TWI888186B - 用於減緩聽力損傷的組合物及其用途 - Google Patents
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Abstract
本發明提供用於減緩聽力損傷的組合物及其用途,組合物包含粒線體及生物可接受載體。本發明之組合物可達到減緩、修復、改善或治療聽力損傷之目的,可望作為能夠減緩、修復、改善、治療聽力損傷同時兼具安全性與有效性的組合物或藥物。
Description
本發明係關於用於減緩聽力損傷的組合物及其用途。
全世界約有十億人的聽力有受損。聽力受損可能由多種因素引起,例如衰老、耳毒性藥物、過度噪音和遺傳性疾病。聽力損傷可包含傳導性聽力障礙、中樞性聽力障礙、感音神經性聽力障礙或混合性聽力障礙。傳導性聽力障礙起因於外耳或中耳,常見的原因有耳垢栓塞、鼓膜穿孔、中耳積水、聽小骨斷裂等狀況。傳導性聽力障礙導致的聽力損失通常為輕度到中度,通常可藉由手術來改善。感音神經性聽力障礙起因於內耳或聽神經,造成感音神經性聽力障礙的原因包含濾過性病毒的傳染、耳毒性藥物的治療、老化或暴露在噪音環境中。感音性聽力障礙的病變大多發生在內耳,多有響音重振現象,例如低音聽不清楚、不能忍受大聲。此類型的聽障者高頻部分的聽力會比低頻部分差,因此低頻的母音比較能聽得到而高頻的子音卻往往聽不清楚,臨床上常出現聽得到對方的聲音卻不能了解對方講話的內容的情況。中樞性聽力障礙起因於中樞聽覺神經系統,可能因老化、腦傷或其他的神經疾病所造成。中樞性聽力障礙常會導致聽覺記憶及理解能力的減退。混合性聽力障礙為同時存在有兩種以上類型的聽力障礙。
在臨床上,順鉑(cisplatin)類的抗癌藥物是常見的耳毒性藥物之一,其會導致不可逆、進行性、雙側和累積性的聽力損傷。順鉑類藥物會作用於耳蝸毛細胞(cochlear hair cells)和螺旋神經節神經元(spiral ganglion neurons),造成耳蝸毛細胞凋亡。另一方面,此類藥物也會破壞抗氧化系統相關酵素,例如過氧化氫酶(catalase)、麩胺基硫還原酶(glutathione reductase)與超氧化物歧化酶(superoxide dismutase),進而造成大量的自由基累積,導致耳蝸組織損傷。在臨床上,聽力損傷目前並無藥物能夠有效治療。改善聽力損傷的方式通常是藉由植入電子耳並給予糖皮質類固醇(glucocorticoid)以抑制異物反應並增加耳蝸毛細胞和螺旋神經節神經元的存活率,藉此降低耳朵發炎及功能退化。
然而,植入電子耳屬於侵入性治療,伴隨有一定的風險,且為了抑制異物反應而施用的藥物亦有產生副作用之虞。因此,目前仍亟欲發展能夠減緩或修復聽力損傷同時兼具安全性與有效性的組合物或藥物。
本發明實施例對於聽力受損提供了電子耳移植以外的改善方式,可避免施用抗排斥藥物產生副作用之問題,並開示了以藥物治療聽力受損的可能性,為聽力受損的治療開拓了新的方向。
本發明一實施例提供一種細胞外囊泡用於製備減緩聽力損傷之組合物的用途。
本發明一實施例提供一種組合物,包含細胞外囊泡及生物可接受載體。
根據本發明實施例,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物對耳朵細胞造成損傷,進而減少耳朵細胞的死亡。並且,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物誘導耳朵細胞生成活性含氧物質,進而減少活性含氧物質進一步對耳朵細胞造成傷害。再者,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物對耳朵細胞的粒線體造成損傷,進而改善耳朵細胞的粒線體功能。此外,含有粒線體與細胞外囊泡的組合物在減緩、修復、改善或治療耳朵細胞的損傷上具有加乘效果,能夠顯著減少過氧化物對耳朵細胞造成的細胞死亡、更進一步減少活性含氧物質的生成及其造成的傷害並能夠進一步改善耳朵細胞的粒線體功能。因此,本發明實施例之組合物可達到減緩、修復、改善或治療聽力損傷之目的,可望作為能夠減緩、修復、改善、治療聽力損傷同時兼具安全性與有效性的組合物或藥物。
於以下實施方式中詳細敘述本發明之詳細特徵及優點,其內容足以使任何熟習相關技藝者了解本發明之技術內容並據以實施,且根據本說明書所揭露的內容、申請專利範圍及圖式,任何熟習相關技藝者可輕易理解本發明相關之目的及優點。以下實施例係進一步詳細說明本發明之觀點,但非以任何觀點限制本發明之範疇。
於本文中,以範圍界定的特徵或條件,如數值、數量、含量與濃度,僅是為了簡潔及方便。據此,數值範圍的描述應視為涵蓋所有可能的次範圍及範圍內的個別數值,包含整數與非整數。舉例而言,「1.0至4.0」、「1.0~4.0」、「介於1.0至4.0之間」或「介於1.0及4.0之間」的範圍描述應視為涵蓋1.0至4.0、1.0至3.0、1.0至2.0、2.0至4.0、2.0至3.0、3.0至4.0等所有次範圍,且涵蓋端點值,特別是數值的有效數字的每一位數皆以0、1、2、3、4、5、6、7、8或9之數字所界定的次範圍,亦即是「1.00至2.00」代表已列出端點值範圍內所有有效數字構成的群組,例如1.00、1.10、1.20、1.30、1.40、1.50、1.60、1.70、1.80、1.90等個別數值。
於本文中,在可達成本發明之目的的前提下,數值應理解成具有該數值有效位數的精確度。舉例來說,數字10.0應理解成涵蓋從9.50至10.49的範圍。
本發明一實施例提供一種組合物,包含粒線體及生物可接受載體。本發明實施例之組合物可作用於耳朵細胞以減緩、修復、改善聽力損傷。耳朵細胞可包含耳蝸毛細胞、耳蝸神經細胞、螺旋神經節神經元細胞或前庭神經細胞。聽力損傷可包含傳導性聽力障礙、中樞性聽力障礙、感音神經性聽力障礙或混合性聽力障礙。
粒線體可取自任何含有粒線體的細胞,較佳可取自哺乳動物之單核球細胞或幹細胞,但不限於此。幹細胞例如為脂肪源間質幹細胞、胚胎幹細胞、間質幹細胞、造血幹細胞、CD34+幹細胞、誘導型多能幹細胞或骨髓幹細胞等。在部分實施例中,粒線體的來源依被施用組合物者而定,粒線體較佳為取自與被施用組合物者同種的細胞,例如在被施用組合物者為人類的情況下使用人類的細胞,在被施用組合物者為狗的情況下使用狗的細胞。在部分實施例中,粒線體亦可取自與被施用組合物者不同種的細胞,亦可為經體外保存或體外培養後所獲得的外源性粒線體。在部分實施例中,粒線體可被取出後直接使用,亦可經體外保存或體外培養後再使用。
生物可接受載體可維持粒線體活性、包覆粒線體、促進粒線體進入細胞或提高粒線體靶向與專一性。生物可接受載體可包含藥學上可接受載體。藥學上可接受載體可包含用於任何標準醫療產品或美容產品中的載體。生物可接受載體依據組成物的形式可為半固體或液體。舉例而言,生物可接受載體可包含但不限於水、生理食鹽水或緩衝鹽溶液。
在本實施例之組合物中,粒線體的濃度可為40微克/毫升至200微克/毫升。在另一實施例中,粒線體的濃度可為40微克/毫升至60微克/毫升。在其他實施例中,粒線體的濃度可為60微克/毫升至160微克/毫升。在其他實施例中,粒線體的濃度可為160微克/毫升至200微克/毫升。在其他實施例中,粒線體的濃度可為至少60微克/毫升。
在本實施例之組合物中,粒線體的有效劑量可為10微克至50微克。在另一實施例中,粒線體的有效劑量可為10微克至15微克。在其他實施例中,粒線體的有效劑量可為15微克至40微克。在其他實施例中,粒線體的有效劑量可為40微克至50微克。在其他實施例中,粒線體的有效劑量可為至少15微克。
本實施例之組合物可透過口服、注射、塗抹、敷用、滴入等方式給予耳朵細胞。
在本發明另一實施例中,組合物更包含細胞外囊泡。細胞外囊泡可源自富血小板血漿、幹細胞、單核球細胞、纖維母細胞、神經細胞、平滑肌細胞、內皮細胞或表皮細胞。以下將源自富血小板血漿的細胞外囊泡稱為富血小板血漿細胞外囊泡(PRP-derived extracellular vesicles)。富血小板血漿細胞外囊泡的製備方法可參照下述實施例。本發明實施例之富血小板血漿細胞外囊泡屬於具有脂質膜結構的囊泡,大小介於約30至1000奈米不等,囊泡內會包裹如核酸分子、胜肽、蛋白質、脂質等物質。此富血小板血漿細胞外囊泡會表現出血小板特有的表面抗原CD41以及細胞外囊泡特有的表面抗原CD9、CD63及Alix。
在本實施例之組合物中,富血小板血漿細胞外囊泡的濃度可為0.5毫克/毫升至2.5毫克/毫升。在另一實施例中,富血小板血漿細胞外囊泡的濃度可為0.5毫克/毫升至1毫克/毫升。在其他實施例中,富血小板血漿細胞外囊泡的濃度可為1.5毫克/毫升至2.5毫克/毫升。在其他實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡的濃度可為1.25毫克/毫升。
在本實施例之組合物中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡的濃度可為1%(v/v)至5%(v/v)。在另一實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡的濃度可為1%(v/v)至2.5%(v/v)。在另一實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡的濃度可為2.5%(v/v)至5%(v/v)。在其他實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡的濃度可為2.5%(v/v)。
在本實施例之組合物中,富血小板血漿細胞外囊泡與粒線體的比例1毫克:24微克至1毫克:320微克。在另一實施例中,富血小板血漿細胞外囊泡與粒線體的比例可為1毫克:120微克至1毫克:320微克。在其他實施例中,富血小板血漿細胞外囊泡與粒線體的比例可為1毫克:48微克至1毫克:128微克。在其他實施例中,富血小板血漿細胞外囊泡與粒線體的比例可為1毫克:24微克至1毫克:64微克。。
在本實施例之組合物中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡與粒線體的比例可為1微升:2.56微克至1微升:12.8微克。在另一實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡與粒線體的比例可為1微升:2.56微克至1微升:6.4微克。在其他實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡與粒線體的比例可為1微升:6.4微克至1微升:12.8微克。在其他實施例中,源自富血小板血漿的細胞外囊泡與粒線體的比例可為1微升:6.4微克。
本發明另一實施例提供一種粒線體用於製備減緩、修復、改善、治療聽力損傷之組合物的用途。組合物可為如上所述之含有粒線體的組合物。聽力損傷可為耳朵細胞的損傷,尤其是耳蝸毛細胞的損傷。聽力損傷可包含傳導性聽力障礙、中樞性聽力障礙、感音神經性聽力障礙或混合性聽力障礙。組合物可改善耳朵細胞的粒線體膜電位,進而達到改善耳朵細胞的粒線體功能。組合物可減少耳朵細胞死亡、減少耳朵細胞生成活性含氧物質或改善耳朵細胞的粒線體功能,進而達到減緩、修復、改善、治療聽力損傷。
以下說明下述實驗所使用的材料。
本發明實施例所使用的粒線體取自人類脂肪源間質幹細胞(Adipose-derived stem cell,ADSC),其中脂肪源間質幹細胞會於細胞表面表現CD73、CD90及CD105,且不會表現CD34及CD45。幹細胞培養液包含Keratinocyte SFM 1X溶液(Gibco)、Bovine pituitary extract(BPE,Gibco)、10%(v/v)之胎牛血清(HyClone)。首先,在培養皿中將人類脂肪源間質幹細胞培養至細胞數為1.5×10
8個細胞,再以杜氏磷酸鹽緩衝液(DPBS)沖洗培養皿中的人類脂肪源間質幹細胞。接著,移除培養皿中的杜氏磷酸鹽緩衝液後,在培養皿中加入細胞剝離用之胰蛋白酶(Trypsin),並在37℃下反應3分鐘後,再加入幹細胞培養液以終止反應。接著,將人類脂肪源間質幹細胞自培養皿沖洗下來後打散,以600 g離心10分鐘,移除上清液。接著,將離心後留下的人類脂肪源間質幹細胞及80毫升之IBC-1緩衝液(225 mM甘露醇、75mM蔗糖、0.1 mM EDTA、30 mM Tris-HCl pH 7.4)加入研磨器,並在於冰上對人類脂肪源間質幹細胞進行研磨。接著,將研磨後的人類脂肪源間質幹細胞以600 g、4℃離心5分鐘,收集上清液。接著,將所收集之上清液以10000 g、4℃離心10分鐘,移除上清液。使用Mitochondria Isolation Kit, human(購自Miltenyi Biotec, Germany)進行粒線體萃取,於所得之萃取液中加入磁性微珠抗體Anti-TOM22於冰上反應1小時,再透過磁性分離的方式將粒線體純化。對所純化的粒線體進行蛋白質濃度量測,定義為粒線體的重量。
本發明實施例所使用的富血小板血漿細胞外囊泡(PRP-derived extracellular vesicles)的製備方法如下。使用19G碟形針從肘正中靜脈採集全血,去除前5毫升收集的血液,收集約20毫升的血液。將所採集的血液置於50毫升離心管,其中離心管含有3.2%(v/v)檸檬酸三鈉。將血液以2500 g離心15分鐘,收集上清液約5至6毫升,此上清液為富血小板血漿(Platelet-rich plasma,PRP)。將所得之約5至6毫升的富血小板血漿與磷酸鹽緩衝液(不含鈣離子與鎂離子)以1:1之比例混合均勻,以10000 g、4℃離心120分鐘,移除上清液得到富血小板血漿細胞外囊泡約30至70毫克。將所得之富血小板血漿細胞外囊泡用1毫升的磷酸鹽緩衝液回溶,得到濃度約為50.05±17.66毫克/毫升的富血小板血漿細胞外囊泡,以下簡稱為PRP-EVs。此富血小板血漿細胞外囊泡會表現出血小板特有的表面抗原CD41以及細胞外囊泡特有的表面抗原CD9、CD63及Alix。
下述實驗使用人類耳蝸毛細胞(House Ear Institute-organ of Corti 1,HEI-OC1)作為探討聽力損傷的細胞。人類耳蝸毛細胞的培養液可包含DMEM(Dulbecco's Modified Eagle Medium)及10%(v/v)胎牛血清(Fetal bovine serum,FBS),培養環境為33℃、10%CO
2。將人類耳蝸毛細胞培養至其體積為培養皿的九分滿時,移除培養皿中的培養液並使用磷酸鹽緩衝液(Phosphate buffered saline,PBS)潤洗細胞。接著,移除磷酸鹽緩衝液,在培養皿中加入0.25%之胰蛋白酶(Trypsin)在33℃下反應5分鐘。反應完成後以300 g離心5分鐘,移除上清液再加入新鮮的培養液(含有10%FBS的DMEM),進行細胞計數,依實驗需求進行細胞繼代培養。
下述實驗使用阿爾瑪藍(Alamar blue)套組(alamarBlue™ Cell Viability Reagent,購自Thermo Fisher)分析細胞的存活率。阿爾瑪藍,又稱刃天青(resazurin),是一種氧化還原指示劑,其為無毒、可穿透細胞膜且低螢光性之深藍色染料。當刃天青進入健康的細胞中,會被輔酶NADH還原成粉紅色且具高螢光性的試鹵靈(resorufin)。可藉由量測試鹵靈的光吸收值或螢光值來評估細胞的增生率或存活率,例如以激發波長OD530(excitation)、發射波長OD595(emission)量測螢光訊號。試鹵靈的光吸收值或螢光值愈高,表示細胞量越多,細胞的增生率或存活率愈高。細胞的增生率或存活率愈高也表示細胞愈健康、增生能力愈強。
下述實驗使用CM-H
2DCFDA(購自Invitrogen,C6827)分析細胞內的活性含氧物質(Reactive oxygen species,ROS)。CM-H
2DCFDA可滲透細胞膜,與細胞內的活性含氧物質反應形成高螢光產物,故常作為活性含氧物質的偵測試劑。
下述實驗使用JC-1染劑(Invitrogen T3168,購自Fisher scientific)分析細胞內粒線體的膜電位。當細胞內的粒線體功能正常時,粒線體膜電位會維持極化而帶負電,此時帶正電的JC-1染劑會聚集在粒線體膜上形成JC-1聚體(JC-1 aggregate)並發出紅色螢光。當粒線體功能受損、膜電位消失時,JC-1無法聚集而會以JC-1單體(JC-1 monomer)的形式散布在細胞中並發出綠色螢光。因此,可透過螢光測量來量測JC-1單體/JC-1聚體之比例(以下有時簡稱為JC-1比例),作為評估粒線體功能的指標。當JC-1單體/JC-1聚體之比例高時,表示粒線體的膜電位差,表示細胞內粒線體的功能差。
除非另有說明,下述實驗數值皆以平均值±標準差表示,並以ANOVA test與Tukey post hoc test進行統計分析。下述實驗皆以過氧化物,即過氧化氫(H
2O
2),作為對人類耳蝸毛細胞造成損傷的物質。
〔實驗一,H
2O
2對人類耳蝸毛細胞的細胞毒性〕
將人類耳蝸毛細胞以每孔0.5毫升之培養液含25000個細胞的密度於24孔盤中培養24小時。接著,待細胞生長至孔的八分滿後,移除孔中的培養液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的DMEM(不含FBS)(250微升/孔)。接著,加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、100、250、500、1000、1500 µM。將細胞與H
2O
2培養1小時後,以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的DMEM(含有1%FBS)(250微升/孔)培養16小時。培養完成後,使用阿爾瑪藍套組分析細胞存活率。
實驗結果揭示於表1及圖1。圖1揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的細胞存活率。圖1中,控制組為無添加H
2O
2的組別(H
2O
2濃度為0),符號「*」表示相對於控制組具有顯著差異(***為P<0.001)。由實驗結果可知,H
2O
2會對人類耳蝸毛細胞造成損傷。並且,損傷的程度隨著H
2O
2濃度增加而更加明顯。
表1
| H 2O 2(µM) | 細胞存活率(倍) |
| 0 | 1±0.09 |
| 100 | 0.85±0.16 |
| 250 | 0.63±0.19 |
| 500 | 0.38±0.16 |
| 1000 | 0.29±0.12 |
| 1500 | 0.19±0.06 |
〔實驗二,H
2O
2誘導人類耳蝸毛細胞生成活性含氧物質〕
本實驗的實驗流程大致上與實驗一相同,以下僅說明差異處。加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、250、500 µM。將細胞與H
2O
2在33℃培養2小時後,以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS以及10 µM CM-H
2DCFDA的DMEM(250微升/孔),在33℃進行避光反應10分鐘。反應完成後,移除孔中的上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,以每孔250微升加入RIPA Lysis and Extraction Buffer(購自Thermo Scientific,89900),使細胞破裂。將所得之溶液收集至1.5毫升之微量管,以300 g離心1分鐘,取200微升之上清液至96孔黑盤內,以激發波長OD485、發射波長OD530量測螢光訊號,藉此分析活性含氧物質。
實驗結果揭示於表2、圖2至圖4。圖2揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的活性含氧物質生成。圖3揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的活性含氧物質生成的流式細胞分析圖。圖4為由圖3之流式細胞分析圖所得之相對於控制組的活性含氧物質生成。圖2及圖4中,控制組為無添加H
2O
2的組別(H
2O
2濃度為0),符號「*」表示相對於控制組具有顯著差異(*為P<0.05)。由實驗結果可知,H
2O
2會誘導人類耳蝸毛細胞生成活性含氧物質。並且,所生成的活性含氧物質隨著H
2O
2濃度增加而增加。活性含氧物質的生成與增加會進一步對耳蝸毛細胞造成氧化損傷。
表2
| H 2O 2(µM) | ROS生成量(倍) (CM-H 2DCFDA) | ROS生成量(倍) (流式細胞換算) |
| 0 | 1±0.15 | 1.05±0.51 |
| 250 | 1.14±0.17 | 1.781±0.06 |
| 500 | 1.34±0.25 | 1.99±0.21 |
〔實驗三,H
2O
2對人類耳蝸毛細胞的粒線體造成損傷〕
本實驗的實驗流程大致上與實驗一相同,以下僅說明差異處。加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、100、250、500、1000、1500 µM。將細胞與H
2O
2在33℃培養1小時後,移除上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS的DMEM(500微升/孔)培養16小時。培養完成後,移除上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS以及5 µM JC-1的DMEM(250微升/孔),在33℃反應10分鐘。反應完成後,移除孔中的上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞兩次。接著,加入新鮮的含有10%FBS的DMEM(250微升/孔),以激發波長OD520、發射波長OD590量測JC-1聚體的螢光訊號,以激發波長OD490、發射波長OD530量測JC-1單體的螢光訊號,藉此評估人類耳蝸毛細胞的粒線體膜電位。
實驗結果揭示於表3及圖5。圖5揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(JC-1比例)。圖5中,控制組為無添加H
2O
2的組別(H
2O
2濃度為0),符號「*」表示相對於控制組具有顯著差異(*為P<0.05)。由實驗結果可知,H
2O
2會使人類耳蝸毛細胞的粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(以下簡稱JC-1比例)升高,表示粒線體膜受損,進而表示粒線體功能受損。並且,粒線體受損的程度隨著H
2O
2濃度增加而更加明顯。此外,高濃度的H
2O
2(1000 µM、1500 µM)造成JC-1比例並未較高,推測可能的原因為較高濃度的H
2O
2(1000 µM、1500 µM)造成細胞死亡,導致JC-1單體與JC-1聚體皆大幅減少,而呈現較低的JC-1比例。
表3
| H 2O 2(µM) | JC-1比例 |
| 0 | 2.05±0.47 |
| 100 | 2.70±0.42 |
| 250 | 2.84±1.09 |
| 500 | 2.92±0.89 |
| 1000 | 2.20±0.60 |
| 1500 | 2.24±0.36 |
〔實驗四,細胞外囊泡減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成的細胞死亡〕
本實驗的實驗流程大致上與實驗一相同,以下僅說明差異處。加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、500 µM。將細胞與H
2O
2培養1小時後,以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS的DMEM(250微升/孔)以及各實施例與比較例的組合物,培養16小時。培養完成後,使用阿爾瑪藍套組分析細胞存活率。
實驗結果揭示於表4及圖6。圖6揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的細胞存活率。圖6中,控制組為無添加H
2O
2、粒線體與PRP-EVs的組別(控制例1-1),符號「*」表示具有顯著差異(*為P<0.05)。由控制例1-1至控制例1-4可知,在細胞未受損的情況下,單獨添加粒線體或PRP-EVs並不會降低細胞存活率,甚至些微提升細胞存活率,表示添加粒線體或PRP-EVs並不會對人類耳蝸毛細胞造成毒性,甚至可謂添加粒線體或PRP-EVs有助於人類耳蝸毛細胞的生長。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加粒線體能夠提升細胞存活率(實施例1-1、1-2),表示添加粒線體有助於減緩、修復、改善或治療H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成損傷,進而減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成的細胞死亡。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加PRP-EVs能夠提升細胞存活率(實施例1-5),表示添加PRP-EVs有助於減緩、修復、改善或治療H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成損傷,進而減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成的細胞死亡。再者,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,同時添加粒線體與PRP-EVs能夠更進一步提升細胞存活率(實施例1-3、1-4)且具有顯著差異,表示同時添加粒線體與PRP-EVs在減緩、修復、改善或治療人類耳蝸毛細胞的損傷上具有加乘效果,能夠顯著減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成的細胞死亡。
表4
| 組別 | H 2O 2 | 粒線體 | PRP-EVs | 細胞存活率 | |
| (µM) | (µg) | (µg/mL) | (v/v%) | (%) | |
| 控制例1-1 | - | - | - | - | 100±15.6 |
| 控制例1-2 | 15 | 60 | - | 109.4±14.8 | |
| 控制例1-3 | 40 | 160 | - | 109.6±9.3 | |
| 控制例1-4 | - | - | 2.5 | 107.2±9.6 | |
| 比較例1-1 | 500 | - | - | - | 32.1±16.2 |
| 實施例1-1 | 15 | 60 | - | 44.8±5.2 | |
| 實施例1-2 | 40 | 160 | - | 42.9±6.0 | |
| 實施例1-5 | - | - | 2.5 | 40.6±11.4 | |
| 實施例1-3 | 15 | 60 | 2.5 | 53.2±18.5 | |
| 實施例1-4 | 40 | 160 | 2.5 | 59.7±6.9 |
〔實驗五,細胞外囊泡減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成的活性含氧物質的生成〕
本實驗的實驗流程大致上與實驗一相同,以下僅說明差異處。加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、500 µM。將細胞與H
2O
2在33℃培養2小時後,以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS的DMEM(250微升/孔)以及各實施例與比較例的組合物,培養16小時。培養完成後,以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS以及10 µM CM-H
2DCFDA的DMEM(250微升/孔),在33℃進行避光反應10分鐘。反應完成後,移除孔中的上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,以每孔250微升加入RIPA Lysis and Extraction Buffer(購自Thermo Scientific,89900),使細胞破裂。將所得之溶液收集至1.5毫升之微量管,以300 g離心1分鐘,取200微升之上清液至96孔黑盤內,以激發波長OD485、發射波長OD530量測螢光訊號,藉此分析活性含氧物質。
實驗結果揭示於表5及圖7。圖7揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的活性含氧物質生成。圖7中,控制組為無添加H
2O
2、粒線體與PRP-EVs的組別(控制例2-1),符號「*」表示具有顯著差異(*為P<0.05)。由控制例2-1至控制例2-4可知,在細胞未受損的情況下,單獨添加粒線體或PRP-EVs並不會影響活性含氧物質的生成,甚至些微降低活性含氧物質的生成,表示添加粒線體或PRP-EVs並不會使人類耳蝸毛細胞生成活性含氧物質,甚至有助於減少活性含氧物質的生成。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加粒線體能夠減少活性含氧物質的生成(實施例2-1、2-2),表示添加粒線體有助於減緩、修復、改善或治療H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成損傷,並能夠減少活性含氧物質進一步造成傷害。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加PRP-EVs能夠減少活性含氧物質的生成(實施例2-5),表示添加PRP-EVs有助於減緩、修復、改善或治療H
2O
2對人類耳蝸毛細胞造成損傷,並能夠減少活性含氧物質進一步造成傷害。再者,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,同時添加粒線體與PRP-EVs相較於添加等量的粒線體能夠更進一步減少活性含氧物質的生成(實施例2-3、2-4)且具有顯著差異,表示同時添加粒線體與PRP-EVs在減緩、修復、改善或治療人類耳蝸毛細胞的損傷上具有加乘效果,能夠顯著減少活性含氧物質進一步造成傷害。
表5
| 組別 | H 2O 2 | 粒線體 | PRP-EVs | ROS生成量 | |
| (µM) | (µg) | (µg/mL) | (v/v%) | (倍) | |
| 控制例2-1 | - | - | - | - | 1±0.09 |
| 控制例2-2 | 15 | 60 | - | 0.73±0.05 | |
| 控制例2-3 | 40 | 160 | - | 0.80±0.25 | |
| 控制例2-4 | - | - | 2.5 | 0.80±0.19 | |
| 比較例2-1 | 500 | - | - | - | 2.07±0.30 |
| 實施例2-1 | 15 | 60 | - | 1.58±0.59 | |
| 實施例2-2 | 40 | 160 | - | 1.68±0.39 | |
| 實施例2-5 | - | - | 2.5 | 1.95±0.29 | |
| 實施例2-3 | 15 | 60 | 2.5 | 1.58±0.58 | |
| 實施例2-4 | 40 | 160 | 2.5 | 1.51±0.28 |
〔實驗六,細胞外囊泡減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞的粒線體造成損傷〕
本實驗的實驗流程大致上與實驗一相同,以下僅說明差異處。加入H
2O
2,使其於孔中的濃度為0、500 µM。將細胞與H
2O
2在33℃培養1小時後,移除上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS的DMEM(500微升/孔)以及各實施例與比較例的組合物,培養16小時。培養完成後,移除上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞。接著,移除潤洗用的磷酸鹽緩衝液,並加入新鮮的含有1%FBS以及5 µM JC-1的DMEM(250微升/孔),在33℃反應10分鐘。反應完成後,移除孔中的上清液並以每孔0.5毫升之磷酸鹽緩衝液潤洗細胞兩次。接著,加入新鮮的含有1%FBS的DMEM(250微升/孔),以激發波長OD520、發射波長OD590量測JC-1聚體的螢光訊號,以激發波長OD490、發射波長OD530量測JC-1單體的螢光訊號,藉此評估人類耳蝸毛細胞的粒線體膜電位。
實驗結果揭示於表6、表7、圖8及圖9。表6、表7與圖8、圖9分別揭示不同批次的實驗結果。圖8及圖9揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(JC-1比例)。圖8及圖9中,控制組為無添加H
2O
2、粒線體與PRP-EVs的組別(控制例3-1、控制例4-1),符號「*」表示相對於比較例(比較例3-1、比較例4-1)具有顯著差異(*為P<0.05,**為P<0.01,***為P<0.001)。由控制例3-1~3-3與控制例4-1~4-4可知,在細胞未受損的情況下,單獨添加粒線體或PRP-EVs並不會影響人類耳蝸毛細胞的粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(以下簡稱JC-1比例),表示添加粒線體或PRP-EVs並不會對人類耳蝸毛細胞的粒線體功能造成影響。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加粒線體能夠降低JC-1比例(實施例3-1~3-4、實施例4-1~4-2),表示人類耳蝸毛細胞的受損的粒線體膜得到改善,進而表示添加粒線體能夠減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞的粒線體造成損傷,並改善人類耳蝸毛細胞的粒線體功能。並且,由實施例與比較例可知,在細胞受損後,添加PRP-EVs能夠降低JC-1比例(實施例4-5),表示人類耳蝸毛細胞的受損的粒線體膜得到改善,進而表示添加PRP-EVs能夠減少H
2O
2對人類耳蝸毛細胞的粒線體造成損傷,並改善人類耳蝸毛細胞的粒線體功能。再者,由實施例4-3~4-4可知,在細胞受損後,同時添加粒線體與PRP-EVs能夠更進一步降低JC-1比例(實施例4-3、4-4)且具顯著差異,表示同時添加粒線體與PRP-EVs在減緩、修復、改善或治療人類耳蝸毛細胞的損傷上具有加乘效果,並能夠進一步改善人類耳蝸毛細胞的粒線體功能。
表6
| 組別 | H 2O 2 | 粒線體 | JC-1比例 | |
| (µM) | (µg) | (µg/mL) | (倍) | |
| 控制例3-1 | - | - | - | 1±0.11 |
| 控制例3-2 | 15 | 60 | 1.06±0.03 | |
| 控制例3-3 | 40 | 160 | 0.93±0.12 | |
| 比較例3-1 | 250 | - | - | 1.61±0.12 |
| 實施例3-1 | 15 | 60 | 1.25±0.15 | |
| 實施例3-2 | 40 | 160 | 1.23±0.13 | |
| 比較例3-2 | 500 | - | - | 1.73±0.33 |
| 實施例3-3 | 15 | 60 | 1.27±0.25 | |
| 實施例3-4 | 40 | 160 | 1.03±0.21 |
表7
| 組別 | H 2O 2 | 粒線體 | PRP-EVs | JC-1比例 | |
| (µM) | (µg) | (µg/mL) | (v/v%) | (倍) | |
| 控制例4-1 | - | - | - | - | 1±0.09 |
| 控制例4-2 | 15 | 60 | - | 1.18±0.19 | |
| 控制例4-3 | 40 | 160 | - | 1.01±0.11 | |
| 控制例4-4 | - | - | 2.5 | 0.94±0.43 | |
| 比較例4-1 | 500 | - | - | - | 2.17±0.49 |
| 實施例4-1 | 15 | 60 | - | 1.27±0.25 | |
| 實施例4-2 | 40 | 160 | - | 1.03±0.21 | |
| 實施例4-5 | - | - | 2.5 | 1.36±0.33 | |
| 實施例4-3 | 15 | 60 | 2.5 | 1.06±0.26 | |
| 實施例4-4 | 40 | 160 | 2.5 | 0.93±0.24 |
根據上述實驗以及本發明實施例,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物對耳朵細胞造成損傷,進而減少耳朵細胞的死亡。並且,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物誘導耳朵細胞生成活性含氧物質,進而減少活性含氧物質進一步對耳朵細胞造成傷害。再者,含有細胞外囊泡的組合物可減少過氧化物對耳朵細胞的粒線體造成損傷,進而改善耳朵細胞的粒線體功能。此外,含有粒線體與細胞外囊泡的組合物在減緩、修復、改善或治療耳朵細胞的損傷上具有加乘效果,能夠顯著減少過氧化物對耳朵細胞造成的細胞死亡、更進一步減少活性含氧物質的生成及其造成的傷害並能夠進一步改善耳朵細胞的粒線體功能。因此,本發明實施例之組合物可達到減緩、修復、改善或治療聽力損傷之目的,可望作為能夠減緩、修復、改善、治療聽力損傷同時兼具安全性與有效性的組合物或藥物。
雖然本發明以前述之實施例揭露如上,然其並非用以限定本發明。在不脫離本發明之精神和範圍內,所為之更動與潤飾,均屬本發明之專利保護範圍。關於本發明所界定之保護範圍請參考所附之申請專利範圍。
無
圖1揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的細胞存活率。
圖2揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的活性含氧物質生成。
圖3揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後相對於控制組的活性含氧物質生成的流式細胞分析圖。
圖4為由圖3之流式細胞分析圖所得之相對於控制組的活性含氧物質生成。
圖5揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(JC-1比例)。
圖6揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的細胞存活率。
圖7揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的活性含氧物質生成。
圖8揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(JC-1比例)。
圖9揭示人類耳蝸毛細胞經H
2O
2處理後再經實施例或比較例的組合物處理後相對於控制組的粒線體中JC-1單體/JC-1聚體之比例(JC-1比例)。
Claims (13)
- 一種細胞外囊泡用於製備減緩聽力損傷之組合物的用途,其中該細胞外囊泡源自幹細胞、單核球細胞、纖維母細胞、神經細胞、平滑肌細胞、內皮細胞、表皮細胞或富血小板血漿。
- 如請求項1所述之用途,其中該聽力損傷係耳朵細胞的損傷。
- 如請求項2所述之用途,其中該耳朵細胞包含耳蝸毛細胞、耳蝸神經細胞、螺旋神經節神經元細胞或前庭神經細胞。
- 如請求項1所述之用途,其中該聽力損傷包含傳導性聽力障礙、中樞性聽力障礙、感音神經性聽力障礙或混合性聽力障礙。
- 如請求項1所述之用途,其中減緩聽力損傷係減少耳朵細胞生成活性含氧物質。
- 如請求項1所述之用途,其中減緩聽力損傷係改善耳朵細胞的粒線體功能。
- 如請求項1所述之用途,其中減緩聽力損傷係改善耳朵細胞的粒線體膜電位。
- 如請求項1所述之用途,其中該細胞外囊泡源自富血小板血漿。
- 如請求項1所述之用途,其中減緩聽力損傷係減少耳朵細胞死亡。
- 一種組合物,包含細胞外囊泡、粒線體及生物可接受載體,其中該細胞外囊泡源自幹細胞、單核球細胞、纖維母細胞、神經細胞、平滑肌細胞、內皮細胞、表皮細胞或富血小板血漿。
- 如請求項10所述之組合物,其中該細胞外囊泡具有表面抗原CD41、CD9、CD63及Alix。
- 如請求項10所述之組合物,其中在該組合物中該粒線體的濃度為1微克/毫升至1000微克/毫升。
- 如請求項10所述之組合物,其中在該組合物中該細胞外囊泡的濃度為0.1毫克/毫升至100毫克/毫升。
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