Zein merged Pk-tag recognizes. Brazzein could hereby be clearly detected in the culture supernatant of the fission yeasts.
  • the average expression rate in the shake flask scale was about 2 mg per L culture volume.
  • the secretion sequence of the acid phosphatase (phol) of the fission yeast was used.
  • the secretion sequence was synthesized together with the respective genes.
  • a codon optimization was carried out for the expression of the proteins in the fission yeast in order to obtain the highest possible production quantity later.
  • the protein sequences of thaumatin, monellin, and curculin were not altered in this case, i. the amino acid sequence is exactly identical to that known from the proteins isolated from the corresponding plants.
  • the expression vector pREP42GFP-C is shown in FIG.
  • the vector allows for the moderate expression of proteins under the control of the fission yeast-specific nmt41 promoter, which can be regulated as a function of the addition of thiamine to the nutrient medium of the fission yeast ⁇ nmt stands for no message in iiiamine).
  • pREP42GFP- C can be any protein with a C-terminal GFP (green fluorescent protein) - day expressed.
  • the GFP tag represents an immunological epitope that can be used to detect the proteins under investigation, on the other hand, it allows the direct optical detection of protein expression by the fluorescence of the GFP.
  • the vector contains an expression cassette for ⁇ -lactamase (AmpR) and the ura4 gene for orotidine monophosphate decarboxylase, which complements the gene defect ura4.dll 8 in fission yeast and therefore can be used for positive selection.
  • AmpR ⁇ -lactamase
  • ura4 ura4 gene for orotidine monophosphate decarboxylase
  • the respective genes In order to allow the expression of the sweet proteins fused to a GFP-fez ⁇ , the respective genes first had to be amplified in a PCR reaction without stop codon, before they were cloned into the expression vector pREP42GFP-C.
  • the following primers (indicated in 5'-> 3 'direction) were synthesized by MWG Biotech AG (Ebersberg) and used for this experiment:
  • the reverse primers do not contain a stop codon and thereby allow the tag to be fused in the expression vector pREP42GFP-C with the respective protein sequence.
  • the cDNAs of thaumatin, monellin and curculin were amplified by PCR reaction without stop codon.
  • the products obtained were analyzed by DNA gel electrophoresis.
  • the length of the thaumatin cDNA with secretion sequence is 696 bp
  • the monellin cDNA is 363 bp
  • that of the curculin cDNA is 546 bp. This length is in good agreement with the size of the amplified fragments on the agarose gel. This experiment thus demonstrates the successful amplification of thaumatin, monellin and curculin genes without a stop codon.
  • the successful cloning was checked by a colony PCR of the pGEMT-ol-SP-YAon colonies with the abovementioned primers and by restriction analysis.
  • one of each of the sweet proteins was grown in each case one in the colony PCR positive tested clone, used for plasmid isolation and digested pGEM-T plasmids obtained with the restriction enzymes Ase I and Bamli I.
  • the pGEM-T clones were preparatively digested with Ase I and Bamli I, while the vector pREP42GFP-C was subjected to preparative restriction with Nde I and Bamli I.
  • the nucleotide overhangs generated by the enzymes Ase I and Nde I are compatible with each other, so that after ligation of the two fragments the respective / 5 wZ-SP cDNA is linked to the vector pREP42GFP-C.
  • an E. cö / z transformation was performed.
  • the verification of the cloning in the expression vector was carried out by a colony PCR of 20 clones each. Subsequently, one positively tested clone was grown, used for plasmid isolation and the obtained pREP42GFP-C-> Eo / -SP expression plasmids additionally checked by an analytical restriction with Nde I and Bamli I. The respective SP cDNA should be separated from the secretion sequence and from the vector. The results obtained agree well with the theoretical size of 174 bp for the brazzein, 296 bp for the monoline, 479 bp for the curculin, and 629 bp for the thaumatin.
  • the pREP42 / 5 ⁇ i-SP constructs were used to transform the MB 163 fission yeast strain
  • the new fission yeasts received the designations PBT-51 (MB! 63 / pREP42GFP-C-phol Brazzein), PBT-52 (MBl63 / pREP42GFP-C). phol-monellin), PBT-53 (MBl63 / pREP42GFPC-phol-curculin) and PBT-54 (MB 163 / pREP42GFP-C-pho 1 -thaumatin).
  • the respective strains PBT-51, PBT-52, PBT-53 and PBT-54 were cultured in EMM for 24 h at 30 ° C and 120 rpm.
  • the cell-free supernatants of these cultures were tested for the presence of brazzein, monellin, curculin or thaumatin by measuring their fluorescence intensities in comparison with an analogously treated negative control (culture supernatant of the starting yeast strain MB 163).
  • the production cultures were centrifuged off (3000 g, 5 min, 4 ° C.) and in each case 200 ⁇ l of the cell-free culture supernatants were introduced into the wells of a 96-well microtiter plate.
  • the fluorescence intensities were measured with a GENius fluorescence plate reader (Tecan Instruments, Salzburg, Austria) at an excitation wavelength of 485 nm and an emission wavelength of 535 nm.
  • FIG. 4 shows the individual fluorescence intensities.
  • the fluorescence intensities of the supernatants from the production strains are consistently significantly higher than those of the control strain whose value reflects a certain intrinsic fluorescence of the yeast medium and the microtiter plates.
  • the proteins could be clearly detected in the culture supernatant of the fission yeasts.
  • This experiment shows that all four sweet proteins (Brazzein, Monellin, Curculin and Thaumatin) are successfully expressed by the yeast cells and are efficiently secreted into the culture medium.
  • the respective production strains were cultured under inducing conditions in 10 mL EMM at 30 ° C for about 24 h. Subsequently, the strains were further incubated in a main culture of 100 mL EMM for 24 h at 30 ° C to produce the recombinant protein. During this incubation phase of the main culture, the incubation temperature was increased to 38 ° C. or 42 ° C. for 10 minutes within the first 2 to 4 hours of the incubation phase of the main culture designated as the production phase. The yield of purified sweet proteins improved by 35% and 40%, respectively.
  • the respective production strains were additionally transformed with a vector containing the nucleic acid sequences for the eukaryotic chaperone complex Hsp60 / Hspl0 and an inducible promoter. These production strains were cultured under inducing conditions in 10 mL EMM at 30 ° C for about 24 h. Subsequently, the strains were further incubated in a main culture of 100 mL EMM for 24 h at 30 ° C to produce the recombinant protein. During this incubation phase of the
  • Main culture was increased within the first 2 to 4 hours of the incubation phase of the main culture called production phase, the incubation temperature for 10 minutes at 38 ° C and 42 ° C.
  • the yield of purified sweet proteins improved by 52% and 78%, respectively.

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Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft ein verbessertes und effizienteres Verfahren zur Herstellung und Gewinnung von Proteinen, die mit dem menschlichen T1R2/T1R3 Rezeptor reagieren und einen süßen Geschmack vermitteln.

Description

VERFAHREN ZUR HERSTELLUNG süßER PROTEINE
Die vorliegende Erfindung betrifft ein verbessertes und effizienteres Verfahren zur Herstellung und Gewinnung von Proteinen, die mit dem menschlichen T1R2/T1R3 Rezeptor reagieren und einen süßen Geschmack vermitteln.
Für die Wahrnehmung des süßen Geschmacks ist ein heterodimerer Rezeptor verantwortlich, der aus den beiden G-Protein-gekoppelten Rezeptoren T1R2 und T1R3 zusammengesetzt ist. Dieses Heterodimer vermittelt den süßen Geschmack aller für den Menschen süß schmeckender Stoffe, obwohl diese sehr unterschiedliche molekulare Strukturen aufweisen. Die Fähigkeit, eine Vielzahl unterschiedlicher Stoffe zu detektieren, wird durch den besonders langen extrazellulären N-Terminus der beiden Rezeptoruntereinheiten bewerkstelligt. Zur Bindung der einzelnen Stoffe sind verschiedene Teile des N-Terminus von Nöten.
Es gibt sehr verschiedene Proteine und Proteinverbindungen, die einen süßen Geschmack hervorrufen. Dabei fällt auf, dass oft nur kleine strukturelle Modifikationen zwischen süß und bitter entscheiden. Es wird derzeit angenommen, ohne an diese Hypothese gebunden zu sein, dass ein gemeinsames Strukturmerkmal, nämlich ein Protonendonator/-akzeptor-System (AHs/Bs- System) vorhanden sein muss, welches bestimmte sterische Voraussetzungen erfüllen muss, damit es mit dem komplementären System eines Rezeptors (AHr/Br-System) in Wechselwirkung treten kann. Neuere, erweiterte Modelle beziehen auch hydrophobe Wechselwirkungen ein (ns/es- System mit Rezeptorsystem nr/er) (Meyers & Brewer, 2008, J Food Sei, Vol. 73 (6) pp. R81-90).
Den derzeit bekannten Stand der Technik bilden sechs miteinander nicht-verwandte, süß schmeckende Proteine, nämlich Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Pentadin, Brazzein und Cur- culin (Faus, 2000, Appl. Microbiol Biotechnol 53: 145-151). All diese Proteine wurden aus Pflanzen, die im tropischen Regenwald heimisch sind, isoliert. Sie sind strukturell grundsätzlich verschieden und zeigen keine Sequenzhomologien, gemein ist ihnen jedoch ihre Süßkraft, die zwischen 100 und 3000 mal größer ist als die von Saccharose.
Der Einsatz von Saccharose in großen Mengen ist eine Entwicklung der letzten 150 Jahre. Dies ist einerseits auf die Beliebtheit der süßen Geschmacksrichtung und andererseits auf die Verfüg- barkeit von billigem Zucker zurückzuführen. Aus ernährungsphysiologischer Sicht (Übergewicht, Karies, Trend zu kalorisch reduzierten Lebensmitteln) ist die Verwendung von großen Zuckermengen aber problematisch. Ferner ist Saccharose nicht zuletzt wegen ihrer Reinheit ein sehr einseitiger Kalorienlieferant ohne irgendwelche zusätzlichen inhaltlichen Werte. Grundsätzlich ist daher ein Ersatz durch andere Süßstoffe wünschenswert.
Unter dem Begriff Süßstoffe werden alle natürlichen oder synthetischen Verbindungen zusam- mengefasst, die einen süßen Geschmack, aber keinen oder im Verhältnis zu ihrer Süßkraft zu vernachlässigenden Nährwert besitzen ("non nutritive sweeteners"). Insbesondere umfasst der Begriff Süßstoffe die bekannten süßen Proteine, z.B. Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Pentadin, Brazzein, Curculin und deren Derivate, sowie die bekannten synthetischen Süßstoffe, z.B. Aspar- tam, Cyclamat, Saccharin oder Acesulfam. All diese Verbindungen stoßen in der Zubereitung und Aufbereitung von Nahrungsmitteln auf großes Interesse, da es sinnvoll erscheint, die Verwendung von normalem Zucker (Saccharose) aus ernährungsphysiologischen Gründen einzu- schränken.
Der Ersatz von Zucker durch andere Süßstoffe bedingt, dass die entsprechenden Ersatzstoffe gesundheitlich unbedenklich sind und darüber hinaus auch noch diverse technologische und sensorische Kriterien erfüllen müssen. Hierzu gehören eine ausreichende Löslichkeit, Stabilität in einem breiten Temperatur- und pH-Bereich, reiner Süßgeschmack ohne Neben- und Nachge- schmack, ausreichende Süßkraft, technologische Herstell ungs- oder Gewinnungsverfahren sowie Wirtschaftlichkeit des Herstellungsprozesses.
Bei weitem nicht alle der oben aufgeführten Stoffe sind bereits für Ernährungszwecke oder die Nahrungsmittelproduktion zugelassen. Neben dieser formellen Problematik sind, bezogen auf die süßen Proteine, insbesondere die eingeschränkte Verfügbarkeit, der hohe Aufwand, solche Proteine aus natürlichen Ressourcen zu isolieren, sowie die technologischen Rückschläge bzw. die geringe Ausbeute in biotechnologischen Herstellungsverfahren der vorrangig limitierende Faktor auf dem Weg, solche süßen Proteine vermehrt zum Einsatz zu bringen (Faus, 2000, siehe oben). Am Beispiel Thaumatin sind diese Probleme am besten dokumentiert (Faus, 2000, siehe oben). Natürliches Thaumatin, extrahiert aus den Früchten der tropischen Pflanze Thaumatococ- cus daniellii, ist seit 1983 als Süßstoff für die Lebensmittelherstellung zugelassen. Mit der Zulassung stieg das Interesse, von der Verfügbarkeit der natürlichen Isolate los zu kommen und re- kombinant erzeugtes Thaumatin einsetzen zu können. In den vergangenen Jahren wurde daher immer wieder versucht, Thaumatin über verschiedene Expressionssysteme zu produzieren und zu isolieren. Wissenschaftlich betrachtet waren hierbei auch Erfolge zu erkennen, so gelang es, Thaumatin z.B. in E.coli (Edens et al, 1982,), in S. cervisi e (Lee et al, 1988,), in Kluyveromyces lactis (Edens & van der Wel, 1985,) in Bacillus subtilis (Illingworth et al, 1988,) und anderen Systemen heterolog zu exprimieren und zu isolieren.
Allerdings wiesen die isolierten rekombinanten Thaumatinproteine in vielen Fällen, insbesondere beim Einsatz von altbewährten Expressionssystemen wie z.B. E. coli und S. cervisiae, einen ande- ren und nicht erklärbaren funktionellen Unterschied auf. Sie waren nicht mehr süß. Darüber hinaus war auch die Ausbeute sehr gering.
Um so erfreulicher ist es, dass es den Erfindern der vorliegenden Anmeldung gelungen ist, die Nachteile des Standes der Technik zu überkommen und ein Produktionsverfahren bereitzustellen, welches dazu dient, rekombinante süße Proteine sowie deren Derivate, die einen süßen Ge- schmack haben, herzustellen.
Die Erfindung stellt hierzu ein Verfahren gemäß Anspruch 1 bereit. Bevorzugte Ausführungsformen sind in den Unteransprüchen ausgeführt.
Das erfinderische Verfahren umfasst dabei zunächst die Identifikation und nachfolgend die Anpassung eines geeigneten Expressionssystems. Trotz der negativen Erfahrung mit Hefen, insbe- sondere mit S ccheromyces Stämmen (siehe oben) wird als Expressionssystem ein Hefesystem, nämlich Schizos ccheromycetes, herangezogen.
Wissenschaftlich wurden die Schizosaccheromycetes oder Spalthefen bereits 1893 beschrieben. Es zeigte sich aber erst 2002, als die Sequenz publiziert wurde (Wood et al., (2002), Nature 415, 871-880), wie deutlich sie sich von anderen Hefen und insbesondere den Saccheromyceten unter- scheiden.
Ein interessanter Unterschied, den die Erfinder identifizieren konnten, ist z.B. das unterschiedliche Verhalten bzw. die unterschiedliche Anpassung an Stress, z.B. Thermostress, welche auch im erfindungsgemäßen Verfahren ausgenutzt wird.
Im Rahmen der Erfindung werden rekombinante Schizosaccheromyceten Stämme und vorzugs- weise rekombinante Sc. pombe als Expressionssystem eingesetzt. Weiterhin werden gemäß weiterer Ausführungsformen auch von rekombinanten Sc. pombe abgeleitete Stämme, nämlich konventionell oder molekularbiologisch modifizierte Stämme, eingesetzt, wobei die Modifikationen z.B. eine Insertion, eine Deletion, ein Basen- oder Genaustausch und/oder andere Veränderungen der genetischen Information umfassen, welche sich jedoch nicht auf die Stress- und/oder Thermotoleranz der Schizosaccheromyceten Stämme auswirken.
Der im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens eingesetzte rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm trägt und exprimiert wenigstens eine Gensequenz, welche für wenigstens ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid kodiert.
Der Begriff„ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid" be- schreibt dabei funktionelle Wirkung der mit dem vorliegenden Verfahren zu exprimierenden Proteine. Im Rahmen der Erfindung wird die Bereitstellung von süßen Proteinen verfolgt und nur solche Polypeptide, die eine Interaktion mit dem für den süßen Geschmack verantwortlichen Rezeptor auslösen, sind von Interesse. Die Interaktion mit dem humanen T1R2-T1R3- Rezeptor kann dabei durch Geschmacksprobe ermittelt werden. Sofern eine Testperson eine rekombinante Substanz als süß beurteilt, liegt die entsprechende Interaktion vor. Ferner kann die Interaktion mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor aber auch in standardmäßigen molekularbiologischen Rezeptorbindungsassays (Current Protocols in Immunology, New York: Greene Publishing Associates and John Wiley & Sons; 1992) ermittelt und auch quantifiziert werden. Beispielsweise können zu diesem Zwecke Verfahren basierend auf der„surface plasmon resonan- ce"-Technologie zur Bestimmung von Rezeptor-Ligang-Interaktionen verwendet werden.
Die Gensequenz, die für ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid kodiert, wird im Rahmen der vorliegenden Erfindung ausgewählt aus der Gruppe umfassend die derzeit bekannten Sequenzen für die süßen Proteine Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Penta- din, Brazzein, Curculin sowie Derivate oder Mischungen derselben, ferner umfassend die adaptierten Sequenzen SEQ ID No: 1 bis 4.
Gemäß einer Ausführungsform ist der rekombinante Schizos ccheromyceten Stamm zumindest mit wenigstens einer Kopie, vorzugsweise mit zahlreichen Kopien eines Expressionsvektors tran- sient transformiert, welcher die kodierende Sequenz für wenigstens ein mit dem humanen T1R2- TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid sowie einen Promotor enthält. Gemäß einer weiteren Ausführungsform ist der rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm zumindest mit wenigstens einer Kopie, vorzugsweise mit zahlreichen Kopien eines Expressionsvektors stabil transformiert, welcher die kodierende Sequenz für wenigstens ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid sowie einen Promotor enthält.
Gemäß einer Ausführungsform ist der rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm zusätzlich mit wenigstens einer Kopie eines Expressionsvektors transient oder stabil transformiert, welcher die kodierende Sequenz für wenigstens ein eukaryontisches Chaperon enthält. Chaperone werden benötigt, um neuen Aminosäureketten zu ihrer physiologischen Sekundärstruktur zu verhelfen. Darüber hinaus weisen Chaperone bei unphysiologisch hohen Temperaturen eine erhöhte
Syntheserate auf und gehören damit zu den klassischen Hitzeschockproteinen, deren Aktivierung in dem erfindungsgemäßen Herstellungsverfahren erwünscht und angestrebt ist.
Gemäß weiterer Ausführungsformen wird das Chaperon ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus der Chaperon Hsp90-Familie, Chaperon Hsp70-Familie, Chaperon HsplOO/Clp-Familie, Chaperon Hsp60-Familie, Chaperon HsplO-Familie und CCT-Familie.
Zur Kultivierung des im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens eingesetzten rekombinan- ten Schizosaccheromyceten Stamms sind Kulturbedingungen zu wählen, die z.B. einen Thermo- stress für den rekombinanten Stamm darstellen. Ohne durch die Theorie gebunden sein zu wollen, wird angenommen, dass die besonderen Temperaturbedingungen bei der Kultivierung der rekombinanten Schizosaccheromyceten Stämme entscheidend dazu beitragen, dass die rekombi- nant exprimierten Polypeptide tatsächlich einen süßen Geschmack bzw. süßen Phänotyp aufweisen.
Der Begriff„Kulturbedingungen, die Stress auslösen" beschreibt im Rahmen dieser Erfindung solche Kulturbedingungen, die z.B. durch kurzzeitige oder längerfristige Temperaturveränderungen während der Kultivierung der rekombinanten Stämme zur Aktivierung von Schizosaccheromyceten eigenen oder rekombinant eingeführten Hitzeschockproteinen z.B. Chaperonen führen.
Gemäß weiterer Ausführungsformen kann die Aktivierung von den Schizosaccheromyceten eigenen oder rekombinant eingeführten Hitzeschockproteinen z.B. Chaperonen auch durch andere Faktoren wie oxidativer Stress, zellschädigende Substanzen oder auch Aktivierung eines induzierbaren Promotors induziert werden.
Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform umfassen die Kulturbedingungen, die einen Ther- mostress auslösen, Temperaturkurven, bei denen die Kultivierungstemperatur im Laufe der 24- 72 stündigen Produktionsphase, die üblicherweise bei ca. 30°C abläuft, einmalig für einen Zeit- räum von 2-20 min oder in Intervallen von wenigstens 2 min auf eine Temperatur von etwa
34°C - 42°C erhöht wird. Gemäß weiterer Ausführungsformen findet die Temperaturerhöhung einmalig für 2 min, 5 min, 10 min, 15 min, oder bis zu 20 min statt. Alternativ und gemäß einer weiteren Ausführungsform findet die Temperaturerhöhung in Intervallen von 2 min, 3 min, 5 min oder 7 min über einen Zeitraum von 10 min bis zu 40 min statt.
Gemäß einer Ausführungsform findet die einmalige oder intervallartige Erhöhung der Kultivierungstemperatur innerhalb der ersten 2 - 4 Stunden der Produktionsphase statt. Gemäß einer weiteren Ausführungsform findet die einmalige oder intervallartige Erhöhung der Kultivierungstemperatur erstmalig nach 24 Stunden der Produktionsphase statt. In einer bevorzugten Ausführungsform wird die Temperatur für 10 min auf 38°C oder 42°C erhöht.
Nach Abschluss der Produktionsphase des erfindungsgemäßen Verfahrens werden die rekombinant exprimierten Polypeptide isoliert. Die hierzu herangezogenen Verfahren zur Proteinabtrennung und -aufreinigung sind hinlänglich bekannt. Es spielt dabei keine Rolle, ob das Protein intrazellulär vorliegt oder von dem Expressionssystem in den Überstand sekretiert wird.
Gemäß einer weiteren Ausführungsform, die auch eine Beschleunigung und damit weitere Op- timierung des erfindungsgemäßen Herstellungsverfahrens darstellt, wird das zu exprimierende Polypeptid als Fusionsprotein mit einer Sekretionssequenz in den Expressionsvektor Moniert. Eine im Rahmen der Erfindung bevorzugte Fusionssequenz ist die 60 bp lange Präsequenz der sauren Phosphatase (pho-1, (Maundrell et al, 1985). Gemäß weiterer Ausführungsformen kann die Sekretionssequenz ausgewählt werden aus der Gruppe bestehend aus: Xylanase (XynA, (Schlacher et al, 1996), Berberine bridge Enzym (bbel , (Dittrich & Kutchan, 1991), P-Faktor (P3, (Imai & Yamamoto, 1994), Hepatitis C Virus Hüllprotein (HCV, (Choi et al, 2005), Car- boxypeptidase Y (Cpy, (Kjaerulff & Jensen, 2005) und Maltase (Okuyama et al, 2001).
Die vorliegende Erfindung stellt somit neben dem Verfahren zur Herstellung von süßen Protei- nen insbesondere auch rekombinante Sc. pombe Stämme bereit, die zum Einsatz in besagtem Verfahren optimal geeignet und die dadurch charakterisiert sind, dass sie die Gensequenz für süße Proteine bzw. Polypeptide, die mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagieren, sowie homo- und/oder heterogene Hitzeschockproteine und/oder Chaperone exprimieren können.
Die mit dem erfindungsgemäßen Verfahren isolierten Polypeptide werden erfindungsgemäß alle einem Funktionstest unterzogen, ob sie auch wirklich mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagieren und somit einen süßen Geschmack aufweisen. Diese Funktionstests können mit Testpersonen oder in molekularbiologischen Standardassays durchgeführt werden.
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren war es möglich, süß schmeckende Varianten aller derzeit bekannten süßen Proteine, nämlich Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Pentadin, Brazzein, Cur- culin sowie deren Derivate zu erzeugen.
Diese süßen Proteine eigenen sich insbesondere zum Süßen von Produkten, die zum tierischen oder menschlichen Verzehr, nämlich Futtermittel, Lebensmittel, Getränke oder Arzneimittel, bestimmt sind.
Kurze Beschreibung der Figuren:
Figur 1: Schema des Integrationsvektors pCADl . Pnmtl = nmtl Promotor; Insert = zu exprimie- rendes Gen (in der gezeigten Zeichnung 1 ,5 kb lang); ura4 = Selektionsmarker; LeulLoc = Zielsequenzen für den Integrationslocus; AmpR = Ampicillin Resistenzgen; Ndel, BamHI, Notl: Restriktionsschnittstellen.
Figur 2: Die für die Spalthefe optimierte cDNA für Brazzein. ORF = open reading frame = kodierende Sequenz des Brazzeins; Org = Originalsequenz vor der Optimierung; Opt: = optimierte Sequenz; Ndel/BamHI = Schnittstellen für Restriktionsendonukleasen.
Figur 3: Schema des Expressionsvektors pREP42GFP-C und Sequenz der darin enthaltenen Kassette, die die Expression von Proteinen carboxyterminal markiert mit GFP ermöglicht. ura4+ = Selektionsmarker; arsl = autonom replizierende Sequenz; Hindill, Pstl, Sacl, EcoRI, Ndel, Sali, KpnL, Bglll, Xhol, BamHI, Smal, Ncol: Restriktionsschnittstellen.
Figur 4: Nachweis der Expression und Sekretion von Brazzein-GFP, Monellin-GFP, Curculin- GFP und Thaumatin-GFP durch Bestimmung der Fluoreszentintensitäten der Kulturüberstände von den Hefestämmen PBT-51, PBT-52, PBT-53 und PBT-54. Als Vergleichsprobe diente der Überstand einer Kultur von MB 163 (Ausgangsstamm).
Die Erfindung wird nachfolgend anhand bevorzugter Ausführungsbeispiele erläutert, wobei darauf hingewiesen wird, dass durch diese Beispiel Abwandlungen bzw. Ergänzungen, wie sie sich für den Fachmann unmittelbar ergeben, mit erfasst sind. Darüber hinaus stellen diese bevorzugten Ausführungsbeispiele keine Beschränkungen der Erfindung dar, so dass Abwandlungen oder Ergänzungen auch im Umfang der vorliegenden Erfindung liegen.
Beispiel 1:
In einem Ausführungsbeispiel wurden für die erfindungsgemäße Herstellung und Gewinnung von süßen Proteinen die jeweiligen Gensequenzen nach Standardmethoden der Molekularbiologie mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) amplifiziert. Zur späteren Steuerung der Sekretion der erwünschten süßen Proteine, nämlich Brazzein (SEQ ID NO: 1), Thaumatin (SEQ ID NO: 4), Monellin (SEQ ID NO: 3) und Curculin (SEQ ID NO: 2), wurden die jeweiligen Nukleo- tidsequenzen der Polypeptide mit der Sekretionssequenz der sauren Phosphatase (phol) der
Spalthefe fusioniert. Die Nukleinsäuresequenz der Sekretionssequenz wurde dazu zusammen mit den jeweiligen Nukleinsäuresequenzen der Gene der süßen Proteine synthetisiert, wobei vor der Synthese eine Codonoptimierung für die Expression der Proteine in der Spalthefe erfolgte, um eine möglichst hohe Produktionsmenge zu erhalten. Die Proteinsequenzen der jeweiligen süßen Proteine wurden hierbei nicht verändert, d.h. die Aminosäureabfolge ist exakt identisch zu derjenigen, die von den aus den entsprechenden Pflanzen isolierten Proteinen bekannt ist.
Die daraus resultierenden Nukleinsäuresequenzen wurden über eine Zwischenklonierung in E.coli ' den Expressionsvektor für die Expression in den Spalthefezellen Moniert.
Als Expressionsvektor wurde z.B. pREP42GFP-C verwendet. Der Vektor ermöglicht die mittel- starke Expression von Proteinen unter der Kontrolle des Spalthefe-eigenen nmt4l -Promotors, der in Abhängigkeit von der Zugabe von Thiamin zum Nährmedium der Spalthefen reguliert werden kann. Durch die Verwendung von pREP42GFP-C kann ein beliebiges Protein mit einem C-terminalen GFP (green fluorescent protein)-tag exprimiert werden. Der GFP-tag stellt einerseits ein immunologisches Epitop dar, das zur Detektion der untersuchten Proteine verwen- det werden kann, andererseits ermöglicht er den direkten optischen Nachweis der Proteinexpression durch die Fluoreszenz des GFP. Weiterhin enthält der Vektor eine Expressionskassette für ß-Lactamase (AmpR) sowie das ura4-Gen für die Orotidinmonophosphat-decarboxylase, welches den Gendefekt ura4.dll 8 in der Spalthefe komplementiert und daher zur positiven Selektion eingesetzt werden kann. Die anschließende Transformation der Spalthefezellen erfolgte mittels der Lithiumacetat- Methode in Kombination mit einem Hitzeschock bei 42°C für 5 Minuten. Für die Transformation wurden 1 bis 5 ]xg DNA eingesetzt. Durch die positive Selektion über die mit dem Expressionsvektor eingebrachte, einen Gendefekt komplementierenden Nukleinsäuresequenz wurden die späteren Produktionsstämme, also die Stämme, welche die zu exprimierende Nukleinsäuresequenz eines der süßen Proteine ausweisen, isoliert.
Die jeweiligen Produktionsstämme wurden unter induzierenden Bedingungen in 10 mL EMM bei 30°C etwa 24 h kultiviert. Anschließend wurden die Stämme in einer Hauptkultur von 100 mL EMM weiter für 24 h bei 30°C inkubiert, um das rekombinante Protein zu produzieren. Das auf diese Weise von den Spalthefen produzierte Protein wurde aufgrund der Fusion mit der Sekretionssequenz von den Spalthefen in das umgebende Medium sekretiert. Dadurch kann das Kulturmedium nach Abzentrifugation der Spalthefen direkt als Ausgangsmaterial für die anschließende Aufreinigung und die Geschmacksanalyse verwendet werden.
Beispiel 1.1
Detaillierte Versuchsbeschreibung am Beispiel der Brazzein-Herstellung
Der in diesem Beispiel verwendete Expressionsvektor pCAD 1 ist in Figur 1 dargestellt. Es handelt sich um einen Integrationsvektor, der sich in das leul-Gen im Chromosom II der Spalthefe stabil integriert und dieses dabei deletiert. Der Vektor ermöglicht eine starke Genexpression unter der Kontrolle des Spalthefe-eigenen nmtl-Promotors, der in Abhängigkeit von der Zugabe von Thiamin zum Nährmedium der Spalthefen reguliert werden kann (nmt steht für no Message in ihiamine). Durch die Verwendung von pCADl kann ein beliebiges Protein mit zwei C- terminalen tags (einem Hexahistidin- fecund einem Vk-tag) exprimiert werden. Während das Anhängen eines Polyhistidin-fczgy häufig für die Proteinaufreinigung verwendet wird, stellt der Pk- tag ein immunologisches Epitop dar, das zur Detektion der untersuchten Proteine verwendet wird. Weiterhin enthält der Vektor Genfragmente des leul-Gens, das als Integrationszielsequenz dient, einen cDNA für ß-Lactamase (AmpR) sowie das ura4-Gen für die Orotidinmonophos- phat-decarboxylase, welches den Gendefekt ura4.dll 8 in der Spalthefe komplementiert und daher zur positiven Selektion eingesetzt werden kann. Eine NoÄ - Restriktion von pCADl führt zu einem Integrationskonstrukt mit flankierenden leu /Sequenzen und einem 2 kbp Fragment, welches die bakteriellen Sequenzen enthält und nicht in die Spalthefe gelangt. Die Größe des Integrationsfragments ist abhängig von der Länge des interessierenden Gens (Insert) in pCAD 1.
Als Modellprotein für Beispiel 1.1 wurde Brazzein ausgewählt, da es über eine sehr starke Süßkraft verfügt und zudem sehr thermostabil ist. Mit einem Molekulargewicht von ca. 6 kDa ist es ein relativ kleines Protein. Um später eine möglichst hohe Produktionsmenge zu erhalten, erfolgte eine Codonoptimierung für die Expression in der Spalthefe, wie in Figur 2 gezeigt. Die Proteinsequenz des Brazzeins wurde hierbei nicht verändert, d.h. die Aminosäureabfolge ist exakt identisch zu derjenigen, die vom aus der Pflanze isolierten Protein bekannt ist.
Zur Steuerung der Sekretion wurde die Sekretionssequenz der sauren Phosphatase (phol) der Spalthefe ausgewählt und an die Brazzein-cDNA über eine PCR-Reaktion fusioniert. Folgende Primer (in 5'— »■ 3' Richtung angegeben) wurden verwendet:
Vorwärtsprimer:
5'-ATTAAT ATG TTT TTA CAA AAT TTA TTT TTA GGT TTT TTA GCT GTT GTT TGT GCT AAT GCT CAT ATG CAA GAT AAG TGC AAG AAA GTC TAC G-3' Nde l (SEQ ID No: 5)
Rückwärtsprimer:
5 '-GGATCCGTACTCGCAATAATCGCAAATG-3 ' Barril l (SEQ ID No: 6)
Der Vorwärtsprimer enthält die /5 wi-Sekretionssequenz zwischen den Restriktionsschnittstellen der Enzyme Ase I und Nde I. Der Rückwärtsprimer enthält kein Stopcodon und ermöglicht dadurch die Fusion der tags im Expressionsvektor pCADl mit der Brazzein Sequenz.
Die Reaktionslösung für einen PCR-Ansatz wurde folgendermaßen zusammengesetzt:
Primer 0.5 jeweils Vorwärtspr. und Rückwärtspr. 100 μΜ; Ausgangs DNA x μί; dNTPs 2.0 μΐ, einer 5 mM Stammlösung; Polymerase 0.5 μί Pfu Polymerase (Promega, USA); Puffer 5 L; deionisiertes Wasser ad 50 μL·
Mit Hilfe der genannten Primer wurde durch PCR-Reaktion die /5 wi-Sekretionssequenz an die Brazzein-cDNA fusioniert. Die hierbei erhaltenen Produkte wurden vermittels DNA- Gelelektrophorese überprüft. Die Länge der Brazzein-cDNA beträgt 174 bp und die der phol- Sequenz beträgt 60 bp. Daraus ergibt sich (in guter Übereinstimmung mit der Größe des amplifi- zierten Fragments auf dem Agarose-Gel) eine Gesamtlänge von 234 bp. Dieses Experiment zeigt also die erfolgreiche Fusion der /5 wi-Exportsequenz an die Brazzein-cDNA.
Nach der PCR-Reaktion erfolgte die Isolierung und Fällung des gezeigten DNA-Fragments aus dem Gel und die Addition eines Adenosin-Nukleotids am 3'-Ende. Das Fragment konnte an- schließend im kommerziell erhältlichen Vektor pGEM-T (Promega, Madison, WI, USA) mittels Ligation zwischenkloniert werden. Nach erfolgter E. cö/z-Transformation wurden vier pGEM-T- /5 wi-Brazzein- Klone (Kl, K4, K5 und K6) herangezüchtet und zur Plasmid-Isolierung einge- setzt.
Die Überprüfung der erfolgreichen Klonierung erfolgte durch eine Restriktionsanalyse der erhaltenen pGEM-T-/5Äöi-Brazzein- Plasmide mit den Restriktionsenzymen Ase l und Bamti I.
Das Ausschneiden von Nukleinsäurefragmenten aus Plasmiden erfolgte unter Einsatz von Re- striktionsendonukleasen. Das Enzym Ase I wurde von der Firma NEB (Beverly, MA, USA),
B mW I, A^ I und Notl von der Firma Promega (Madison, WI, USA) bezogen. Die Reaktionslösung bestand aus folgenden Komponenten:
DNA x μί; Enzympuffer 3.0 μί; Enzym 0.5 ί; bovines Serumalbumin 1.0; μΐ, deionisiertes Wasser ad 30 μΐ, Das Totalvolumen der Reaktion betrug 30 μL· Das Volumen der eingesetzten DNA x richtete sich nach der Konzentration der vorhandenen Lösung. Für präparative Restriktionen wurden ca. 5 ]xg DNA, für analytische Restriktionen ca. 100 ng DNA eingesetzt.
Die positiven pGEM-T-/5 wZ-Brazzein-Klone wurden mit Ase I und BamW I präparativ verdaut, während der Vektor pCADl einer präparativen Restriktion mit A^ I und BamW I unterzogen wurde. Die durch die Enzyme Ase I und Nde I erzeugten Nukleotidüberhänge sind zueinander kompatibel, sodass nach Ligation der zwei Fragmente die /5 wi-Brazzein-cDNA mit dem Vektor pCAD 1 verbunden wird. Nach der Ligation erfolgte eine E. cö/z-Transformation.
Jeweils vier Klone wurden kultiviert und einer Plasmidisolierung unterzogen. Die Überprüfung der Klonierung im Expressionsvektor erfolgte durch eine analytische Restriktion mit Nde I und BamW I. Dabei sollte die Brazzein-cDNA von der Sekretionssequenz sowie vom Vektor getrennt werden.
Die pCADl-/5Äöi-Brazzein-Konstrukte wurden mittels Notl geschnitten, um das Integrationsfragment des Expressionsvektors pCAD 1 zu gewinnen. Nach anschließender Trennung in der Gelelektrophorese wurden die Fragmente isoliert und zur Transformation des Spalthefestammes MB 163 (Genotyp: h ura4.dll 8) verwendet. Die Klone aus dieser Transformation wurden nach etwa 4 Tagen sichtbar. 16 Klon-Kolonien wurden mittels PCR mit den oben genannten Primern getestet, um die Integration der /5 wi-Brazzein-cDNA in das Genom der Spalthefen zu zeigen. Es konnte gezeigt werden, dass phol -Brazzein erfolgreich in das Spalthefegenom integriert worden ist. Der neue Spalthefestamm erhielt die Bezeichnung PBT-50.
Zum Nachweis des Exports von Brazzein wurden der Stamm PBT-50 in EMM mit 0.1% Leucin für 24 h bei 30°C und 120 rpm kultiviert. Die Proteine aus dem Kulturüberstand wurden per SDS-PAGE und Western Blot Analyse auf die Anwesenheit von Brazzein hin getestet. Die immunologische Detektion erfolgte hierbei über einen primären Antikörper, der den an das Braz- zein fusionierte Pk-tag erkennt. Brazzein konnte hiermit eindeutig im Kulturüberstand der Spalthefen nachgewiesen werden. Die durchschnittliche Expressionsrate im Schüttelkolbenmaßstab lag bei ca. 2 mg je L Kulturvolumen.
Die geschmacklichen Eigenschaften des hergestellten Brazzeins wurden in Verdünnungsreihen auf die Interaktion mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor in molekularbiologischen Rezep- torbindungsassays untersucht und im Vergleich mit Kontrollsubstanzen quantitativ als süß eingestuft (Current Protocols in Immunology, New York: Greene Publishing Associates and John Wiley & Sons; 1992).
Beispiel 1.2 bis 1.4
Detaillierte Versuchsbeschreibung am Beispiel der Thaumatin-, Monellin- und Curculin- Herstellung
Zur Steuerung der Sekretion von Thaumatin, Monellin und Curculin wurde (wie bereits im Beispiel 1.1) die Sekretionssequenz der sauren Phosphatase (phol) der Spalthefe verwendet. Die Se- kretionssequenz wurde zusammen mit den jeweiligen Genen synthetisiert. Es erfolgte eine Codo- noptimierung für die Expression der Proteine in der Spalthefe, um später eine möglichst hohe Produktionsmenge zu erhalten. Die Proteinsequenzen von Thaumatin, Monellin, und Curculin wurden hierbei nicht verändert, d.h. die Aminosäureabfolge ist exakt identisch zu derjenigen, die von den aus den entsprechenden Pflanzen isolierten Proteinen bekannt ist.
Während der Durchführung dieses Projekts konnte gezeigt werden, dass sich die Fusion eines Proteins an GFP äußerst positiv auf dessen Sekretionsverhalten auswirkt und sich somit wesentlich größere Ausbeuten an sekretiertem Protein erreichen lassen. Daher wurden alle vier süßen Proteine durch die Verwendung des pREP42GFP-C- Vektors mit einem C-terminalen GFP-tag versehen. Diese Markierung beeinflusst nicht nur vorteilhaft die Sekretionseigenschaften des jeweiligen Proteins, sondern ermöglicht darüber hinaus den direkten Nachweis der Proteinexpression via Fluoreszenzmessung. Eine Proteindetektion über die Fluoreszenzeigenschaften des jeweiligen Proteins gestattet im Vergleich zur Proteindetektion mittels Western Blot-Analyse und anschließendem immunologischen Nachweis z.B. im Verlauf einer Fermentation der Produktionsorganismen eine wesentlich schnellere und gleichzeitig weniger aufwendige Überwachung der Proteinproduktion und -Sekretion.
Der Expressionsvektor pREP42GFP-C ist in Figur 3 dargestellt. Der Vektor ermöglicht die mittelstarke Expression von Proteinen unter der Kontrolle des Spalthefe-eigenen nmt41-Promotors, der in Abhängigkeit von der Zugabe von Thiamin zum Nährmedium der Spalthefen reguliert werden kann {nmt steht für no Message in iiiamine). Durch die Verwendung von pREP42GFP- C kann ein beliebiges Protein mit einem C-terminalen GFP (green fluorescent protein)- tag expri- miert werden. Der GFP- tag stellt einerseits ein immunologisches Epitop dar, das zur Detektion der untersuchten Proteine verwendet werden kann, andererseits ermöglicht er den direkten optischen Nachweis der Proteinexpression durch die Fluoreszenz des GFP. Weiterhin enthält der Vektor eine Expressionskassette für ß-Lactamase (AmpR) sowie das ura4-Gen für die Orotidin- monophosphat-decarboxylase, welches den Gen defekt ura4.dll 8 in der Spalthefe komplementiert und daher zur positiven Selektion eingesetzt werden kann.
Um die Expression der süßen Proteine fusioniert an einen GFP-fez^zu ermöglichen, mussten die jeweiligen Gene zunächst in einer PCR-Reaktion ohne Stoppcodon amplifiziert werden, bevor sie in den Expressionsvektor pREP42GFP-C einkloniert wurden. Folgende Primer (in 5'— > 3' Richtung angegeben) wurden von der Firma MWG Biotech AG (Ebersberg) synthetisiert und für dieses Experiment verwendet:
Vorwärtsprimer (für alle süßen Proteine identisch, da immer gleiche Sekretionssequenz vorhanden ist):
5 '-ATATATATTAATATGTTCTTACAGAA-3 ' Äse I (SEQ ID No: 7)
Rückwärtsprimer:
Für Thaumatin :
5'- ATATATGGATCCAGCAGTTGGACAAAAGGT-3 ' BamH I (SEQ ID No: 8)
Für Monellin:
5'- ATATATGGATCCAGGAGGTGGTACAGGACCATT-3' BamH I (SEQ ID No: 9) Für Curculin:
5 '-ATATATGGATCCATTGTTAATGACCATCTTAAT-3 ' BamH I (SEQ ID NO: 10)
Die Rückwärtsprimer enthalten kein Stoppcodon und ermöglichen dadurch die Fusion des tags im Expressionsvektor pREP42GFP-C mit der jeweiligen Proteinsequenz.
Mit Hilfe der genannten Primer wurden durch PCR-Reaktion die cDNAs von Thaumatin, Monellin und Curculin ohne Stoppcodon amplifiziert. Die hierbei erhaltenen Produkte wurden mittels DNA-Gelelektrophorese analysiert. Die Länge der Thaumatin-cDNA mit Sekretionssequenz beträgt 696 bp, der Monellin-cDNA 363 bp und die der Curculin-cDNA beträgt 546 bp. Diese Länge befindet sich in guter Übereinstimmung mit der Größe der amplifizierten Fragmente auf dem Agarose-Gel. Dieses Experiment zeigt also die erfolgreiche Amplifikation der Gene von Thaumatin, Monellin und Curculin ohne Stoppcodon. Nach der PCR-Reaktion erfolgte die Isolierung und Fällung der gezeigten DNA-Fragmente aus dem Gel und die Addition eines Adenosin-Nukleotids am 3'-Ende. Das Fragment konnte anschließend im kommerziell erhältlichen Vektor pGEM-T (Promega, Madison, WI, USA) mittels Ligation zwischenkloniert werden. Nach erfolgter E. cö/z-Transformation wurden Klon-Kolonien mittels PCR mit den oben genannten Primern getestet, um die erfolgreiche Ligation der jeweiligen cDNA in den pGEM-T- Vektor zu zeigen. Dieser Schritt wurde ebenfalls wie mit der Braz- zein-cDNA durchgeführt, um auch für dieses süße Protein ein entsprechendes Expressionskon- strukt zu erhalten.
Die Uberprüfung der erfolgreichen Klonierung erfolgte durch eine Kolonie-PCR der pGEMT- p ol-SP-YAon- Kolonien mit den oben genannten Primern sowie durch Restriktionsanalyse. Dazu wurde von jedem der süßen Proteine je ein in der Kolonie-PCR positiv getesteter Klon herangezüchtet, zur Plasmid-Isolierung eingesetzt und die erhaltenen pGEM-T-Plasmide mit den Restriktionsenzymen Ase I und Bamli I verdaut.
Die pGEM-T- Klone wurden mit Ase I und Bamli I präparativ verdaut, während der Vektor pREP42GFP-C einer präparativen Restriktion mit Nde I und Bamli I unterzogen wurde. Die durch die Enzyme Ase I und Nde I erzeugten Nukleotidüberhänge sind zueinander kompatibel, sodass nach Ligation der zwei Fragmente die jeweilige /5 wZ-SP-cDNA mit dem Vektor pREP42GFP-C verbunden wird. Nach der Ligation erfolgte eine E. cö/z-Transformation.
Die Uberprüfung der Klonierung im Expressionsvektor erfolgte durch eine Kolonie-PCR von je 20 Klonen. Im Anschluss wurde je ein positiv getesteter Klon herangezüchtet, zur Plasmid- Isolierung eingesetzt und die erhaltenen pREP42GFP-C- >Äo/-SP Expressionsplasmide zusätzlich durch eine analytische Restriktion mit Nde I und Bamli I überprüft. Dabei sollte die jeweilige SP-cDNA von der Sekretionssequenz sowie vom Vektor getrennt werden. Die erhaltenen Ergebnisse stimmen gut mit der theoretischen Größe von 174 bp für das Brazzein, 296 bp für das Mo- neilin, 479 bp für das Curculin und 629 bp für das Thaumatin überein. Somit ist gezeigt, dass die /5 wZ-Brazzein-, die /5 wi-Monellin-, die phol-C cx^m- sowie die /5 wi-Thaumatin-cDNA erfolgreich in den Spalthefe-Expressionsvektor pREP42GFP-C einkloniert wurden.
Die pREP42-/5Äöi-SP-Konstrukte wurden zur Transformation des Spalthefestammes MB 163
(Genotyp: h ura4.dll8) verwendet. Die Klone aus dieser Transformation wurden nach etwa 4 Tagen sichtbar. 16 Klon-Kolonien wurden mittels PCR mit den oben genannten Primern getestet, um die Aufnahme der Expressionskonstrukte in die Spalthefen zu zeigen.
Es konnte die erfolgreiche Transformation der Spalthefezellen
Figure imgf000015_0001
pho l-Cmculm und /5 wi-Thaumatin nachgewiesen werden. Die neuen Spalthefestämme erhielten die Bezeichnungen PBT-51 (MB !63/pREP42GFP-C-phol Brazzein), PBT-52 (MBl63/pREP42GFP-C- phol-Monellin), PBT-53 (MBl63/pREP42GFPC-phol-Curculin) und PBT-54 (MB 163/pREP42GFP-C-pho 1 -Thaumatin) .
Zum Nachweis der Produktion und des Exports der süßen Proteine wurden die jeweiligen Stämme PBT-51, PBT-52, PBT-53 und PBT-54 in EMM für 24 h bei 30°C und 120 rpm kulti- viert. Die zellfreien Überstände dieser Kulturen wurden auf die Anwesenheit von Brazzein, Mo- nellin, Curculin bzw. Thaumatin hin getestet, indem deren Fluoreszenzintensitäten im Vergleich zu einer analog behandelten Negativkontrolle (Kulturüberstand des Ausgangs-Hefestamms MB 163) gemessen wurde. Dazu wurden die Produktionskulturen abzentrifugiert (3000 g, 5 min, 4°C) und jeweils 200 μΐ der zellfreien Kulturüberstände in die Vertiefungen einer 96-well- Mikro titerplatte gegeben. Die Messung der Fluoreszenzintensitäten erfolgte mit einem GENius Fluoreszenz- Plattenreader (Tecan Instruments; Salzburg, Österreich) bei einer Anregungswellenlänge von 485 nm und einer Emissionswellenlänge von 535 nm.
In Figur 4 sind die einzelnen Fluoreszenzintensitäten dargestellt. Die Fluoreszenzintensitäten der Überstände von den Produktionsstämmen liegen durchweg signifikant höher als die des Kontroll- Stamms, deren Wert eine gewisse Eigenfluoreszenz des Hefemediums sowie der Mikro titerplatten widerspiegelt. Somit konnten die Proteine eindeutig im Kulturüberstand der Spalthefen nachgewiesen werden. Dieses Experiment zeigt, dass alle vier süßen Proteine (Brazzein, Monellin, Curculin und Thaumatin) erfolgreich von den Hefezellen exprimiert sowie effizient ins Kulturmedium sekretiert werden.
Die geschmacklichen Eigenschaften des hergestellten Thaumatins, Monellins und Curculins wurden in Verdünnungsreihen auf die Interaktion mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor in molekularbiologischen Rezeptorbindungsassays untersucht und im Vergleich mit Kontrollsubstanzen quantitativ als süß eingestuft (Current Protocols in Immunology, New York: Greene Publishing Associates and John Wiley & Sons; 1992).
Beispiel 2
In einem weiteren Ausführungsbeispiel, welches bis auf die Kultur der Produktionsstämme zur Produktion der entsprechenden süßen Proteine dem vorstehenden Ausführungsbeispiel entspricht, wurden die jeweiligen Produktionsstämme unter induzierenden Bedingungen in 10 mL EMM bei 30°C etwa 24 h kultiviert. Anschließend wurden die Stämme in einer Hauptkultur von 100 mL EMM weiter für 24 h bei 30°C inkubiert, um das rekombinante Protein zu produzieren. Während dieser Inkubationsphase der Hauptkultur wurde innerhalb der ersten 2 bis 4 Stunden der als Produktionsphase bezeichneten Inkubationsphase der Hauptkultur die Inkubationstemperatur für 10 Minuten auf 38°C bzw. 42°C erhöht. Die Ausbeute der aufgereinigten süßen Proteine verbesserte sich hierdurch um 35% bzw. 40%.
Beispiel 3
In einem weiteren Ausführungsbeispiel, welches im Wesentlichen dem ersten Ausführungsbei- spiel entspricht, wurden die jeweiligen Produktionsstämme zusätzlich mit einem Vektor transformiert, welcher die Nukleinsäuresequenzen für den eukaryontischen Chaperonkomplex Hsp60/Hspl0 sowie einen induzierbaren Promotor enthält. Diese Produktionsstämme wurden unter induzierenden Bedingungen in 10 mL EMM bei 30°C etwa 24 h kultiviert. Anschließend wurden die Stämme in einer Hauptkultur von 100 mL EMM weiter für 24 h bei 30°C inku- biert, um das rekombinante Protein zu produzieren. Während dieser Inkubationsphase der
Hauptkultur wurde innerhalb der ersten 2 bis 4 Stunden der als Produktionsphase bezeichneten Inkubationsphase der Hauptkultur die Inkubationstemperatur für 10 Minuten auf 38°C bzw. 42°C erhöht.
Die Ausbeute der aufgereinigten süßen Proteine verbesserte sich hierdurch um 52% bzw. 78%.
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Claims

Ansprüche
1. Verfahren zur Produktion von süßen Proteinen enthalten die folgenden Schritte:
a. Verwendung eines rekombinanten Schizosaccheromyceten Stammes, welcher eine Gensequenz, die für ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid kodiert, exprimiert;
b. Kultivierung des rekombinanten Schizosaccheromyceten Stammes unter Kulturbedingungen, die Stress auslösen;
c. Aufreinigung der rekombinant exprimierten Proteine; und
d. Funktionstest auf ihre Interaktion mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor.
2. Verfahren nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, dass der rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm Sc.pombe ist.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2 dadurch gekennzeichnet, dass die Gensequenz, die für ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid kodiert, ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Sequenzen für die süßen Proteine Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Pentadin, Brazzein, Curculin sowie deren Derivate oder Mischungen derselben, ferner umfassend die adaptierten Sequenzen SEQ ID No: 1 bis 4.
4. Verfahren nach Anspruch 3 dadurch gekennzeichnet, dass der rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm zumindest mit wenigstens einer Kopie eines Expressionsvektors transient oder stabil transformiert ist, welcher die kodierende Sequenz für ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid sowie einen Promotor enthält.
5. Verfahren nach Anspruch 3 oder 4 dadurch gekennzeichnet, dass der rekombinante Schizosaccheromyceten Stamm zusätzlich mit wenigstens einer Kopie eines Expressionsvektors transient oder stabil transformiert ist, welcher die kodierende Sequenz für ein mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierendes Polypeptid als Fusionsprotein mit einer Sekretionssequenz enthält.
Verfahren nach Anspruch 5 dadurch gekennzeichnet, dass die Sekretionsequenz ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus der Präsequenz der sauren Phosphatase, der Xyla- nase, des Berberine bridge-Emzyms, des P-Faktors, des Hepatitis C Virus Hüllproteins, der Carboxypeptidase Y oder der Maltase.
Verfahren nach einem der Ansprüche 3 bis 6 dadurch gekennzeichnet, dass der rekombi- nante Schizos ccheromyceten Stamm zusätzlich mit wenigstens einer Kopie eines Expressionsvektors transient oder stabil transformiert ist, welcher die kodierende Sequenz für wenigstens ein eukaryontisches Hitzeschockprotein und/ oder Chaperon enthält, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus der Chaperon Hsp90-Familie, Chaperon Hsp70- Familie, Chaperon HsplOO/Clp-Familie, Chaperon Hsp60-Familie, Chaperon HsplO- Familie und CCT-Familie.
Verfahren nach einem der vorangegangenen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, dass die Kultivierungsbedingungen der rekombinanten Stämme so gewählt werden, dass für die re- kombinanten Stämme ein Thermostress erzeugt wird.
Verfahren nach einem der vorangegangenen Ansprüche dadurch gekennzeichnet, dass bei der Kultivierung der rekombinanten Stämme die im Laufe der 24-72 stündigen Produktionsphase, die üblicherweise bei 30°C abläuft, einmalig oder in Intervallen für wenigstens 2 min auf eine Temperatur von etwa 34°C - 42°C erhöht wird.
Rekombinanter Stamm der Sc. pombe dadurch gekennzeichnet, dass er mit wenigstens einer Kopie eines Expressionsvektors transient oder stabil transformiert ist, welcher a) wenigstens eine Gensequenz, die für ein mit dem humanen T1R2-T1R3- Rezeptor interagierendes Polypeptid kodiert, ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Sequenzen für die süßen Proteine Thaumatin, Monellin, Mabinlin, Pentadin, Brazzein, Curculin sowie deren Derivate oder Mischungen derselben, ferner umfassend die adaptierten Sequenzen SEQ ID No: 1 bis 4 enthält; und
b) wenigstens eine homo- und/ oder heterogene kodierende Sequenz für ein Hitzeschockprotein und/oder eukaryontisches Chaperon enthält.
1 1. Verwendung des rekombinanten Sc. pombe Stammes gemäß Anspruch 10 zur Herstellung von mit dem humanen TlR2-TlR3-Rezeptor interagierenden, süßen Polypeptiden.
12. Verwendung eines süßen Polypeptides, hergestellt nach einem der vorstehenden Ansprüche 1 bis 8 zum Süßen von Produkten, die zum tierischen oder menschlichen Verzehr bestimmt sind.
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