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WO2001094598A2 - Construction d'acide nucleique utile pour l'expression de transgenes notamment dans les cellules souches embryonnaires - Google Patents

Construction d'acide nucleique utile pour l'expression de transgenes notamment dans les cellules souches embryonnaires Download PDF

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WO2001094598A2
WO2001094598A2 PCT/IB2001/000996 IB0100996W WO0194598A2 WO 2001094598 A2 WO2001094598 A2 WO 2001094598A2 IB 0100996 W IB0100996 W IB 0100996W WO 0194598 A2 WO0194598 A2 WO 0194598A2
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WO
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sequence
protein
interest
cells
nucleic acid
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PCT/IB2001/000996
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Ludovic Vallier
Jimmy Mancip
Daniel Metzger
Pierre Chambon
Jacques Samarut
Pierre Savatier
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Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Institut National de la Recherche Agronomique INRA
Institut National de la Sante et de la Recherche Medicale INSERM
Ecole Normale Superieure de Lyon
Ecole Normale Superieure de Paris
Original Assignee
Centre National de la Recherche Scientifique CNRS
Institut National de la Recherche Agronomique INRA
Institut National de la Sante et de la Recherche Medicale INSERM
Ecole Normale Superieure de Lyon
Ecole Normale Superieure de Paris
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Publication date
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    • C12N2840/206—Vectors comprising a special translation-regulating system translation of more than one cistron having an IRES having multiple IRES

Definitions

  • nucleic acid useful for the expression of transgenes in particular in embryonic stem cells.
  • the invention relates to a nucleic acid construct useful for the expression of transgenes, in particular in embryonic stem cells.
  • embryonic stem cells also called ES cells
  • regenerative obtaining models animals from these cells for the study of pathologies and the development of drugs, etc.
  • genes can be mutated or deleted by homologous recombination.
  • inactivation of a gene if it is essential for the development of the embryo, will most often cause this development to stop.
  • inducible recombination systems have been developed. Feil et al (1996) and Zhang et al (1996) have in particular proposed using a vector comprising the Cre recombinase sequence fused to a mutated estrogen binding domain so as to bind only to tamoxifen, the whole being under the control of a strong promoter (CMV promoter).
  • CMV promoter a strong promoter
  • gene invalidation is sometimes supplemented by another technique which consists, conversely, in overexpressing a gene.
  • This experimental strategy is generally implemented by obtaining transgenic animals (such as mice), by microinjection of an expression plasmid into the oocytes.
  • transgenic animals such as mice
  • microinjection of an expression plasmid into the oocytes obtaining transgenic animals for a given gene requires that its expression remain compatible with harmonious embryonic development.
  • transgenic embryos are interrupted.
  • the implementation of these inducible expression systems is cumbersome in view of the low efficiency of manufacturing transgenic animals by the technique of microinjection of DNA into the oocyte.
  • the "random" integration of transgenes into the oocyte genome often compromises their expression according to the criteria required by the experimenter.
  • the invention more specifically relates to a nucleic acid construction with at least two coding sequences, one for selection, the other which codes for a protein of interest.
  • This construction includes: i) a splice acceptor site at the 5 ′ position, ii) a selection sequence, optionally preceded beforehand by a sequence allowing its translation by ribosomes, iii) a sequence coding for a protein of interest distinct from the sequence of selection, said coding sequence being preceded upstream by a sequence allowing its translation by ribosomes, iv) a sequence for terminating transcription in the 3 ′ position, said construction being free of any promoter of transcription of said selection sequence or of said sequence coding for a protein of interest, it being further understood that said protein of interest is not the tTA transactivating protein.
  • nucleic acid construction is meant in particular a nucleic acid such as DNA or RNA, linear or circular.
  • the nucleic acid construction of the invention can comprise from upstream to downstream, the splice acceptor site, the selection sequence, optionally preceded by a sequence allowing its translation by ribosomes, the sequence coding for a protein of interest, preceded by a sequence allowing its translation by ribosomes, and the transcription termination sequence. This type of construction is preferred.
  • the nucleic acid construct of the invention may however comprise, from upstream to downstream, the splice acceptor site, the sequence coding for a protein of interest, preceded by a sequence allowing its translation by the ribosomes, the selection sequence, preferably preceded by a sequence allowing its translation by ribosomes, and the transcription termination sequence.
  • sequence allowing translation by ⁇ bosomes is meant for example an IRES sequence (internal ribosome entry site, or “internai ribosomal entry site”). It may especially be a sequence
  • Mammalian IRES such as the internal entry site of the ribosomes of the gene coding for the protein GRP79, also known as Bip, which fixes the chain heavy immunoglobulin.
  • an IRES sequence of picornavirus such as the IRES sequence of the encephalomyocarditis virus (EMCV), (Jackson et al, 1990; Kaminski et al, 1990), preferably nucleotides 163 to 746 of this sequence, poliovirus, preferably nucleotides 18 to 640, or foot and mouth disease virus (FMDV), preferably nucleotides 369 to 804.
  • EMCV encephalomyocarditis virus
  • FMDV foot and mouth disease virus
  • IRES derived from retroviruses such as the virus Mouse Moloney (MoMLV).
  • selection sequence is meant a sequence which makes it possible to sort between the cells which will have integrated the nucleic acid construction of the invention and those in which the transfection will have failed.
  • selection sequences can be “positive” or “negative” and dominant or recessive.
  • a “positive” selection sequence refers to a gene coding for a product which only allows cells which carry this gene to survive and / or multiply under certain conditions.
  • antibiotic resistance genes such as, for example, neomycin (neo r ), hygromycin, puromycin, zeoycine, blasticidin or phleomycin.
  • Another possible selection sequence is hypoxanthine phosphoribosyl transferase (HPRT). Cells which carry the HPRT gene can grow on HAT medium (containing aminopterin, hypoxanthine and thymidine), while HPRT-negative cells die on HAT medium.
  • a "negative" selection sequence refers to a gene encoding a product that can be induced to selectively kill cells that carry the gene.
  • Non-limiting examples of this type of selection sequences include herpes simplex virus thymidine kinase (HSV-tk) and HPRT. Cells that carry the HSV-tk gene are killed in the presence of gancyclovir or FIAU (1 (1, 2-deoxy-2-fluoro- ⁇ -D-rabinofuranosyl) -5-iodouracil). Cells that carry the HPRT gene can be killed selectively by 6-thioguanine (6TG).
  • the nucleic acid construct of the invention can also comprise a detection sequence.
  • detection sequence is meant a sequence encoding a detectable protein, useful as a marker for easily assessing the level of expression of the protein of interest.
  • reporter gene may for example be a sequence coding for an enzyme such as ⁇ -galactosidase ( ⁇ -GAL), alcohol dehydrogenase (ADH), alkaline phosphatase such as human alkaline phosphatase (Aph), fluorescent protein green (GFP), and chloramphenicol acetyltransferase (CAT), luciferase, or any other detectable marker well known to those skilled in the art.
  • ⁇ -GAL ⁇ -galactosidase
  • ADH alcohol dehydrogenase
  • alkaline phosphatase such as human alkaline phosphatase (Aph), fluorescent protein green (GFP), and chloramphenicol acetyltransferase (CAT), luciferase, or any other detectable marker well known to those skilled in the art.
  • said detection sequence can be coupled to the selection sequence.
  • This coupling can be carried out by means of a sequence allowing translation by the ribosomes, as defined above, or by fusion between the detection sequence and the selection sequence.
  • transcription termination sequence is meant any sequence which makes it possible to stop transcription, in particular a STOP site contained in a polyadenylation (polyA) sequence. It may be a polyA originating from viruses, in particular the polyA of "Simian Virus 40" (SV 40), or a polyA originating from a eukaryotic gene, in particular the polyA of the gene coding for Phosphoglycerate Kinase (pgk-1), or polyA of the gene coding for rabbit ⁇ globin.
  • polyA polyadenylation
  • said protein of interest can be an inducible recombinase.
  • the Cre recombinase of bacteriophase P1 (Abremski et al, 1983), or for example the yeast recombinase Flp (Logie et al, 1995) can be used.
  • These recombinases are modified or operably linked (in particular by fusion) to a sequence bringing them the property of induction. It is thus possible to use a recombinase fused to the binding domain of the estrogen receptor (ER) ligand, which has been previously mutated so as no longer to bind endogenous estrogens.
  • ER estrogen receptor
  • the Cre ER T2 sequence can be used (Feil et al, 1997) which is a sequence coding for a protein whose recombinase activity is very easily inducible by tamoxifen or by its analogs. More particularly, the present invention provides a nucleic acid construct as defined above, comprising, from upstream to downstream: i) a splice acceptor site, ii) a neomycin resistance selection sequence, preceded upstream a detection sequence, coding for ⁇ -galactosidase, the whole being designated ⁇ -geo, iii) a Cre-ER T2 sequence, preceded upstream by a sequence
  • IRES allowing its translation by ribosomes, iv) at least one polyA sequence containing at least one STOP site, for transcription termination.
  • said protein of interest can be a protein of therapeutic interest or a factor of differentiation. Mention may in particular be made, as protein of interest, of proteins of the blood, of hormones, of growth factors, of cytokines, of neurotransmitters, of enzymes, of antibodies, of factors involved in the repair of DNA, of structural proteins. DNA, transcription factors, co-activators or co-repressors of transcription, proteins of the HLA system, proteins of the immune system, membrane receptors, proteins involved in cell division, oncogenes, tumor suppressors, hormone receptors, factors involved in programmed cell death, proteins involved in cell migration, cytoskeleton proteins, viral proteins, proteins from prokaryotic organism, etc.
  • said sequence coding for a protein of interest can be replaced by an antisense sequence, so as to block the translation of a protein of interest.
  • the subject of the invention is also a nucleic acid construct as defined above, in which recombinase recognition sequences, such as the LoxP sequences, surround the cassette formed by said selection sequence, possibly preceded by a sequence allowing its translation by ribosomes, and followed downstream by at least one additional transcription termination sequence, said cassette being placed upstream of said sequence coding for the protein of interest.
  • recombinase recognition sequences such as the LoxP sequences
  • said protein of interest can be a detectable marker protein (useful in the context of research protocols), or advantageously, a protein of therapeutic interest or a differentiating factor.
  • a detection sequence coding for a detectable marker protein, and optionally preceded by a sequence allowing its translation by ribosomes, can then be inserted into said cassette.
  • An object of the invention relates more particularly to a nucleic acid construct as defined above, comprising from upstream to downstream: i) a splice acceptor site, ii) a cassette formed from upstream to downstream by optionally a sequence , such as an IRES sequence, allowing the ribosomes to translate the following selection sequence, a selection sequence, such as a hygromycin resistance sequence, possibly a sequence coding for a detectable marker protein, such a sequence coding for human alkaline phosphatase (Aph), preceded by a sequence, allowing its translation by ribosomes, - a transcription termination sequence, comprising several STOP sites in several polyA, said cassette being framed by sequences LoxP, iii) a sequence coding for a protein of interest, said coding sequence being preceded upstream by a sequence, such as a se quence
  • the subject of the invention is also a vector into which a nucleic acid construct as defined above is inserted.
  • It can be a plasmid vector of bacterial origin or a recombinant viral vector, such as a modified adenovirus or retrovirus vector such as the ROSA ⁇ GEO vector (Friedrich et al, 1991).
  • a recombinant viral vector such as a modified adenovirus or retrovirus vector such as the ROSA ⁇ GEO vector (Friedrich et al, 1991).
  • the bacterial plasmid pBSK or the bacterial plasmid plresHyg (Clontech reference 6061) can be used.
  • the invention also relates to a host cell into which at least one such vector has been stably transferred.
  • host cell includes any mammalian cell or other eukaryotic cell, in culture or in vivo, as part of an organism, said cell possibly being previously fused or genetically modified. These can for example be ES cells ("embryonic stem cells”), EG cell lines (“embryonic germ cells”), tetracarcinoma stem cell lines like F9 cells, immortalized fibroblast lines like NIH 3T3, lymphoblastic cell lines like Jurkat cells, etc.
  • At least one nucleic acid construct as defined above comprising a sequence coding for an inducible recombinase, and at least one nucleic acid construct comprising sequences are transferred into the host cell. for recognizing said recombinase and a sequence coding for a protein of interest, so that these two constructs are cointegrated into the genome of said cell.
  • the transfer of the vector into the host cell can be carried out using standard techniques known to those skilled in the art, for example by electroporation, precipitation with calcium phosphate (Sambrook et al, 1989), or lipofection.
  • the nucleotide vector of the invention can be released in naked form, that is to say free from any agent which facilitates transfection or else in association with such an agent, whether for example a chemical agent which modifies the permeability of cells (such as bupivacaine), of liposomes, of cationic lipids or of microparticles, for example gold, silica or tungsten.
  • a chemical agent which modifies the permeability of cells such as bupivacaine
  • liposomes such as bupivacaine
  • cationic lipids for example gold, silica or tungsten.
  • the mode of transfer chosen depends mainly on the host cell, as is well known to those skilled in the art.
  • the present invention relates to the case where the host cell is a stem cell, preferably an embryonic stem cell (ES cell).
  • ES cells are cells obtained from the cell mass making up a blastocyst stage embryo. They are able to differentiate in all cell types of an adult organism, especially in germ cells. These cells can be cultured so as to develop cell populations which are totipotent, that is to say capable of giving all possible types of differentiated cells, or pluripotent, that is to say capable of giving certain types of cell lines (hematopoietic cells 'i' ethical particular), or which are differentiated or differentiation pathway, depending on the culture conditions chosen (Fraichard et al, 1995; Takahashi et al, 2000; Reubinoff et al, 2000).
  • the ES cells of the invention can be human cells or come from a non-human animal, preferably a mammal.
  • the invention also relates to a bank of cell lines obtained from host cells as defined above, into the genome of which the said vector or vectors as defined above are functionally integrated.
  • the authors of the invention have developed a bank of ES cell lines which have functionally integrated into their genome a vector as described above allowing the expression of a Cre recombinase inducible by tamoxifen, such as Cre -ER T2 . They selected ES cell lines characterized by three criteria:
  • inducible recombinase The expression of inducible recombinase is stable during embryonic development, but it can be either ubiquitous or specific tissue.
  • the cells thus characterized are used to construct new libraries of ES cell lines in the genome of which is integrated a second vector as described above allowing the expression of a protein of interest by the inducible Cre recombinase.
  • ES cells from these different libraries, and therefore carriers of the nucleic acid constructs of the invention can be used to obtain genetically modified animals (also called transgenic animals).
  • the techniques conventionally used to obtain transgenic animals from ES cells are the injection technique into the blastocyst and the aggregation technique (Hogan et al, 1994, Manipulating The Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory Press). These techniques consist either of injecting ES cells into a recipient embryo at the blastocyst stage (injection technique into the blastocyst) or aggregating ES cells with a recipient embryo at the morula stage (aggregation technique).
  • the chimeric embryos obtained are reimplanted in the uterus of a carrier female.
  • the chimeric animals obtained consist of a mixture of wild cells and cells carrying the genetic modification. To obtain transgenic animals, it is then advisable to cross the chimeric mice with wild mice. Fertilization occurs either with a wild cell or with a genetically modified cell.
  • the invention provides means for generating transgenic animals capable of inducibly or non-inducibly overexpressing a protein of interest.
  • the use of nucleic acid vectors as described above in ES cells also has many advantages over the technique of microinjection of DNA into the oocyte.
  • the insertion of the transgene into the recipient genome is done at random and without any means of selection.
  • its expression is influenced, in general negatively, by the chromosomal environment of the insertion site. This negative influence often results in an extinction of the expression or a mosaic of this expression.
  • the level of expression of the transgene proves to be insufficient, or the activity of the promoter which controls its expression is disturbed by endogenous regulatory elements which modify its tissue specificity.
  • the application of the system of the invention to ES cells allows the experimenter to select in vitro the line of ES cell which makes it possible to obtain a transgenic animal overexpressing the protein of interest in the expected tissues.
  • the selection of the clones is carried out a posteriori according to the level of expression and the domains of expression of the protein of interest.
  • the absence of a promoter in the vectors as described above implies that their functioning is strictly dependent on the site of the host genome in which they are inserted.
  • the vectors of the invention appropriate the natural expression properties of the site in which they are integrated. This capacity makes it possible to considerably reduce all the problems of expression extinction and mosaicism which are frequent with the expression systems conventionally used such as viral promoters: promoter of the Cyto-Megalo Virus (CMV) promoter of SV40.
  • CMV Cyto-Megalo Virus
  • the system of the invention therefore provides simpler and more economical means for generating transgenic animals.
  • the present invention therefore relates to transgenic non-human animals capable of being obtained from an ES cell as defined above.
  • the transgenic animals thus generated can be particularly useful for producing recombinant proteins of interest, such as proteins of therapeutic interest mentioned above. It is also possible for these animals to overexpress functionally defective proteins, as recombinant proteins of interest.
  • the transgenic animals obtained are then useful as experimental models of pathologies caused by the expression of these non-functional proteins, for example truncated or mutated proteins. This is particularly the case for the protein CFTR (cystic fibrosis transmembrane regulator), the mutation of which is the cause of cystic fibrosis in humans.
  • CFTR cystic fibrosis transmembrane regulator
  • negative dominants of certain anti-oncogenic proteins can be expressed, such as p53 or pRb.
  • ES cells incorporating the nucleic acid constructs of the invention can also be used as part of a cell transplantation
  • the general principle of this strategy is based on the in vitro differentiation of ES cells into neural, hematopoietic stem cells, etc., then the injection of these "predetermined" cells into an animal or a human.
  • the invention therefore extends to a process for the preparation of differentiated cells, in which totipotent ES cells are cultured as mentioned above, in the presence of differentiation agents, and if necessary, of a induction agent. recombinase.
  • the inducible expression system using a recombinase, as described above, makes it possible more particularly to induce the controlled expression of genes whose activity is responsible for the engagement of the stem cell in a pathway. specific differentiation.
  • RA retinoic acid
  • DMSO dimethyl sulfoxide
  • GABA gamma-aminobutyric acid
  • the differentiated cells thus obtained can serve as a cellular model to replace animal testing. Indeed, the method described above makes it possible to produce a large quantity of differentiated cells in a given cell type. We can then easily test the toxicity of molecules with therapeutic potential on these cells instead of testing it directly on animals.
  • the subject of the invention is also a method of therapeutic treatment in which a recipient organism is implanted requiring such treatment of cells previously modified and differentiated in vitro.
  • This cell transplantation technology using predetermined cells or cells differentiated in vitro from ES cells then makes very specific metabolic correction strategies possible.
  • the transplantation of neuronal cells producing neuromediators is of obvious clinical interest. Thanks in particular to the inducible expression system in ES cells, one can introduce an inactive gene coding for a neuro-transmitter or stimulating its synthesis, then induce the differentiation of ES cells into neural cells, and activate the expression of the gene at when to re-implant the cells in the recipient organism.
  • the invention also relates to a method of therapeutic treatment in which cells previously modified and differentiated in vitro are implanted in a recipient organism requiring such treatment, integrating a nucleic acid construct which comprises a sequence coding for a recombinase inducible, and a nucleic acid construct of interest and recombinase recognition sequences, and said recipient organism is administered a quantity of inducing agent sufficient to allow expression of the protein of interest.
  • the invention also relates to an in vitro process for the production of recombinant proteins of interest, in which ES cells are cultivated in the genome of which has been integrated a nucleic acid construct as defined above comprising a sequence coding for a recombinant protein of interest, under conditions allowing the expression of said protein of interest, and the protein thus produced is collected.
  • ES used are embryonic stem cells, in the genome of which at least one nucleic acid construct as defined above is cointegrated, comprising a sequence coding for a inducible recombinase and at least one nucleic acid construct comprising sequences for recognizing said recombinase, and a sequence coding for a protein of interest, said cells being cultured in the presence of differentiating agents, the differentiated cells thus obtained then being placed in the presence of an agent inducing said recombinase, so as to allow the expression of said protein of interest.
  • the invention also relates to the development of animal models for studying genes involved in pathology or genes involved in differentiation processes.
  • the invention more particularly relates to a process for obtaining a non-human transgenic animal, in particular useful as a model for the study of genes involved in a pathology, in which a non-human animal is crossed in the genome of which has been integrated at least one nucleotide acid construct as defined above comprising a sequence coding for an inducible recombinase, with a non-human animal in the genome of which a gene of interest is surrounded by two sites recognized by the inducible recombinase, so as to obtain a non-human transgenic animal which, when subjected to an agent inducing said recombinase, undergoes a deletion of said gene of interest.
  • the gene flanked by two sites recognized by inducible recombinase is called the "floxed" gene.
  • the non-human animal has a wild phenotype, which suggests that the "floxed” gene is functional, the sites recognized by the inducible recombinase being introduced so as to do not disturb its operation. Part of the animals from this cross have in their genome the two genetic modifications previously mentioned.
  • the floxed gene can then be destroyed by inducing the activity of the recombinase with an inducing agent. The animal thus acquires a mutant phenotype if the destroyed gene has an important function.
  • Non-human transgenic animals such as in particular mice or other animal mentioned above, capable of being obtained by this process, are also included in the invention.
  • FIG. 1 represents a block diagram of the operation of a vector according to the invention designed to overexpress the inducible recombinase Cre-ER T2 : the plasmid pGTEV-Cre-ER T2 .
  • FIG. 2 represents a restriction map of the vector pGTEV-Cre-ER T2 .
  • FIG. 3 A represents a diagram of the vector plGTE2-Aph
  • FIG. 3B represents a diagram of the vector plGTE3
  • FIG. 3C represents a diagram of the vector plGTE4
  • FIG. 3D represents a diagram of the vector pIGTE ⁇ .
  • FIG. 4 represents a restriction map of the vector plGTE2-Aph.
  • FIG. 5 represents a schematic diagram of the functioning of a vector according to the invention designed to inducibly overexpress Aph: the plasmid plGTE2-Aph.
  • FIG. 6 is a photograph of transgenic embryos of 8.5-day-old mice after fertilization. These embryos were obtained in using ES Cre ER T2 cells which have integrated the vector plGTE2-Aph into their genome. Aph activity is detected by histochemical staining. Thus the cells which express Aph are colored brown while the cells which do not express Aph remain white. As can be seen in this figure, the embryos induced in vivo with hydroxy-tamoxifen (right and left) strongly express Aph in all tissues while the negative control (embryo in the center) expresses the Aph only in a few cells.
  • FIGS. 7A and 7B represent diagrams showing the induction of eGFP in the ES-Cre-ER T2 clones, by hydroxy-tamoxifen (OHT).
  • Figure 7A reports the percentage of cells that express eGFP in the presence or absence of hydroxy-tamoxifen, while Figure 7B highlights the level of induction.
  • FIG. 8A is a diagram representing the result of a test for induction of Aph activity in different lines of ES-Cre-ER T2 / plGTE2-Aph mice, in the presence or in the absence of hydroxy-tamoxifen ( OHT).
  • FIG. 8B is a photograph showing an induction of the expression of ⁇ -galactosidase using a conventional expression system in ES cells.
  • FIG. 9 is a set of photographs representing cells of the ES-Cre-ER T2 / plGTE2-Aph lines after histochemical staining to detect ⁇ -galactosidase (FIG. 9A), after histochemical staining to detect Aph activity, in the absence of hydroxy-tamoxifen (FIG. 9B). and after histochemical staining to detect Aph activity in the presence of hydroxy-tamoxifen (FIG. 9C).
  • EXAMPLE 1 Construction of the vector pGTEV-Cre ER T2 The authors of the invention constructed a vector for expression of the Cre ER T2 recombinase inducible by tamoxifen (Feil et al, 1997). This vector does not contain a promoter. Transcription can only be initiated from a cellular promoter located near the integration site. The splice acceptor site (SA) allows correct splicing of the messenger and the formation of a fusion protein when integration has occurred within an intron. The vector also expresses the fusion protein ⁇ -galactosidase-neo r ( ⁇ geo gene). The expression of Cre-ER T2 recombinase is coupled to that of ⁇ -galactosidase through the use of an IRES sequence (internal ribosome entry sequence).
  • IRES sequence internal ribosome entry sequence
  • This pGTEV vector (cf. FIGS. 1 and 2) was constructed as follows: The SA ⁇ geo sequence was amplified by PCR from the ROSA ⁇ geo vector (Friedrich et al, 1991) using the following oligonucleotides 5'AGA ACC AAT GCA TGC TGA TCA GCG AGG TTT A 3 '(SEQ ID n ° 1) and 5' AAG GAA AAA AGG GGG CGC CTA TGG CTC GTA CTC TAT AG 3 '(SEQ ID n ° 2).
  • the 3.7 kilobase (kb) fragment thus amplified was digested with the enzymes Spe I and Nsi I and then introduced by cohesive ligation into the CMV lres-Cre-ER T2 vector previously digested with the same enzymes.
  • the CMV lres-Cre-ER T2 vector was obtained by inserting the Cre ER T2 cassette from the pCre-ER T2 vector (Feil et al, 1997) digested with EcoR I. The ends of the fragment thus obtained were made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the fragment was ligated into the vector plresNeo (Clontech catalog reference 6060-1) digested with Sma I and Xbal and the ends of which were also made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the vector pGTEV is thus obtained.
  • the ES cells are subjected to a treatment with trypsin and then rinsed twice in GMEM medium. They are finally resuspended in GMEM at a concentration of 6.25 x 10 6 cells / ml.
  • 40 ⁇ g of plasmid are digested with Sspl then added in an electroporation cuvette (Biorad) to 0.8 ml of the solution of ES cells.
  • the cells are then subjected to electroporation at a voltage of 250V for a capacity of 500 ⁇ F. After electroporation, the cells are placed on feeder cells previously irradiated. 48 hours after electroporation, the cells are put in the presence of antibiotic G418.
  • the authors of the invention fabricated a library of 110 ES cell lines, each element of the library being characterized by a specific integration site of the vector PGTEV-Cre ER T2 .
  • the level of expression as well as the expression domains of the Cre-ER T2 recombinase therefore vary for each line as a function of the integration site of the vector.
  • the authors of the invention selected lines characterized by a very high level of expression of the recombinase, so that its activity is easily induced by hydroxy-tamoxifen.
  • the authors of the invention have defined three criteria making it possible to select the a priori most efficient lines: 1) the level of expression of the Cre-ER T2 recombinase must be very high, both in ES cells and in differentiated cells (differentiation induced in vitro by formation of embryoid bodies). The level of expression of the recombinase was evaluated according to the level of expression of ⁇ -galactosidase (histochemical staining).
  • the activity of the Cre-ER T2 recombinase must be zero in the absence of hydroxy-tamoxifen (absence of background noise) and rapidly induced when hydroxy-tamoxifen is added to the culture medium.
  • a reporter vector for the activity of the Cre-ER T2 recombinase was constructed.
  • This vector comprises, from upstream to downstream, (1) a CAAG promoter which is a very powerful promoter functioning in ES cells, (2) a gene for resistance to hygromycin and a polyadenylation signal (polyA) making it possible to stop transcription, the assembly formed by the resistance gene and the polyA sequence being surrounded by loxP sequences, (3) a sequence coding for alcohol dehydrogenase (ADH), which confers a gray color on the cells after histochemical staining, and, finally, (4) a polyA sequence.
  • a CAAG promoter which is a very powerful promoter functioning in ES cells
  • polyA polyadenylation signal
  • the vector pCAAG-loxP-STOP-loxP-ADH was constructed as follows: The vector pPHCAAG-BstXI (Niwa et al, 1991) was digested with the enzymes Sal I and Xhol. The 4 Kilo base fragment thus obtained corresponds to the pCAAG promoter. This fragment was introduced by cohesive ligation into the vector pBSK previously digested with Sal I. The new vector obtained is named pBSK pCAGG. The vector pT102 was digested with the Hind III-Not I enzymes.
  • the fragment thus obtained corresponds to a loxP-STOP-loxP cassette which was introduced by cohesive ligation into the pBSK vector pCAAG itself digested by the Hind III-Not enzymes. I.
  • the new vector obtained is called pCAAG loxP-STOP-loxP.
  • the vector pRc / CMV-ADH (Gautier et al, 1996) was digested with the enzyme BamHI. The ends of the fragment thus obtained were made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the fragment was ligated into the vector ICA loxP-STOP-loxP digested with Not I, the ends of which were also made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the vector pCAAG-loxP-STOP-loxP-ADH is thus obtained.
  • the alcohol dehydrogenase ADH reporter gene only works if the Cre-ER T2 recombinase is active because a transcription stop signal framed by two loxP sites prevents its transcription. Activation of the recombinase by hydroxy-tarnoxifene must make the transcription stop signal disappear by excision at the loxP sites to allow expression of the ADH reporter gene. The authors of the invention were thus able to select the lines meeting the two criteria defined above (zero recombinase activity in the absence of hydroxy-tamoxifen, maximum activity in the presence of hydroxy-tamoxifen). 3) the expression of the Cre-ER T2 recombinase must be preserved after differentiation in vivo in developing embryos.
  • ES cell lines that met the first two criteria were injected into recipient embryos at the blastocyst stage (Hogan et al, 1994).
  • the chimeric embryos thus obtained were reimplanted in the uterus of a carrier mouse, then dissected at different stages of development in order to determine the domains of expression of ⁇ -galactosidase.
  • the ubiquitous or tissue character of the expression of the recombinase could thus be defined.
  • ES-Cre-ER T2 lines called ES-Cre-ER T2 were able to be isolated thanks to the use of a new type of vector, pGTEV-Cre ER T2 which allows expression of the transgene at a very high level and with remarkable stability. It should be noted here that the expression plasmids usually used to overexpress genes (plasmids using powerful viral promoters) do not allow such efficiency to be obtained in ES cells.
  • EXAMPLE 4 EXAMPLE 4:
  • ES-Cre-ER T2 cells One of the uses of ES-Cre-ER T2 cells is the manufacture of an inducible expression system for transgenes in these cells.
  • plGTE2-Aph cf. fig. 3A and fig. 4
  • the gene can only be expressed if the vector is integrated near a strong cellular promoter.
  • its transcription is blocked by a loxP-STOP-loxP cassette which stops the synthesis of mRNA.
  • the Cre-ER 12 recombinase is activated, the loxP-STOP-loxP cassette is excised and the Aph gene can be expressed.
  • the authors of the invention isolated ES-Cre-ER T2 cell subclones also containing a copy of this vector plGTE2-Aph integrated into their genome. These subclones were placed in the presence of hydroxy-tamoxifen (OHT), 1 ⁇ M, to induce the expression of Aph. After 48 hours, the activity of Aph was measured following the Biolabs protocol (Ref 172-1063).
  • FIG. 9A represents an ES-Cre-ER T2 / plGTE2-Aph line after histochemical staining to detect the ⁇ -galactosidase activity. The blue color comes from this activity. We can notice that all the cells are very dark, which indicates a very strong ⁇ -galactosidase activity and therefore a strong expression of Cre-ER T2 .
  • FIG. 9B represents an ES-Cre-ER T2 / plGTE2-Aph line cultivated in the absence of hydroxy-tamoxifen. After histochemical staining to detect alkaline phosphatase (Aph) activity, no cell shows a black coloration characteristic of Aph activity. There is therefore no induction of expression of Aph in the absence of hydroxy-tamoxifen or one of its derivatives.
  • FIG. 9C represents an ES-Cre-ER T2 / plGTE2-Aph line cultured in the presence of 1 ⁇ M of hydroxy-tamoxifen for 48 hours. After histochemical staining to detect alkaline phosphatase (Aph) activity, 100% of the cells show a black coloration characteristic of an Aph activity. There is therefore induction of the expression of Aph in all cells in the presence of an inducer.
  • Aph alkaline phosphatase
  • the authors of the invention then constructed vectors inducible by Cre-ER T2 whose operation is based on that of plGTE2-Aph.
  • these vectors designated plGTE3, plGTE4 and plGTE ⁇ (cf. FIG. 3B to 3D), were designed to inducibly overexpress other proteins of interest than Aph.
  • the authors inserted into these vectors the sequences coding for cyclin D1 (plGTE4-D1), cyclin D2 (plGTE4-D2), proliferation inhibitors p18 ink4c (plGTE4-p18 ink4c ) and p21 c ⁇ pi (piGjE4_p2i C
  • ES-Cre ER T2 cells After electroporation, the authors isolated subclones of ES-Cre ER T2 cells which had incorporated at least one copy of one of the vectors mentioned above. The authors thus established ES cell lines capable of inducibly overexpressing cyclin D1, cyclin D2, p18 ink4c , or p21 cip1 .
  • the vector pIGTE 2 Aph was constructed as follows: The vector ROSA ⁇ Geo (Friedrich et al, 1991) was digested with the enzymes Spe I and Hind III. The 300 bp fragment thus obtained corresponds to the splice acceptor site. This fragment was inserted by cohesive ligation into the CMV vector lres-Cre-ER T2 digested with Spe I and Hind III. The new vector thus obtained is called pSA.
  • the vector pT102 was digested with the enzymes EcoR I and BSTE II and then religated on itself. This operation made it possible to eliminate the PGK TK fragment from the PT102.
  • the new vector thus obtained is called pT102-TK.
  • This vector was digested with the enzyme NdeI.
  • the fragment obtained corresponds to a loxP-PGK Neo PolyA PolyA-loxP cassette. The ends of this fragment were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the fragment was then ligated into the vector pSA digested with the enzymes EcoR I and Xho 1 and the ends of which were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the new vector thus obtained is called pSA loxP-STOP-loxP.
  • the vector pHygEGFP (Clontech catalog reference 6014-1) was digested with the enzyme BamH I.
  • the 2 Kb fragment thus obtained corresponds to the sequence coding for the fusion protein HYGROeGFP.
  • the ends of this fragment were made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the fragment was then ligated into the vector pSA loxP-STOP-loxP digested with the enzymes Apa I and Nco I and the ends of which were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the new vector thus obtained is called plGTE2.
  • the vector PHW3 (Torrent et al, 1996) was digested with the enzymes Sal I and Spe I. The fragment thus obtained corresponds to the sequence 1st Aph.
  • the vector plresHyg Ires Aph was digested with the enzymes Bgl II and Xho I.
  • the fragment thus obtained corresponds to the sequence Ires Aph polyA.
  • the ends of this fragment were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the fragment was then ligated into the vector plGTE2 digested with the enzyme Xba I and the ends of which were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the new vector thus obtained was called pIGTE 2 Aph.
  • the vector plGTE3 was constructed as follows:
  • the vector pEGFP-N1 (Clontech catalog reference 6085-1) was digested with the enzymes BamH I and Not I.
  • the 1 kb fragment thus obtained corresponds to the sequence coding for the protein eGFP .
  • the ends of this fragment were made blunt using T4 DNA polymerase.
  • the fragment was then ligated into the PlresHyg vector digested with the enzymes BstX I
  • the new vector thus obtained is called pEGFP Ires HYGRO.
  • the pEGFP Ires HYGRO vector has been digested by enzymes
  • the 3 kb fragment thus obtained corresponds to the EGFP Ires HYGRO sequence. The ends of this fragment were made blunt using T4 DNA polymerase. The fragment was then ligated into the vector pSA loxP-STOP-loxP digested with the enzymes Apa I and Nco I and the ends of which were made blunt by T4 DNA polymerase. The new vector thus obtained is called plGTE3.
  • the vector plGTE4 was constructed as follows: The vector pSA loxP-STOP-loxP was digested with the enzymes Xho I and Spe I. The fragment thus obtained corresponds to the sequence SA loxP.
  • the vector pSA loxP-STOP-loxP was digested with the enzyme cla I.
  • the fragment thus obtained corresponds to the polyApolyA-loxP sequence.
  • the ends of this fragment were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the fragment was then inserted by ligation into the vector pSA HYGRO Ires Aph digested with the enzyme Xho I, the ends of which were made blunt by T4 DNA polymerase.
  • the new vector thus obtained is called pIGTE 4.
  • the ES-Cre-ER T2 cell lines having integrated into their genome the vector plGTE2-Aph were used to make transgenic mice, by injection into blastocysts according to the protocol of Hogan et al, 1994.
  • ES-Cre- cells ER T2 / plGTE-Aph were aggregated to host embryos at the morula stage (Hogan et al, 1994, Manipulating The Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory Press). The chimeric embryos thus obtained were reimplanted in a recipient mouse.
  • the expression of Aph was then induced by an intraperitoneal injection of hydroxy-tamoxifen (1 mg) at 6.5 days dpc (day post coitum). After dissection at 8.5 dpc days, the Aph activity was detected by histochemical staining.
  • the cells which express Aph are colored brown while the cells which do not express Aph remain white.
  • Cre ER T2 transgenic mice Use of the Cre ER T2 transgenic mice according to the invention in an inducible gene invalidation system.
  • mice obtained in Example 5 are crossed with mice carrying a gene flanked by two loxP sites (“floxed” gene).
  • the floxed gene is functional because the loxP sites have been introduced so as not to disturb its functioning.
  • the "floxed” mouse has a wild phenotype.
  • 12.5% of the animals inherited the two alleles from the "floxed” gene and from the Cre ER T2 recombinase gene. This process allows the disappearance of a gene at any stage in the development of the mouse. Hydroxy-tamoxifen is then injected intraperitoneally, in order to activate the recombinase and induce the deletion of the gene.
  • the deletion of the Rb-1 gene is involved in the appearance of several types of cancer with a strong hereditary component, in particular retinoblastomas.
  • the mutation of an allele of the Rb-1 gene increases the frequency of tumors only very slightly.
  • the mutation of the two alleles is however lethal from the first embryonic stages. Thanks to the mice expressing the Cre-ER T2 recombinase, it is possible to induce the conditional inactivation of the two alleles of the Rb-1 gene in postnatal mice and to study the appearance of tumors in the various tissues.
  • Other genes coding for tumor suppressor factors can be deactivated according to this protocol: the APC gene involved in colon cancer, the BRCA1 gene involved in breast and ovarian cancer. 6.3.
  • the p48 gene codes for a transcription factor necessary for the differentiation and functioning of the exocrine pancreas. Inactivation of the p48 gene interrupts embryonic development. Thanks to the mice expressing the Cre-ER T2 recombinase, it is possible to induce the conditional inactivation of the two alleles of the p48 gene in adult mice, thereby inducing pancreatic degeneration. These mice then constitute a model of acute pancreatitis.
  • the activity of the genes coding for the transcription factors pdx-1 and p48 seems to be necessary and sufficient for the induction of differentiation of the endoderm into pancreatic cells of the ⁇ type. However, the constitutive overexpression of these genes in ES cells is not tolerated by the cell.
  • the authors of the invention proposed to introduce them in an "extinct" configuration in Cre-ER T2 cells, to induce differentiation in endoderm cells, then to activate the expression of the pdx-1 and p48 genes. to promote pancreatic differentiation in vitro.
  • ES-Cre-ER T2 cell lines obtained in Example 4 comprising, as transgenes of interest whose expression is inducible by the Cre-ER T2 recombinase, the pdx-1 and p48 genes are therefore subjected to differentiation , according to a protocol reported by J Odorico et al, Pancreatic gege expression in differentiating embryonic stem cell. Poster 324. Keystone symposia. Stem cells, asymmetry division and celi fate. January 17-22, 2000, Keystone Colorado USA.
  • the embryonic stem cells are cultured in suspension in the presence of 5% of C0 2 in a GMEM culture medium (minimum essential medium with modification of Glasgow) containing only 10% of serum of fetal calf. These culture conditions induce the differentiation of ES cells into embryoid bodies. After 7 days, the embryoid bodies thus obtained are put to adhere and then cultivated for 15 days, always in the same culture medium. Part of the cells thus differentiated express specific markers of the pancreatic cells such as pdx-1, insulin I, insulin II, glucagon, or ⁇ -amylase.

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Abstract

Cette invention concerne une construction d'acide nucléique exempte de promoteur, comprenant une séquence de sélection et une séquence codant pour une protéine d'intérêt distincte de la séquence de sélection, ladite séquence codante étant précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, ainsi que les utilisations de cette construction dans les domaines de la biologie et de la médecine.

Description

Construction d'acide nucléique utile pour l'expression de transgènes notamment dans les cellules souches embryonnaires.
L'invention a trait à une construction d'acide nucléique utile pour l'expression de transgènes notamment dans les cellules souches embryonnaires.
La culture de cellules souches embryonnaires (aussi appelées cellules ES) a ouvert la voie à de nombreuses applications dans le domaine de la biologie et de la médecine : transplantations cellulaires ou tissulaires dans le cadre d'une médecine dite "régénérative", obtention de modèles animaux à partir de ces cellules pour l'étude de pathologies et la mise au point de médicaments, etc.
Ces cellules peuvent être génétiquement modifiées in vitro puis réimplantées dans un embryon receveur afin d'obtenir un animal transgénique. En particulier, des gènes peuvent être mutés ou délétés par recombinaison homologue. Toutefois, l'inactivation d'un gène, s'il est essentiel pour le développement de l'embryon, provoquera le plus souvent l'arrêt de ce développement. Pour pallier ces problèmes, des systèmes de recombinaison inductibles ont été mis au point. Feil et al (1996) et Zhang et al (1996) ont en particulier proposé d'utiliser un vecteur comprenant la séquence de la recombinase Cre fusionnée à un domaine de liaison aux oestrogènes muté de manière à se lier uniquement au tamoxifène, l'ensemble étant sous le contrôle d'un promoteur fort (promoteur CMV). Cependant, les résultats obtenus par Zhang et al sont décevants, à la fois en terme de bruit de fond et de pourcentage d'induction. Ainsi, l'induction de la recombinase survient dans moins de 60% des cellules alors que le bruit de fond augmente constamment au cours du temps. Après 8 semaines de culture toutes les cellules sont induites en absence d'inducteur.
Les informations fonctionnelles apportées par l'invalidation génique sont parfois complétées par une autre technique qui consiste, à l'inverse, à surexprimer un gène, Cette stratégie expérimentale est généralement mise en œuvre par l'obtention d'animaux (comme des souris) transgéniques, grâce à la microinjection d'un plasmide d'expression dans les ovocytes. Cependant, comme dans le cas de l'invalidation génique, l'obtention d'un animal transgénique pour un gène donné nécessite que son expression reste compatible avec un développement embryonnaire harmonieux.
Dans le cas contraire, le développement des embryons transgéniques est interrompu. Plusieurs stratégies expérimentales utilisant soit des promoteurs dont les activités sont spécifiques de tissus ou d'organes, soit des systèmes d'expression inductible (système inductible par le zinc, par la tetracycline ou par la doxicycline), ont été développés. Mais la mise en œuvre de ces systèmes d'expression inductible est lourde compte tenu de la faible efficacité de fabrication des animaux transgéniques par la technique de microinjection d'ADN dans l'ovocyte. En outre, l'intégration "au hasard" des transgènes dans le génome de l'ovocyte compromet souvent leur expression selon les critères exigés par l'expérimentateur.
Parallèlement, une approche qualifiée de "piège à promoteur" ("promoter trap") avait été envisagée pour identifier et muter des gènes du développement chez la souris (Friedrich et Soriano, 1991 ).
Selon cette approche, l'expression d'un gène rapporteur était initiée à l'aide d'un promoteur endogène, le gène rapporteur lui-même n'ayant pas son propre promoteur. Cette approche a été reprise par exemple dans le brevet US 5,922,601 ou la demande de brevet WO 98/14 614, toujours pour identifier et muter des gènes présents dans le génome des cellules.
Par ailleurs, à titre incident, un vecteur exempt de promoteur, destiné à l'expression de transactivateur dépendant de la tetracycline tTA, a été décrit par Bôger et Gruss, 1999.
Les auteurs de la présente invention ont maintenant mis au point un système d'expression qui résout l'ensemble des problèmes évoqués ci- dessus.
L'invention a plus précisément pour objet une construction d'acide nucléique avec au moins deux séquences codantes, l'une de sélection, l'autre qui code pour une protéine d'intérêt. Cette construction comprend : i) un site accepteur d'épissage en position 5', ii) une séquence de sélection, éventuellement précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, iii) une séquence codant pour une protéine d'intérêt distincte de la séquence de sélection, ladite séquence codante étant précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, iv) une séquence de terminaison de la transcription en position 3', ladite construction étant exempte de tout promoteur de la transcription de ladite séquence de sélection ou de ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt, étant en outre entendu que ladite protéine d'intérêt n'est pas la protéine transactivatrice tTA.
Par "construction d'acide nucléique", on entend notamment un acide nucléique tel qu'ADN ou ARN, linéaire ou circulaire.
La construction d'acide nucléique de l'invention peut comprendre d'amont en aval, le site accepteur d'épissage, la séquence de sélection, éventuellement précédée par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, la séquence codant pour une protéine d'intérêt, précédée par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, et la séquence de terminaison de la transcription. Ce type de construction est préféré.
De manière alternative, la construction d'acide nucléique de l'invention peut toutefois comprendre, d'amont en aval, le site accepteur d'épissage, la séquence codant pour une protéine d'intérêt, précédée par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, la séquence de sélection, préférentiellement précédée par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, et la séquence de terminaison de la transcription.
Par "séquence permettant la traduction par les πbosomes", on entend par exemple une séquence IRES (site interne d'entrée des ribosomes, ou "internai ribosomal entry site"). Il peut s'agir notamment d'une séquence
IRES de mammifère, comme le site interne d'entrée des ribosomes du gène codant pour la protéine GRP79, également dénommée Bip, qui fixe la chaîne lourde des immunoglobulines. On peut également utiliser une séquence IRES de picornavirus, telle que la séquence IRES du virus de l'encéphalomyocardite (EMCV), (Jackson et al, 1990 ; Kaminski et al, 1990), de préférence les nucléotides 163 à 746 de cette séquence, du poliovirus, de préférence les nucléotides 18 à 640, ou du virus de la fièvre aphteuse ("foot and mouth disease virus" ou FMDV), de préférence les nucléotides 369 à 804. On peut également utiliser des IRES issus de rétrovirus comme le virus Moloney de souris (MoMLV).
On peut par ailleurs utiliser toutes séquences permettant la traduction de plusieurs protéines à partir d'un ARNm unique dont la transcription est initiée par un seul promoteur. Par exemple, ces séquences peuvent simplement permettre la continuité de la lecture des ribosomes entre deux cistrons codant pour deux protéines distinctes.
Par "séquence de sélection", on entend une séquence qui permet de trier entre les cellules qui auront intégré la construction d'acide nucléique de l'invention et celles chez qui la transfection aura échoué.
Ces séquences de sélection peuvent être "positives" ou "négatives" et dominantes ou récessives. Une séquence de sélection "positive" se réfère à un gène codant pour un produit qui permet seulement aux cellules qui portent ce gène de survivre et/ou se multiplier dans certaines conditions. Parmi ces séquences de sélection "positives", on peut citer notamment les séquences de gènes de résistance à un antibiotique, comme par exemple la néomycine (neor), l'hygromycine, la puromycine, la zéoycine, la blasticidine ou la phléomycine. Une autre séquence de sélection possible est l'hypoxanthine phosphoribosyl transférase (HPRT). Les cellules qui portent le gène HPRT peuvent pousser sur un milieu HAT (contenant aminoptérine, hypoxanthine et thymidine), alors que les cellules HPRT-négatives meurent sur le milieu HAT.
A l'inverse, une séquence de sélection "négative" se réfère à un gène codant pour un produit qui peut être induit pour tuer de manière sélective les cellules qui portent le gène. Des exemples non limitatifs de ce type de séquences de sélection incluent la thymidine kinase du virus de l'herpès simplex (HSV-tk) et HPRT. Les cellules qui portent le gène HSV-tk sont tuées en présence de gancyclovir ou de FIAU (1 (1 ,2-désoxy-2-fluoro-β-D- rabinofuranosyl)-5-iodouracile). Les cellules qui portent le gène HPRT peuvent être tuées sélectivement par de la 6-thioguanine (6TG).
D'autres exemples de séquences de sélection "positives" ou "négatives" sont bien connus de l'homme du métier.
De manière avantageuse, la construction d'acide nucléique de l'invention peut comprendre également une séquence de détection.
Par "séquence de détection", on entend une séquence codant pour une protéine détectable, utile comme marqueur pour évaluer facilement le niveau d'expression de la protéine d'intérêt. On parle également dans ce cas de "gène rapporteur". Il peut par exemple s'agir d'une séquence codant pour une enzyme comme la β-galactosidase (β-GAL), l'alcool déshydrogénase (ADH), la phosphatase alcaline telle que la Phosphatase Alcaline humaine (Aph), la protéine fluorescente verte (GFP), et la chloramphenicol acétyltransférase (CAT), la luciférase, ou tout autre marqueur détectable bien connu de l'homme du métier.
De manière préférentielle, ladite séquence de détection peut être couplée à la séquence de sélection. Ce couplage peut être effectué par le biais d'une séquence permettant la traduction par les ribosomes, telle que définie précédemment, ou par fusion entre la séquence de détection et la séquence de sélection. On peut en particulier utiliser l'élément βgeo qui code pour la protéine de fusion β-galactosidase-neor (Friedrich et Soriano, 1991).
Par "séquence de terminaison de la transcription", on entend toute séquence qui permet d'arrêter la transcription, notamment un site STOP contenu dans une séquence de polyadénylation (polyA). Il peut s'agir d'une polyA provenant de virus, en particulier la polyA du "Simian Virus 40" (SV 40), ou d'une polyA provenant d'un gène eukaryote, en particulier la polyA du gène codant pour la Phosphoglycérate Kinase (pgk-1), ou de la polyA du gène codant pour la globine β de lapin.
Selon un premier mode de réalisation de l'invention, ladite protéine d'intérêt peut être une recombinase inductible. De manière préférentielle, on peut utiliser la recombinase Cre du bactériophase P1 (Abremski et al, 1983), ou par exemple la recombinase Flp de levure (Logie et al, 1995). Ces recombinases sont modifiées ou liées de manière opérante (en particulier par fusion) à une séquence leur apportant la propriété d'induction. On peut ainsi utiliser une recombinase fusionnée au domaine de fixation du ligand du récepteur aux œstrogènes (ER), lequel a été préalablement muté pour ne plus fixer les œstrogènes endogènes. En revanche, il peut être activé par le tamoxifène ou par l'un de ses analogues
(Feil et al, 1996). On peut également utiliser une recombinase fusionnée à d'autres domaines comme le domaine de fixation du ligand du récepteur à la progestérone (PR) (Kellendonk et al, 1996) ou le domaine de fixation du ligand du récepteur aux glucocorticoïdes (GR) (Brocard et al, 1998). Ces domaines sont préalablement mutés pour ne plus être activés par leur ligand naturel mais uniquement par des molécules synthétiques comme le dexamethasone ou le RU486 .
De manière avantageuse, on peut utiliser la séquence Cre ERT2 (Feil et al, 1997) qui est une séquence codant pour une protéine dont l'activité recombinase est très facilement inductible par le tamoxifène ou par ses analogues. Plus particulièrement, la présente invention fournit une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment, comprenant, d'amont en aval : i) un site accepteur d'épissage, ii) une séquence de sélection de résistance à la néomycine, précédée en amont d'une séquence de détection, codant pour la β-galactosidase, l'ensemble étant désigné β-geo, iii) une séquence Cre-ERT2, précédée en amont par une séquence
1RES permettant sa traduction par les ribosomes, iv) au moins une séquence polyA contenant au moins un site STOP, de terminaison de la transcription.
Selon un deuxième mode de réalisation de l'invention, ladite protéine d'intérêt peut être une protéine d'intérêt thérapeutique ou un facteur de différenciation. On peut notamment citer comme protéine d'intérêt les protéines du sang, des hormones, des facteurs de croissance, des cytokines, des neurotransmetteurs, des enzymes, des anticorps, des facteurs impliqués dans la réparation de l'ADN, des protéines de structure de l'ADN, des facteurs de transcription, des co-activateurs ou des co-répresseurs de la transcription, des protéines du système HLA, des protéines du système immunitaire, des récepteurs membranaires, des protéines impliquées dans la division cellulaire, des oncogènes, des suppresseurs de tumeur, des récepteurs d'hormone, des facteurs impliqués dans la mort cellulaire programmée, des protéines intervenant dans la migration cellulaire, des protéines du cytosquelette, des protéines virales, des protéines provenant d'organisme prokaryote, etc.
Selon un troisième mode de réalisation de l'invention, on peut remplacer ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt par une séquence antisens, de manière à bloquer la traduction d'une protéine d'intérêt.
L'invention a également pour objet une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment, dans laquelle des séquences de reconnaissance d'une recombinase, telles que les séquences LoxP, encadrent la cassette formée par ladite séquence de sélection, éventuellement précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, et suivie en aval par au moins une séquence supplémentaire de terminaison de la transcription, ladite cassette étant placée en amont de ladite séquence codant pour la protéine d'intérêt.
Dans ce cas, ladite protéine d'intérêt peut être une protéine marqueur détectable (utile dans le cadre de protocoles de recherches), ou de manière avantageuse, une protéine d'intérêt thérapeutique ou un facteur de différenciation.
Une séquence de détection, codant pour une protéine marqueur détectable, et éventuellement précédée par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, peut être alors insérée dans ladite cassette.
Cette séquence de détection, comme la séquence de sélection, n'est sous le contrôle d'aucun promoteur dans la construction d'acide nucléique de l'invention. Un objet de l'invention concerne plus particulièrement une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment, comprenant d'amont en aval : i) un site accepteur d'épissage, ii) une cassette formée d'amont en aval par éventuellement une séquence, telle qu'une séquence IRES, permettant la traduction par les ribosomes de la séquence de sélection qui suit, une séquence de sélection, telle qu'une séquence de résistance à l'hygromycine, éventuellement une séquence codant pour une protéine marqueur détectable, telle qu'une séquence codant pour la phosphatase alcaline humaine (Aph), précédée par une séquence, permettant sa traduction par les ribosomes, - une séquence de terminaison de la transcription, comprenant plusieurs sites STOP dans plusieurs polyA, ladite cassette étant encadrée par des séquences LoxP, iii) une séquence codant pour une protéine d'intérêt, ladite séquence codante étant précédée en amont par une séquence, telle qu'une séquence IRES, permettant sa traduction par les ribosomes, iv) une séquence de terminaison de la transcription.
L'invention a également pour objet un vecteur dans lequel est insérée une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment. II peut s'agir d'un vecteur plasmidique d'origine bactérienne ou d'un vecteur viral recombinant, tel qu'un vecteur d'adénovirus ou de rétrovirus modifié comme le vecteur ROSA β GEO (Friedrich et al, 1991). De manière avantageuse, on peut utiliser le plasmide bactérien pBSK ou le plasmide bactérien plresHyg (Clontech référence 6061 ).
L'invention a également pour objet une cellule hôte dans laquelle au moins un tel vecteur a été transféré de manière stable. Le terme "cellule hôte" comprend toute cellule de mammifère ou autre cellule eucaryote, en culture ou in vivo, en tant que partie d'un organisme, ladite cellule pouvant être préalablement fusionnée ou génétiquement modifiée. Il peut s'agir par exemple de cellules ES ("embryonic stem cells"), de lignées de cellules EG ("embryonic germ cells"), de lignées de cellules souches de tétracarcinomes comme les cellules F9, de lignées de fibroblastes immortalisés comme les NIH 3T3, de lignées de cellules lymphoblastiques comme les cellules Jurkat, etc
Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, on transfert dans la cellule hôte au moins une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible, et au moins une construction d'acide nucléique comprenant des séquences de reconnaissance de ladite recombinase et une séquence codant pour une protéine d'intérêt, de manière à ce que ces deux constructions soient cointégrées dans le génome de ladite cellule.
Le transfert du vecteur dans la cellule hôte peut être réalisé au moyen des techniques standard connues de l'homme du métier, par exemple par électroporation, précipitation au phosphate de calcium (Sambrook et al, 1989), ou lipofection.
De manière générale, le vecteur nucléotidique de l'invention peut être libéré sous forme nue, c'est-à-dire exempt de tout agent facilitant la transfection ou bien en association avec un tel agent, qu'il s'agisse par exemple d'un agent chimique qui modifie la perméabilité cellulaire (tel que la bupivacaïne), de liposomes, de lipides cationiques ou de microparticules par exemple d'or, de silice ou de tungstène.
Le mode de transfert choisi dépend principalement de la cellule hôte, comme cela est bien connu de l'homme du métier.
Plus particulièrement la présente invention vise le cas où la cellule hôte est une cellule souche, de manière préférentielle une cellule souche embryonnaire (cellule ES). Les cellules ES sont des cellules obtenues à partir de la masse cellulaire composant un embryon au stade blastocyste. Elles sont capables de se différencier dans tous les types cellulaires d'un organisme adulte, notamment en cellules germinales. Ces cellules peuvent être cultivées de manière à développer des populations cellulaires qui soient totipotentes, c'est- à-dire capables de donner tous les types de cellules différenciées possibles, ou pluripotentes, c'est-à-dire capables de donner certains types de lignées cellulaires (cellules hématopo'i'étiques notamment), ou qui soient différenciées ou en voie de différenciation, selon les conditions de culture choisies (Fraichard et al, 1995 ; Takahashi et al, 2000 ; Reubinoff et al, 2000).
Les cellules ES de l'invention peuvent être des cellules humaines ou provenir d'un animal non humain, de préférence un mammifère.
L'invention a également pour objet une banque de lignées de cellules obtenues à partir des cellules hôtes telles que définies précédemment, dans le génome desquelles le ou lesdits vecteurs tels que définis précédemment se sont intégrés de manière fonctionnelle.
En particulier, les auteurs de l'invention ont développé une banque de lignées de cellules ES ayant intégré de manière fonctionnelle dans leur génome un vecteur tel que décrit précédemment permettant l'expression d'une recombinase Cre inductible par le tamoxifène, telle que la Cre-ERT2. Ils ont sélectionné les lignées de cellules ES caractérisées par trois critères :
- Chacune de ces lignées possède un niveau d'expression très élevé de la recombinase inductible. - Aucune activité recombinase n'est détectable dans ces lignées en absence de tamoxifène ou de l'un de ses dérivés. Par contre l'activité recombinase de la Cre est facilement induite par le tamoxifène ou de l'un de ses dérivés.
- L'expression de la recombinase inductible est stable au cours du développement embryonnaire, mais elle peut être soit ubiquitaire soit tissu spécifique.
Les cellules ainsi caractérisées sont utilisées pour construire de nouvelles banques de lignées de cellules ES dans le génome desquelles est intégré un second vecteur tel que décrit précédemment permettant l'expression d'une protéine d'intérêt par la recombinase Cre inductible.
Les cellules ES issues de ces différentes banques, et donc porteuses des constructions d'acide nucléique de l'invention, peuvent être utilisées pour obtenir des animaux modifiés génétiquement (également appelés animaux transgéniques). Les techniques classiquement utilisées pour obtenir des animaux transgéniques à partir des cellules ES sont la technique d'injection dans le blastocyste et la technique d'agrégation (Hogan et al, 1994, Manipulating The Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory Press). Ces techniques consistent soit à injecter les cellules ES dans un embryon receveur au stade blastocyste (technique d'injection dans le blastocyste) soit à agréger les cellules ES avec un embryon receveur au stade morula (technique de l'agrégation). Les embryons chimères obtenus sont réimplantés dans l'utérus d'une femelle porteuse. Les animaux chimères obtenus sont constitués d'un mélange de cellules sauvages et de cellules portant la modification génétique. Pour obtenir des animaux transgéniques, il convient alors de croiser les souris chimères avec des souris sauvages. La fécondation se produit soit avec une cellule sauvage, soit avec une cellule modifiée génétiquement.
Ainsi, l'invention fournit des moyens pour générer des animaux transgéniques capables de surexprimer de manière inductible ou non une protéine d'intérêt. L'utilisation des vecteurs d'acide nucléique tels que décrits précédemment dans les cellules ES présente en outre de nombreux avantages par rapport à la technique de micro-injection d'ADN dans l'ovocyte.
Avec la technique de micro-injection dans l'ovocyte, l'insertion du transgène dans le génome receveur se fait au hasard et sans aucun moyen de sélection. Ainsi son expression est influencée, en général négativement, par l'environnement chromosomique du site d'insertion. Cette influence négative se traduit souvent par une extinction de l'expression ou un mosaïsme de cette expression. Dans de nombreux cas, le niveau d'expression du transgène s'avère insuffisant, ou l'activité du promoteur qui contrôle son expression est perturbée par des éléments de régulation endogènes qui en modifient la spécificité tissulaire. Au contraire, l'application du système de l'invention aux cellules ES permet à l'expérimentateur de sélectionner in vitro la lignée de cellule ES qui permet d'obtenir un animal transgénique surexprimant la protéine d'intérêt dans les tissus attendus. La sélection des clones est réalisée a posteriori en fonction du niveau d'expression et des domaines d'expression de la protéine d'intérêt. L'absence de promoteur dans les vecteurs tels que décrits précédemment implique que leur fonctionnement est strictement dépendant du site du génome hôte dans lequel ils s'insèrent. Les vecteurs de l'invention s'approprient les propriétés d'expression naturelle du site dans lequel ils s'intègrent. Cette capacité permet de réduire considérablement tous les problèmes d'extinction d'expression et de mosaïsme qui sont fréquents avec les systèmes d'expression classiquement utilisés comme les promoteurs viraux : promoteur du Cyto-Mégalo Virus (CMV) promoteur du SV40.
Le système de l'invention fournit donc des moyens plus simples et plus économiques pour générer des animaux transgéniques.
La présente invention a donc pour objet des animaux non humains transgéniques susceptibles d'être obtenus à partir d'une cellule ES telle que définie précédemment.
Les animaux transgéniques ainsi générés peuvent être particulièrement utiles pour produire des protéines recombinantes d'intérêt, telles que des protéines d'intérêt thérapeutique citées plus haut. Il est également possible de faire surexprimer par ces animaux des protéines fonctionnellement défectueuses, comme protéines recombinantes d'intérêt. Les animaux transgéniques obtenus sont alors utiles comme modèles expérimentaux de pathologies provoquées par l'expression de ces protéines non fonctionnelles, par exemple des protéines tronquées ou mutées. C'est le cas notamment de la protéine CFTR (cystic fibrosis transmembrane regulator) dont la mutation est à l'origine de la mucoviscidose chez l'être humain. On peut également faire surexprimer par ces animaux certains oncogènes comme les protéines ras, jun, fos ou la β-catenin. De même, on peut exprimer des dominants négatifs de certaines protéines anti -oncogénique comme p53 ou pRb. Les cellules ES incorporant les constructions d'acide nucléique de l'invention peuvent également être mises à profit dans le cadre d'une stratégie de transplantation cellulaire.
Le principe général de cette stratégie repose sur la différenciation in vitro des cellules ES en cellules souches neurales, hématopoïétiques, etc ..., puis l'injection de ces cellules "prédéterminées" dans un animal ou un humain.
On parle également à ce propos de réparation tissulaire (Watt et Hogan,
Science, 2000).
L'invention s'étend donc à un procédé de préparation de cellules différenciées, dans lequel on cultive des cellules ES totipotentes telles que mentionnées précédemment, en présence d'agents de différenciation, et le cas échéant, d'un agent d'induction de recombinase.
Le système d'expression inductible à l'aide d'une recombinase, tel que décrit plus haut, permet plus particulièrement d'induire l'expression contrôlée de gènes dont l'activité est responsable de l'engagement de la cellule souche dans une voie de différenciation spécifique.
Lesdits "agents de différenciation" sont bien connus de l'homme du métier. On peut citer en particulier l'acide rétinoïque (RA) (Renoncourt et al, 1998) , le dimethyl sulfoxyde (DMSO) et l'acide gamma-aminobutyrique (GABA) (Dinsmore et al, 1996).
De même, les conditions de culture des cellules ES sont maintenant bien établies (Dinsmore et al, 1998 ; Dinsmore et al, 1996).
Sont également comprises dans l'invention les cellules susceptibles d'être obtenues par ce procédé. Les cellules différenciées ainsi obtenues peuvent servir de modèle cellulaire pour remplacer l'expérimentation animale. En effet, le procédé décrit précédemment permet de produire une grande quantité de cellules différenciées dans un type cellulaire donné. On peut alors tester facilement la toxicité de molécules à potentiel thérapeutique sur ces cellules au lieu de la tester directement sur l'animal.
L'invention a également pour objet une méthode de traitement thérapeutique dans laquelle on implante dans un organisme receveur nécessitant un tel traitement des cellules préalablement modifiées et différenciées in vitro.
Cette technologie de transplantation cellulaire utilisant des cellules prédéterminées ou des cellules différenciées in vitro à partir des cellules ES rend alors possibles des stratégies de corrections métaboliques très spécifiques. Par exemple, dans le traitement de maladie neuro- dégénératives, la transplantation de cellules neuronales productrices de neuromédiateurs est d'un intérêt clinique évident. Grâce en particulier au système d'expression inductible dans les cellules ES, on peut introduire un gène inactif codant pour un neuro-transmetteur ou stimulant sa synthèse, puis induire la différenciation des cellules ES en cellules neurales, et activer l'expression du gène au moment de réimplanter les cellules dans l'organisme receveur.
De manière générale, l'invention vise également une méthode de traitement thérapeutique dans laquelle on implante dans un organisme receveur nécessitant un tel traitement des cellules préalablement modifiées et différenciées in vitro, intégrant une construction d'acide nucléique qui comporte une séquence codant pour une recombinase inductible, et une construction d'acide nucléique d'intérêt et des séquences de reconnaissance de la recombinase, et on administre audit organisme receveur une quantité d'agent inducteur suffisante pour permettre l'expression de la protéine d'intérêt.
L'invention a également pour objet un procédé in vitro de production de protéines recombinantes d'intérêt, dans lequel on cultive des cellules ES dans le génome desquelles a été intégrée une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment comprenant une séquence codant pour une protéine recombinante d'intérêt, dans des conditions permettant l'expression de ladite protéine d'intérêt, et on recueille la protéine ainsi produite.
Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, les cellules
ES mises en oeuvre sont des cellules souches embryonnaires, dans le génome desquelles on cointègre au moins une construction d'acide nucléique telle que définie précédemment comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible et au moins une construction d'acide nucléique comprenant des séquences de reconnaissance de ladite recombinase, et une séquence codant pour une protéine d'intérêt, lesdites cellules étant cultivées en présence d'agents de différenciations, les cellules différenciées ainsi obtenues étant ensuite mises en présence d'un agent inducteur de ladite recombinase, de manière à permettre l'expression de ladite protéine d'intérêt.
Ce procédé est alors particulièrement avantageux pour produire une protéine in vitro dans le type cellulaire qui la fabrique naturellement. En effet, pour être fonctionnelles, ces molécules requièrent souvent des modifications post-traductionnelles qui ne s'opèrent pas dans les microorganismes habituellement utilisés pour les produire, mais qui sont parfois seulement réalisées dans les types cellulaires qui fabriquent naturellement ces molécules, ce qui est le cas des cellules différenciées ci- dessus.
L'invention concerne également le développement de modèles animaux pour l'étude de gènes impliqués dans une pathologie ou des gènes impliqués dans des processus de différenciation. L'invention a plus particulièrement pour objet un procédé d'obtention d'un animal transgénique non humain notamment utile comme modèle pour l'étude de gènes impliqués dans une pathologie, dans lequel on croise un animal non humain dans le génome duquel a été intégrée au moins une construction d'acide nucléotidique telle que définie précédemment comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible, avec un animal non humain dans le génome duquel un gène d'intérêt est encadré par deux sites reconnus par la recombinase inductible, de manière à obtenir un animal transgénique non humain qui, lorsqu'il est soumis à un agent inducteur de ladite recombinase, subit une délétion dudit gène d'intérêt. Le gène encadré par deux sites reconnus par la recombinase inductible est dénommé gène "floxé". L'animal non humain possède un phénotype sauvage, ce qui laisse penser que le gène "floxé" est fonctionnel, les sites reconnus par la recombinase inductible étant introduits de manière à ne pas perturber son fonctionnement. Une partie des animaux issus de ce croisement possède dans leur génome les deux modifications génétiques précédemment citées. On peut alors détruire le gène floxé en induisant l'activité de la recombinase par un agent inducteur. L'animal acquiert ainsi un phénotype mutant si le gène détruit possède une fonction importante.
Ce procédé de délétion de gène inductible permet de détruire n'importe quel gène à n'importe quel âge de l'animal, ce qui est actuellement impossible avec les techniques existantes.
Les animaux transgéniques non humains, tels que notamment souris ou autre animal cité précédemment, susceptibles d'être obtenus par ce procédé, sont également compris dans l'invention.
Les exemples et figures suivants illustrent l'invention sans en limiter la portée.
LEGENDE DES FIGURES
La figure 1 représente un schéma de principe du fonctionnement d'un vecteur selon l'invention conçu pour surexprimer la recombinase inductible Cre-ERT2 : le plasmide pGTEV-Cre-ERT2.
La figure 2 représente une carte de restriction du vecteur pGTEV- Cre-ERT2.
La figure 3 A représente un schéma du vecteur plGTE2-Aph, la figure 3B représente un schéma du vecteur plGTE3, la figure 3C représente un schéma du vecteur plGTE4, la figure 3D représente un schéma du vecteur pIGTEδ.
La figure 4 représente une carte de restriction du vecteur plGTE2- Aph.
La figure 5 représente une schéma de principe du fonctionnement d'un vecteur selon l'invention conçu pour surexprimer de manière inductible l'Aph : le plasmide plGTE2-Aph.
La figure 6 est une photographie d'embryons transgéniques de souris âgés de 8,5 jours après fécondation. Ces embryons ont été obtenus en utilisant des cellules ES Cre ERT2 ayant intégré dans leur génome le vecteur plGTE2-Aph. L'activité Aph est détectée par coloration histochimique. Ainsi les cellules qui expriment l'Aph sont colorées en marron alors que les cellules qui n'expriment pas l'Aph restent blanches. Comme on peut le voir sur cette figure, les embryons induits in vivo avec de l'hydroxy-tamoxifène (à droite et à gauche) expriment fortement l'Aph dans tous les tissus alors que le témoin négatif (embryon au centre) exprime l'Aph que dans quelques cellules.
Les figures 7A et 7B représentent des diagrammes montrant l'induction de l'eGFP dans les clones ES-Cre-ERT2, par l'hydroxy-tamoxifène (OHT). La figure 7A rapporte le pourcentage de cellules qui expriment l'eGFP en présence ou en absence d'hydroxy-tamoxifène, tandis que la figure 7B met en valeur le niveau d'induction.
La figure 8A est un diagramme représentant le résultat d'un test d'induction de l'activité Aph dans différentes lignées de souris ES-Cre- ERT2/plGTE2-Aph, en présence ou en l'absence d'hydroxy-tamoxifène (OHT). La figure 8B est une photographie présentant une induction de l'expression de la β-galactosidase en utilisant un système classique d'expression dans les cellules ES.
La figure 9 est un ensemble de photographies représentant des cellules des lignées ES-Cre-ERT2/plGTE2-Aph après une coloration histochimique pour détecter la β-galactosidase (figure 9A), après une coloration histochimique pour détecter l'activité Aph, en l'absence d'hydroxy-tamoxifène (figure 9B). et après une coloration histochimique pour détecter l'activité Aph en présence d'hydroxy-tamoxifène (figure 9C).
EXEMPLES :
EXEMPLE 1 : Construction du vecteur.pGTEV-Cre ERT2 Les auteurs de l'invention ont construit un vecteur d'expression de la recombinase Cre ERT2 inductible par le tamoxifène (Feil et al, 1997). Ce vecteur ne comporte pas de promoteur. La transcription ne peut être initiée qu'à partir d'un promoteur cellulaire situé à proximité du site d'intégration. Le site accepteur d'épissage (SA) permet un épissage correct du messager et la formation d'une protéine de fusion lorsque l'intégration s'est produite au sein d'un intron. Le vecteur exprime également la protéine de fusion β-galactosidase-neor (gène βgeo). L'expression de la recombinase Cre-ERT2 est couplée à celle de la β- galactosidase grâce à l'utilisation d'une séquence IRES (séquence interne d'entrée des ribosomes).
Ce vecteur pGTEV (cf figures 1 et 2) a été construit comme suit : La séquence SA β geo a été amplifiée par PCR à partir du vecteur ROSA β geo (Friedrich et al, 1991 ) en utilisant les oligonucléotides suivants 5'AGA ACC AAT GCA TGC TGA TCA GCG AGG TTT A 3' (SEQ ID n° 1 ) et 5' AAG GAA AAA AGG GGG CGC CTA TGG CTC GTA CTC TAT AG 3' (SEQ ID n° 2). Le fragment de 3,7 kilobases (kb) ainsi amplifié a été digéré par les enzymes Spe I et Nsi I puis introduit par ligature cohésive dans le vecteur CMV lres-Cre-ERT2 préalablement digéré par les mêmes enzymes. Le vecteur CMV lres-Cre-ERT2 a été obtenu en insérant la cassette Cre ERT2 provenant du vecteur pCre-ERT2 (Feil et al, 1997) digéré par EcoR I. Les extrémités du fragment ainsi obtenu ont été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. Le fragment a été introduit par ligature dans le vecteur plresNeo (Clontech référence catalogue 6060-1 ) digéré par Sma I et Xbal et dont les extrémités ont également été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. On obtient ainsi le vecteur pGTEV.
EXEMPLE 2 :
Expression de la recombinase Cre-ERT2 dans des cellules ES de souris
2.1 Electroporation des cellules ES :
Les cellules ES sont soumises à un traitement par la trypsine puis rincées deux fois dans du milieu GMEM. Elles sont finalement resuspendues dans du GMEM à une concentration de 6,25 x 106 cellules/ml. Pour une expression stable, 40 μg de plasmide sont digérés par Sspl puis ajoutés dans une cuvette d'électroporation (Biorad) à 0,8 ml de la solution de cellules ES. Les cellules sont ensuite soumises à une électroporation à un voltage de 250V pour une capacité de 500 μF. Après l'électroporation, les cellules sont placées sur des cellules nourricières préalablement irradiées. 48 heures après l'électroporation, les cellules sont mises en présence d'antibiotique G418.
2.2. Evaluation du niveau d'expression de la recombinase : Les cellules ayant intégré le vecteur à proximité d'un promoteur cellulaire actif sont résistantes au G418 et synthétisent la β-galactosidase, ce qui permet de les sélectionner facilement.
La production de la recombinase étant en outre proportionnelle à celle de la β-galactosidase, les auteurs de l'invention ont pu évaluer facilement le niveau d'expression de la recombinase. L'utilisation de ce vecteur permet d'obtenir un niveau d'expression de la β-galactosidase et de la recombinase Cre-ERT2 jamais atteint avec les vecteurs d'expression habituels. Un tel niveau d'expression est nécessaire pour obtenir une activité recombinase élevée en présence de concentration non toxique d'hydroxy-tamoxifène (figures 7A et 7B).
EXEMPLE 3 :
Sélection de lignées de cellules ES-Cre-ERT2
Les auteurs de l'invention ont fabriqué une banque de 110 lignées de cellules ES, chaque élément de la banque étant caractérisé par un site d'intégration spécifique du vecteur PGTEV-Cre ERT2. Le niveau d'expression ainsi que les domaines d'expression de la recombinase Cre-ERT2 varient donc pour chaque lignée en fonction du site d'intégration du vecteur. Dans un premier temps, les auteurs de l'invention ont sélectionné des lignées caractérisées par un niveau d'expression très élevé de la recombinase, afin que son activité soit facilement induite par l'hydroxy-tamoxifène. Pour cela, les auteurs de l'invention ont défini trois critères permettant de sélectionner les lignées a priori les plus performantes : 1) le niveau d'expression de la recombinase Cre-ERT2 doit être très élevé, aussi bien dans les cellules ES que dans les cellules différenciées (différenciation induite in vitro par formation de corps embryoïdes). Le niveau d'expression de la recombinase a été évalué d'après le niveau d'expression de la β-galactosidase (coloration histochimique).
2) l'activité de la recombinase Cre-ERT2 doit être nulle en absence d'hydroxy-tamoxifène (absence de bruit de fond) et rapidement induite lorsque l'hydroxy-tamoxifène est ajouté au milieu de culture. Pour évaluer ce paramètre, un vecteur rapporteur de l'activité de la recombinase Cre-ERT2 été construit. Ce vecteur, appelé pCAAG-loxP-STOP-loxP-ADH comprend, d'amont en aval, (1) un promoteur CAAG qui est un promoteur très puissant fonctionnant dans les cellules ES, (2) un gène de résistance à l'hygromycine et un signal de polyadénylation (polyA) permettant d'arrêter la transcription, l'ensemble formé par le gène de résistance et la séquence polyA étant encadré par des séquences loxP, (3) une séquence codant pour l'alcool déshydrogénase (ADH), qui confère une couleur grise aux cellules après coloration histochimique, et, pour finir, (4) une séquence polyA.
Le vecteur pCAAG-loxP-STOP-loxP-ADH a été construit comme suit : Le vecteur pPHCAAG-BstXI (Niwa et al, 1991) a été digéré par les enzymes Sal I et Xhol. Le fragment de 4 Kilo bases ainsi obtenu correspond au promoteur pCAAG. Ce fragment a été introduit par ligature cohésive dans le vecteur pBSK préalablement digéré par Sal I. Le nouveau vecteur obtenu est nommé pBSK pCAGG. Le vecteur pT102 a été digéré par les enzymes Hind III- Not I. Le fragment ainsi obtenu correspond à une cassette loxP-STOP-loxP qui a été introduite par ligature cohésive dans le vecteur pBSK pCAAG lui même digéré par les enzymes Hind III- Not I. Le nouveau vecteur obtenu est appelé pCAAG loxP-STOP-loxP. Le vecteur pRc/CMV-ADH (Gautier et al, 1996) a été digéré par l'enzyme BamHI . Les extrémités du fragment ainsi obtenu ont été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. Le fragment a été introduit par ligature dans le vecteur pCAAG loxP-STOP-loxP digéré par Not I et dont les extrémités ont également été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. On obtient ainsi le vecteur pCAAG-loxP-STOP-loxP-ADH. Le gène rapporteur ADH de l'alcool déshydrogénase ne fonctionne que si la recombinase Cre-ERT2 est active car un signal d'arrêt de transcription encadrée par deux sites loxP empêche sa transcription. L'activation de la recombinase par l'hydroxy-tarnoxifène doit faire disparaître le signal d'arrêt de transcription par excision au niveau des sites loxP pour permettre l'expression du gène rapporteur ADH. Les auteurs de l'invention ont ainsi pu sélectionner les lignées répondant aux deux critères définis précédemment (activité recombinase nulle en absence d'hydroxy-tamoxifène, activité maximale en présence d'hydroxy-tamoxifène). 3) l'expression de la recombinase Cre-ERT2 doit être conservée après différenciation in vivo dans les embryons en développement. Les lignées de cellules ES qui remplissaient les deux premiers critères ont été injectées dans des embryons receveurs au stade blastocyste (Hogan et al, 1994). Les embryons chimères ainsi obtenus ont été reimplantés dans l'utérus d'une souris porteuse, puis disséqués à différents stades du développement afin de déterminer les domaines d'expression de la β-galactosidase. Pour chacune des lignées testées, le caractère ubiquitaire ou tissulaire de l'expression de la recombinase a ainsi pu être défini.
Ces trois critères ont permis de sélectionner 15 lignées de cellules ES : (i) qui permettent l'expression de la recombinase dans tous les tissus de l'embryon au cours des premiers stades du développement ; (ii) dont l'activité de la recombinase est très étroitement régulée par l'hydroxy- tamoxifène in vitro.
Ces lignées appelées ES-Cre-ERT2 ont pu être isolées grâce à l'utilisation d'un nouveau type de vecteur, le pGTEV-Cre ERT2 qui permet une expression du transgène à un niveau très élevé et avec une stabilité remarquable. Notons ici que les plasmides d'expression habituellement utilisés pour surexprimer des gènes (plasmides utilisant des promoteurs viraux puissants) ne permettent pas d'obtenir une telle efficacité dans les cellules ES. EXEMPLE 4 :
Fabrication de cellules ES permettant l'expression inductible d'un transgène d'intérêt
L'une des utilisations des cellules ES-Cre-ERT2 est la fabrication d'un système d'expression inductible de transgènes dans ces cellules. Pour cela, les auteurs de l'invention ont construit un autre vecteur, appelé plGTE2- Aph (cf fig. 3A et fig. 4), qui comprend comme transgène d'intérêt le gène Aph codant pour l'alcaline phosphatase humaine. Le gène ne peut être exprimé que si le vecteur est intégré à proximité d'un promoteur cellulaire puissant. En outre, sa transcription est bloquée par une cassette loxP-STOP-loxP qui arrête la synthèse d'ARNm. En présence d'hydroxy-tamoxifène, la recombinase Cre- ER12 est activée, la cassette loxP-STOP-loxP est excisée et le gène Aph peut être exprimé. Les auteurs de l'invention ont isolé des sous-clones de cellules ES-Cre-ERT2 contenant également une copie de ce vecteur plGTE2-Aph intégré dans leur génome. Ces sous-clones ont été mis en présence d'hydroxy- tamoxifène (OHT), 1 μM, pour induire l'expression de l'Aph. Après 48 heures, l'activité de l'Aph a été mesuré en suivant le protocole Biolabs (Ref 172-1063).
Les auteurs de l'invention ont pu observer une expression de l'alcaline phosphatase étroitement dépendante de la présence d'hydroxy- tamoxifène dans le milieu de culture. Ainsi, dans certains clones, l'induction de l'expression de l'alcaline phosphatase en présence d'hydroxy-tamoxifène atteint un facteur 80 alors que le bruit de fond est nul (fig. 8).
Pour une comparaison avec le système d'expression de l'invention, les auteurs ont également établi, en suivant le protocole de Zhang et al, 1996, des lignées de cellules ES exprimant la Cre-ERT2 à l'aide d'un système d'expression classique basé sur le promoteur pgk du gène codant pour la Phosphoglycérate Kinase (pgk-1 ). Un vecteur d'expression de la β- galactosidase inductible par la Cre dont le fonctionnement est également basé sur le promoteur pgk a été introduit également. Ainsi, en présence d'hydroxy- tamoxifène ou de l'un de ses dérivés, l'expression de la β-galactosidase est induite par la Cre-ERT2. Différents clones de cellules ES pgk Cre ERT2/pgk β- galactosidase ont été mis en présence d'hydroxy-tamoxifène (OHT) pour induire l'expression de l'Aph. Après 48 heures, l'activité β-galactosidase a été visualisée par coloration histochimique. Le meilleur clone obtenu est présenté sur la figure 8B. On peut voir sur cette photographie que seulement une minorité de cellules exprime la β-galactosidase (environ 40% des cellules du clone sont colorées en bleues). Ce résultat est très inférieur à celui obtenu dans les mêmes conditions d'induction avec les lignées de cellules ES-Cre ERT2/plGTE-Aph obtenues grâce à la technique selon l'invention de "gène trap expression" (Figure 9), 100 % des cellules étant alors induites.
La figure 9A représente une lignée ES-Cre-ERT2/plGTE2-Aph après une coloration histochimique pour détecter l'activité β-galactosidase. La coloration bleue provient de cette activité. On peut remarquer que toutes les cellules sont très foncées, ce qui indique une très forte activité β-galactosidase et donc une forte expression de la Cre-ERT2.
La figure 9B représente une lignée ES-Cre-ERT2/plGTE2-Aph cultivée en absence d'hydroxy-tamoxifène. Après coloration histochimique pour détecter l'activité alcaline phosphatase (Aph), aucune cellule ne montre une coloration noire caractéristique d'une activité Aph. Il n'y a donc pas d'induction de l'expression de l'Aph en absence d'hydroxy-tamoxifène ou de l'un de ses dérivés.
La figure 9C représente une lignée ES-Cre-ERT2/plGTE2-Aph cultivée en présence de 1 μM d'hydroxy-tamoxifène pendant 48 heures. Après coloration histochimique pour détecter l'activité alcaline phosphatase (Aph), 100 % des cellules montrent une coloration noire caractéristique d'une activité Aph. Il y a donc induction de l'expression de l'Aph dans toutes les cellules en présence d'inducteur.
Ces résultats sont donc largement supérieurs à ceux obtenus avec les autres systèmes de surexpression inductibles dans les cellules ES (Saez et al, 1997).
Les auteurs de l'invention ont ensuite construit des vecteurs inductibles par la Cre-ERT2 dont le fonctionnement est basé sur celui du plGTE2-Aph. Néanmoins, ces vecteurs désignés plGTE3, plGTE4 et plGTEδ (cf figure 3B à 3D), ont été conçus pour surexprimer de manière inductible d'autres protéines d'intérêt que l'Aph. Ainsi les auteurs ont inséré dans ces vecteurs les séquences codant pour la cycline D1 (plGTE4-D1), la cycline D2 (plGTE4-D2), les inhibiteurs de la prolifération p18ink4c (plGTE4-p18 ink4c) et p21cιpi (piGjE4_p2i C|P1). Après électroporation, les auteurs ont isolé des sous- clones de cellules ES-Cre ERT2 ayant incorporé au moins une copie d'un des vecteurs cités précédemment. Les auteurs ont ainsi établi des lignées de cellules ES capables de surexprimer de manière inductible la cycline D1 , la cycline D2, p18 ink4c, ou p21 cip1.
Le vecteur pIGTE 2 Aph a été construit comme suit : Le vecteur ROSA β Geo (Friedrich et al, 1991) a été digéré par les enzymes Spe I et Hind III. Le fragment de 300 pb ainsi obtenu correspond au site accepteur d'épissage. Ce fragment a été inséré par ligature cohésive dans le vecteur CMV lres-Cre-ERT2 digéré par Spe I et Hind III. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pSA .
Le vecteur pT102 a été digéré par les enzymes EcoR I et BSTE II puis religaturé sur lui-même. Cette opération a permis d'éliminer le fragment PGK TK du PT102. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pT102-TK. Ce vecteur a été digéré par l'enzyme Ndel. Le fragment obtenu correspond à une cassette loxP-PGK Neo PolyA PolyA-loxP. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur pSA digéré par les enzymes EcoR I et Xho l et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pSA loxP-STOP-loxP.
Le vecteur pHygEGFP (Clontech référence catalogue 6014-1) a été digéré par l'enzyme BamH I. Le fragment de 2 Kb ainsi obtenu correspond à la séquence codant pour la protéine fusion HYGROeGFP. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur pSA loxP-STOP-loxP digéré par les enzymes Apa I et Nco I et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé plGTE2. Le vecteur PHW3 (Torrent et al, 1996) a été digéré par les enzymes Sal I et Spe I. Le fragment ainsi obtenu correspond à la séquence 1res Aph. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur PlresHyg (Clontech) digéré par l'enzyme Xba I et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu a été appelé plresHyg Ires Aph.
Le vecteur plresHyg Ires Aph a été digéré par les enzymes Bgl II et Xho I. Le fragment ainsi obtenu correspond à la séquence Ires Aph polyA. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur plGTE2 digéré par l'enzyme Xba I et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu a été appelé pIGTE 2 Aph. Le vecteur plGTE3 a été construit comme suit: Le vecteur pEGFP-N1 (Clontech référence catalogue 6085-1 ) a été digéré par les enzymes BamH I et Not I. Le fragment de 1 kb ainsi obtenu correspond à la séquence codant pour la protéine eGFP. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur PlresHyg digéré par les enzymes BstX I et
Not I et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pEGFP Ires HYGRO.
Le vecteur pEGFP Ires HYGRO a été digéré par les enzymes
BamH I et Xba I. Le fragment de 3 kb ainsi obtenu correspond à la séquence EGFP Ires HYGRO. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches en utilisant la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur pSA loxP-STOP-loxP digéré par les enzymes Apa I et Nco I et dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé plGTE3. Le vecteur plGTE4 a été construit comme suit : Le vecteur pSA loxP-STOP-loxP a été digéré par les enzymes Xho I et Spe I. Le fragment ainsi obtenu correspond à la séquence SA loxP. Ce fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur plresHyg Ires Aph digéré par les enzymes Spe I et Hind III. Les extrémités du vecteur et de l'insert non cohésives ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pSA HYGRO Ires Aph.
Le vecteur pSA loxP-STOP-loxP a été digéré par l'enzyme cla I. Le fragment ainsi obtenu correspond à la séquence polyApolyA-loxP. Les extrémités de ce fragment ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le fragment a ensuite été inséré par ligature dans le vecteur pSA HYGRO Ires Aph digéré par l'enzyme Xho I dont les extrémités ont été rendues franches par la T4 DNA polymérase. Le nouveau vecteur ainsi obtenu est appelé pIGTE 4.
EXEMPLE 5
Fabrication de souris transgéniques à partir de lignées de cellules ES-Cre-ERT2 sélectionnées
Les lignées de cellules ES-Cre-ERT2 ayant intégré dans leur génome le vecteur plGTE2-Aph ont été utilisées pour fabriquer des souris transgéniques, par injection dans des blastocystes selon le protocole de Hogan ét al, 1994. Les cellules ES-Cre-ERT2/plGTE-Aph ont été agrégées à des embryons hôtes au stade morula (Hogan et al, 1994, Manipulating The Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory Press ). Les embryons chimères ainsi obtenus ont été réimplantés dans une souris receveuse. L'expression de l'Aph a ensuite été induite par une injection intra-péritonéale d'hydroxy-tamoxifène (1 mg) à 6,5 jours dpc (day post coïtum). Après dissection à 8,5 jours dpc, l'activité Aph a été détectée par coloration histochimique. Ainsi les cellules qui expriment l'Aph sont colorées en marron alors que les cellules qui n'expriment pas l'Aph restent blanches.
Un protocole identique a été suivi avec les témoins négatifs, à la différence que l'injection à 6,5 jours dpc a été réalisée avec un placebo.
Comme on peut le voir sur la figure 6, les embryons induits in vivo avec de l'hydroxy-tamoxifène (à droite et à gauche) expriment fortement l'Aph dans tous les tissus alors que le témoin négatif (embryon au centre) exprime l'Aph que dans quelques cellules.
EXEMPLE 6 :
Utilisation des souris transgéniques Cre ERT2 selon l'invention dans un système d'invalidation de gène inductible.
6.1. Principe Les souris obtenues à l'exemple 5 sont croisées avec des souris porteuses d'un gène encadré par deux sites loxP (gène « floxé »). Le gène floxé est fonctionnel car les sites loxP ont été introduits de manière à ne pas perturber son fonctionnement. Ainsi la souris « floxée » possède un phénotype sauvage. En deuxième génération, 12,5 % des animaux ont hérité des deux allèles du gène "floxé" et du gène de la recombinase Cre ERT2. Ce procédé permet d'induire la disparition d'un gène à n'importe quel stade du développement de la souris. On injecte alors l'hydroxy-tamoxifène par voie intra-péritonéale, afin d'activer la recombinase et induire la délétion du gène.
6.2.Applications à l'étude des cancers
Chez l'homme, la délétion du gène Rb-1 est impliquée dans l'apparition de plusieurs types de cancers à forte composante héréditaire, notamment les rétinoblastomes. Chez la souris, la mutation d'un allèle du gène Rb-1 n'augmente que très faiblement la fréquence des tumeurs. La mutation des deux allèles est par contre léthale dès les premiers stades embryonnaires. Grâce aux souris exprimant la recombinase Cre-ERT2, on peut induire l'inactivation conditionnelle des deux allèles du gène Rb-1 chez la souris postnatale et étudier l'apparition des tumeurs dans les différents tissus. D'autres gènes codant pour des facteurs supresseurs de tumeurs peuvent être inactivés selon ce protocole : le gène APC impliqué dans les cancers du colon, le gène BRCA1 impliqué dans les cancers du sein et de l'ovaire. 6.3. Applications à l'étude de la pancréatite aiguë Le gène p48 code pour un facteur de transcription nécessaire à la différenciation et au fonctionnement du pancréas exocrin. L'inactivation du gène p48 interrompt le développement embryonnaire. Grâce aux souris exprimant la recombinase Cre-ERT2, on peut induire l'inactivation conditionnelle des deux allèles du gène p48 chez la souris adulte, induisant ainsi une dégénérescence pancréatique. Ces souris constituent alors un modèle de pancréatite aiguë.
EXEMPLE 7 :
Production de cellules différenciées utiles pour une transplantation cellulaire
7.1. Différenciation de cellules ES-Cre-ERT2
L'activité des gènes codant pour les facteurs de transcription pdx- 1 et p48 semble être nécessaire et suffisante à l'induction de la différenciation de l'endoderme en cellules pancréatiques de type β. Mais la surexpression constitutive de ces gènes dans les cellules ES n'est pas tolérée par la cellule. Les auteurs de l'invention ont proposé de les introduire en configuration "éteinte" dans les cellules Cre-ERT2, d'induire la différenciation en cellules de l'endoderme, puis d'activer l'expression des gènes pdx-1 et p48 pour promouvoir la différenciation pancréatique in vitro.
Des lignées de cellules ES-Cre-ERT2 obtenues à l'exemple 4 comprenant, comme transgènes d'intérêt dont l'expression est inductible par la recombinase Cre-ERT2, les gènes pdx-1 et p48 sont donc soumises à une différenciation, selon un protocole rapporté par J Odorico et al, Pancreatic gege expression in differentiating embryonic stem cell. Poster 324. Keystone symposia. Stem cells, asymétrie division and celi fate. 17-22 Janvier 2000, Keystone Colorado USA.
Les cellules souches embryonnaires sont cultivées en suspension en présence de 5% de C02 dans un milieu de culture GMEM (milieu essentiel minimum avec modification de Glasgow) contenant uniquement 10% de sérum de veau fœtal. Ces conditions de cultures induisent la différenciation des cellules ES en corps embryoïdes. Après 7 jours, les corps embryoïdes ainsi obtenus sont mis à adhérer puis cultivés pendant 15 jours toujours dans le même milieu de culture. Une partie des cellules ainsi différenciées exprime des marqueurs spécifiques des cellules pancréatiques comme pdx-1 , l'insuline I, l'insuline II, le glucagon, ou l'α-amylase.
7.2. Transplantation cellulaire Ces cellules peuvent être greffées dans le pancréas de l'animal, dans une perspective de thérapie cellulaire de remplacement (Dinsmore et al, 1996).
BIBLIOGRAPHIE
- Abremski et al, Studies on the properties of P1 site-specific recombination : évidence for topologically unlinked products following recombination. cell 1983,32 -.1301-1311
- Bôger et al (1999), Mechanisms of Development 83 : 141-153
- Brocard et al, A chimeric Cre recombinase inducible by synthetic, but not by natural ligands of the glucocorticoid receptor. Nucleic Acids Res. 1998 Sep 1 ;26(17):4086-90 - Dinsmore et al, Embryonic stem cells as a model for studying régulation of cellular differentiation. Theriogenology. 1998 Jan 1 ;49(1): 145-51
- Dinsmore et al, Embryonic stem cells differentiated in vitro as a novel source of cells for transplantation. Cell Transplant. 1996 Mar- Apr;5(2):131 -43 - Feil et al, Ligand-activated site-specific recombination in mice,
PNAS, 1996, vol. 93(20):1887-1890
- Feil et al, Régulation of Cre activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1997 Aug 28 ; 237(3):752-7 - Fraichard et al, In vitro differentiation of embryonic stem cells into glial cells and functional neurons.J Cell Sci. 1995 Oct;108 ( Pt 10):3181 -8
- Friedrich et al, Promoter traps in embryonic stem cells: a genetic screen to identify and mutate developmental gènes in mice. Gènes Dev. 1991 Sep;5(9):1513-23. - Gautier et al, Génération of small fusion gènes carrying phleomycin résistance and Drosophila alcohol dehydrogenase reporter properties: their application in retroviral vectors. Exp Cell Res. 1996 May 1 ;224(2):291-301
- Hogan et al, (1994), Manipulating The Mouse Embryo, Cold Spring Harbor Laboratory Press,
- Jackson et al, (1990), The novel mechanism of initiation of picornavirus R A translation, Trends Biochem. Sci., 15, 477-483 - Kaminski et al, (1990), Initiation of encephalomyocarditis virus RNA translation : the authentic initiation site is not selected by a scanning mechanism, EMBO J, 9 : 3753-3759
- Kellendonk et al, Inducible site-specific recombination in the brain. J Mol Biol. 1996 Jan 8;285(1):175-82
- Logie C, Stewart AF. Ligand-regulated site-specific recombination. Proc Natl Acad Sci U S A. 1995 Jun 20;92(13):5940-4)
- Metzger et al, (1995), Proc. Natl. Acad. Sci., Conditional site- specific recombination in mammalian cells using a ligand-dependant chimeric Cre recombinase, 92:6991-6995
- Niwa et al, Efficient sélection for high-expression transfectants with a novel eukaryotic vector.Gene. 1991 Dec 15; 108(2): 193-9
- Renoncourt et al, Neurons derived in vitro from ES cells express homeoproteins characteristic of motoneurons and interneurons.Mech Dev. 1998 Dec;79(1-2):185-97
- Reubinoff et al, Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro. Nat Biotechnol. 2000 Apr;18(4):399- 404
- Saez et al, (1997), Current opinion in Biotechnoogy, Inducible gène expression in mammalian cells as transgenic mice, 8:608-616
- Sambrook et al, (1989) Molecular cloning, a laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory Press
- Takahashi et al, Characterization of hematopoietic lineage- specific gène expression by ES cell in vitro differentiation induction System. Blood. 2000 Feb 1 ;95(3):870-8
- Torrent et al, Stable MLV-VL30 dicistronic retroviral vectors with a VL30 or MoMLV séquence promoting both packaging of genomic RNA and expression of the 3' cistron. Hum Gène Ther. 1996 Mar 20;7(5):603-12
- Watt Fiona et Hogan Brigid (2000), Science, 287:1427-1430 - Zhang et al, (1996), Nucleic Acids Research, vol. 24, n° 4, 543-
548

Claims

REVENDICATIONS
1. Construction d'acide nucléique comprenant i) un site accepteur d'épissage en position 5', ii) une séquence de sélection, éventuellement précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, iii) une séquence codant pour une protéine d'intérêt distincte de la séquence de sélection, ladite séquence codante étant précédée en amont par une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, iv) une séquence de terminaison de la transcription en position 3', ladite construction étant exempte de tout promoteur de la transcription de ladite séquence de sélection ou de ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt, étant en outre entendu que ladite protéine d'intérêt n'est pas la protéine transactivatrice tTA.
2. Construction d'acide nucléique selon la revendication 1 , dans laquelle ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt est une séquence codant pour une recombinase inductible.
3. Construction d'acide nucléique selon la revendication 2, dans laquelle ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt est une séquence codant pour la recombinase CRE modifiée de manière à être inductible par le tamoxifène, ladite séquence étant désignée Cre-ERT2.
4. Construction d'acide nucléique selon la revendication 2, comprenant, d'amont en aval, i) un site accepteur d'épissage, ii) une séquence de sélection de résistance à la néomycine, précédée en amont d'une séquence de détection, codant pour la β-galactosidase, l'ensemble étant désigné β-geo, iii) une séquence Cre-ERT2, précédée en amont par une séquence IRES permettant sa traduction par les ribosomes, iv) au moins une séquence polyA contenant au moins un STOP de terminaison de la transcription.
5. Construction d'acide nucléique selon la revendication 1 , dans laquelle ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt est une séquence codant pour une protéine d'intérêt thérapeutique ou un facteur de différenciation.
6. Construction d'acide nucléique selon la revendication 1 , dans laquelle ladite séquence codant pour une protéine d'intérêt est remplacée par une séquence antisens.
7. Construction d'acide nucléique selon la revendication 1 , dans laquelle des séquences de reconnaissance d'une recombinase, telles que les séquences LoxP, encadrent la cassette formée par ladite séquence de sélection, éventuellement précédée en amont par au moins une séquence permettant sa traduction par les ribosomes, et suivie en aval par une séquence supplémentaire de terminaison de la transcription, ladite cassette étant placée en amont de ladite séquence codant pour la protéine d'intérêt.
8. Construction d'acide nucléique selon la revendication 7, comprenant, d'amont en aval, i) un site accepteur d'épissage, ii) une cassette formée d'amont en aval par
- éventuellement une séquence, telle qu'une séquence IRES, permettant la traduction par les ribosomes de la séquence de sélection qui suit,
- une séquence de sélection, telle qu'une séquence de résistance à l'hygromycine,
- éventuellement une séquence codant pour une protéine marqueur détectable, telle qu'une séquence codant pour la phosphatase alcaline humaine (Aph), précédée par une séquence, permettant sa traduction par les ribosomes, - une séquence de terminaison de la transcription comprenant plusieurs sites STOP dans plusieurs polyA, ladite cassette étant encadrée par des séquences LoxP, iii) une séquence codant pour une protéine d'intérêt, ladite séquence codante étant précédée en amont par une séquence, telle qu'une séquence IRES, permettant sa traduction par les ribosomes, iv) une séquence de terminaison de la transcription.
9. Vecteur dans lequel est insérée une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications précédentes.
10. Cellule hôte dans laquelle au moins un vecteur selon la revendication 9 a été transféré de manière stable.
1 1. Cellule selon la revendication 10, dans le génome de laquelle sont cointégrées au moins une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications 2 à 4 comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible et au moins une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications 7 ou 8, comprenant des séquences de reconnaissance de ladite recombinase et une séquence codant pour une protéine d'intérêt.
12. Cellule selon l'une des revendications 10 ou 11 , qui est une cellule souche embryonnaire (cellule ES) ou une cellule souche germinale embryonnaire (cellule EG).
13. Cellule selon la revendication 12, qui est une cellule ES ou une cellule EG d'un animal non humain, tel que notamment une souris.
14. Banque de cellules comprenant des lignées de cellules selon l'une des revendications 10 à 13 dans le génome desquelles le ou lesdits vecteur(s) se sont intégrés de manière spécifique.
15. Animal transgénique non humain, tel que notamment souris, susceptible d'être obtenu à partir d'une cellule souche selon la revendication 13.
16. Procédé de préparation de cellules différenciées, dans lequel on cultive des cellules totipotentes selon la revendication 12 en présence d'agents de différenciation, et le cas échéant d'un agent d'induction de recombinase.
17. Cellules différenciées susceptibles d'être obtenues par le procédé de la revendication 16, et utiles notamment pour une transplantation cellulaire.
18. Procédé in vitro de production d'une protéine recombinante d'intérêt, dans lequel on cultive des cellules selon l'une des revendications 10 à 13 ou 17, dans le génome desquelles a été intégrée une construction d'acide nucléique comprenant une séquence codant pour une protéine recombinante d'intérêt, dans des conditions l'expression de ladite protéine d'intérêt, et on recueille la protéine ainsi produite.
19. Procédé selon la revendication 18, dans lequel lesdites cellules sont des cellules souches embryonnaires dans le génome desquelles sont cointégrées au moins une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications 2 à 4 comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible et au moins une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications 7 ou 8, comprenant des séquences de reconnaissance de ladite recombinase et une séquence codant pour une protéine d'intérêt, lesdites cellules étant cultivées en présence d'agents de différenciation, les cellules différenciées ainsi obtenues étant ensuite mises en présence d'un agent inducteur de ladite recombinase, de manière à permettre l'expression de ladite protéine d'intérêt.
20. Procédé d'obtention d'un animal transgénique non humain notamment utile comme modèle pour l'étude de gènes impliqués dans une pathologie, dans lequel (a) on intègre dans le génome d'un animal non humain au moins une construction d'acide nucléique selon l'une des revendications 2 à 4 comprenant une séquence codant pour une recombinase inductible, et (b) on croise l'animal non humain ainsi obtenu avec un animal non humain dans le génome duquel un gène d'intérêt est encadré par deux sites reconnus par la recombinase inductible, de manière à obtenir un animal transgénique non humain qui, lorsqu'il est soumis à un agent inducteur de ladite recombinase, subit une délétion dudit gène d'intérêt.
21. Animal transgénique non humain, tel que notamment souris, susceptible d'être obtenu par le procédé selon la revendication 20. .
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Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2005532807A (ja) * 2002-07-12 2005-11-04 インペリアル キャンサー リサーチ テクノロジー リミテッド シトクロムｐ４５０レダクターゼ活性の調整

Families Citing this family (2)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
WO2016196666A2 (fr) * 2015-06-01 2016-12-08 Bloodworks Souris dotées de la glucose-6-phosphate déshydrogénase modifiée (g6pd) et utilisations associées
KR20200088805A (ko) * 2017-09-19 2020-07-23 더 스테이트 오브 이스라엘, 미니스트리 오브 애그리컬처 & 루럴 디벨로프먼트, 애그리컬처럴 리서치 오거니제이션, (에이.알.오.), 볼카니 센터 게놈-편집 조류

Family Cites Families (7)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US5922601A (en) * 1995-01-19 1999-07-13 Biotransplant, Inc. High efficiency gene trap selection of regulated genetic loci
AU7435296A (en) * 1995-10-16 1997-05-07 Dana-Farber Cancer Institute Novel expression vectors and methods of use
US6207371B1 (en) * 1996-10-04 2001-03-27 Lexicon Genetics Incorporated Indexed library of cells containing genomic modifications and methods of making and utilizing the same
SE9604439D0 (sv) * 1996-12-02 1996-12-02 Astra Pharma Inc New receptor
CA2205888A1 (fr) * 1997-07-11 1999-01-11 John J. Priatel Piege de complementation
ATE419013T1 (de) * 1998-04-15 2009-01-15 Hutchinson Fred Cancer Res Methoden und vektorenkonstrukte zur erzeugung von transgene nagetieren, welche ein heterologes gen ubiquitär exprimieren
US6248934B1 (en) * 1998-10-26 2001-06-19 The Regents Of The University Of California Gene trap vectors

Cited By (1)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2005532807A (ja) * 2002-07-12 2005-11-04 インペリアル キャンサー リサーチ テクノロジー リミテッド シトクロムｐ４５０レダクターゼ活性の調整

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