JP2005289891A

JP2005289891A - Ｐｄｅ１阻害剤

Info

Publication number: JP2005289891A
Application number: JP2004108018A
Authority: JP
Inventors: Zen Kubohara; 禅久保原; Kohei Hosaka; 公平保坂; Kasumi Shimizu; 香澄清水; Migaku Murata; 琢村田; Toshiro Tagawa; 俊郎田川
Original assignee: Individual
Current assignee: Individual
Priority date: 2004-03-31
Filing date: 2004-03-31
Publication date: 2005-10-20

Abstract

【課題】注目すべき薬理学的活性を持つＤＩＦ−１およびその類縁体について、これらが標的とする分子を探索、同定することで、新しい生理的機能を実現することのできる試薬や薬理的処方剤を提供する。
【解決手段】次式（１）
【化１】

（式中のＸはハロゲン原子または水素原子を示し、少くとも一方のＸはハロゲン原子を示している。Ｒ¹はアルキル基を示し、Ｒ²およびＲ³は、各々、水素原子またはアルキル基を示す）
で表わされる化合物の少くともいずれかを有効成分とするＰＤＥ１阻害剤を提供する。
【選択図】図２

Description

この出願の発明は、ＰＤＥ１阻害剤に関すものである。

キイロタマホコリカビ(Dictyostelium discoideum)から単離された柄細胞分化誘導因子（ＤＩＦ−１）は、in vitroで哺乳類細胞の増殖停止と分化を誘導する強力な抗腫瘍因子であるが、現状では、このＤＩＦ−１の特異的な標的分子は同定されていない。

次式

に示したＤＩＦ−１（１−（３，５−ジクロロ−２，６−ジヒドロキシ−４−メトキシフェニル）ヘキサン−１−オン）は、キイロタマホコリカビの柄細胞分化を誘導するシグナル分子として発見された。また、ＤＩＦ−１の脱塩素形態であるＤＩＦ−３は、ＤＩＦ−１の第一代謝産物である。一方、２−ＭＩＤＩＦ−１と６−ＭＩＤＩＦ−３はそれぞれ、ＤＩＦ−１およびＤＩＦ−３の人工的に合成されたアイソマーである。

これらの化合物については、すでに物質そのものとして、また製造方法についても特許文献において開示されてもいる（特許文献１−３）。

このような状況において、この出願の発明者らは、最近、ＤＩＦ−１およびＤＩＦ−３が哺乳類細胞において抗増殖活性を示し、また場合によっては、細胞分化を誘導することを確認した。発明者らが得たいくつかの確認結果、すなわち、ＤＩＦ−１がいくつかの腫瘍細胞において［Ｃａ²⁺］_iを増加させること、ヒト白血病Ｋ５６２細胞においてＡｋｔ／プロテインキナーゼＢ（ＰＫＢ）を活性化すること、胃癌細胞においてＳＴＡＴ３を不活性化させること、血管平滑筋細胞においてＧ１サイクリンを減少させることは、哺乳類細胞におけるＤＩＦ−１の分子レベルでの作用機序を解明する上で重要な知見となる。さらに発明者らは、ＤＩＦ−１が細胞内環状ＡＭＰ濃度（［ｃＡＭＰ］_i）に影響することによって、アフリカツメガエル（Xenopus laevis）におけるプロゲステロン誘導卵成熟を阻害することを発見した。しかし、タマホコリカビ、アフリカツメガエルおよび哺乳類細胞におけるＤＩＦ−１のシグナル伝達系の詳細、特にＤＩＦ−１の標的分子は不明であった。

そこで、この出願の発明者らは、いくつかの候補酵素の活性に対に対するＤＩＦ−１とその類似体の作用を検討することによって、哺乳類細胞におけるＤＩＦ−１の標的分子の同定を進めてきた。
米国特許第５０３７８５４号明細書ＷＯ８８／０９３２１ＷＯ９７／４７２７０

この出願の発明は、上記のとおりの背景からなされたものであって、その薬理活性が注目されるＤＩＦ−１およびその類縁体について、これらが標的とする分子を探索、同定することで、新しい生理的機能を実現することのできる試薬や薬理的処方剤を提供することを課題としている。

この出願の発明者は、上記のような課題を解決すべく検討を進め、その結果１０〜４０μＭのＤＩＦ−１がＫ５６２白血病細胞の細胞増殖を濃度依存的に抑制し、細胞内のｃＡＭＰ濃度を増加させるとともに、０．５〜２０μＭのＤＩＦ−１がin vitroでカルモジュリン（ＣａＭ）依存性環状ヌクレオチドホスホジエステラーゼ（ＰＤＥ１）を濃度依存的に阻害することを見出した。そして、その速度論的分析からは、ＤＩＦ−１がｃＡＭＰ基質と競合するＰＤＥ１の阻害剤として働くことが明らかとなった。ＤＩＦ−１は他のＰＤＥやＣａＭ依存性酵素の活性には顕著な影響を示さず、また、ＤＩＦ−１のアイソマーは阻害活性が低かったことから、発明者は、ＰＤＥ１がＤＩＦ−１の特異的な薬理学的標的であると判断した。

この出願の発明は、以上のとおりの検討結果に基づいて完成されたものである。すなわち、この出願は、以下の発明を提供する。
〔１〕次式（１）

（式中のＸはハロゲン原子または水素原子を示し、少くとも一方のＸはハロゲン原子を示している。Ｒ¹はアルキル基を示し、Ｒ²およびＲ³は、各々、水素原子またはアルキル基を示す）
で表わされるＤＩＦ化合物の少くともいずれかを有効成分とすることを特徴とするＰＤＥ１阻害剤。
〔２〕Ｘはいずれも塩素原子であり、Ｒ¹は炭素数３〜８のアルキル基であり、Ｒ²およびＲ³は一方がＯＨであって他方が炭素数１〜３のアルコキシ基であることを特徴とする上記のＰＤＥ１阻害剤。
〔３〕次式（２）

で表わされるＤＩＦ−１であることを特徴とするＰＤＥ１阻害剤。
〔４〕上記いずれかのＰＤＥ１阻害剤を有効成分とする抗腫瘍剤。

ｃＡＭＰ（サイクリックエーエムピー）は細胞内情報伝達物質として多くの生命現象を媒介する重要物質あって、このｃＡＭＰの細胞内での濃度を調節する酵素の１つがカルモジュリン依存性サイクリックヌクレオチドホスホジエステラーゼ（ＰＤＥ１）である。この酵素は、ｃＡＭＰを分解することによってｃＡＭＰ量を制御している。近年、このＰＤＥ１の阻害剤に抗腫瘍活性があることが示され注目されている。しかしながら、既存のＰＤＥ１阻害剤は、その特異性や毒性・副作用の点で問題があり、より特異性の高いＰＤＥ１阻害剤の開発が望まれていた。また、生命科学の基礎研究分野においても、より多様な、新規ＰＤＥ１阻害剤の利用価値は高い。

このため、上記のとおりの、この出願の発明によって、学術研究、そして産業のいずれにおいても、試薬や抗腫瘍剤等の薬理的処方剤等として極めて有用な、新しいＰＤＥ１阻害剤が提供されることになる。

この出願の発明のＰＤＥ１阻害剤は、化学物質そのものとしては公知のもの、もしくは公知技術に基づいて合成可能とされているものであって、たとえば前記特許文献に記載の方法等によって提供されるものである。

しかしながら、これら物質をＰＤＥ１阻害剤とすることは、この出願の発明によって初めて提案されることである。このＰＤＥ１阻害剤は、抗腫瘍剤等として有用なものとなる。

以下に、この出願の発明のＰＤＥ１阻害剤について詳しく例示説明する。

以下の説明においては前記のとおりの次式

のＤＩＦ−１とその類似体が用いられている。
＜Ａ＞試薬および酵素：ＤＩＦ−１およびその類似体は、公知方法に従い合成した。ウシ脳カルシニューリン（ＣＮ）、カルモジュリン（ＣａＭ）、ＣａＭ依存的環式ヌクレオチドホスホジエステラーゼ（ＰＤＥ１）、ｐ−ニトロフェニルリン酸（ｐＮＰＰ）およびビス−ｐニトロフェニルリン酸（ｂｐＮＰＰ）は、シグマ社（Ｓｉｇｍａ）から購入した。ヘビ毒ホスホジエステラーゼ（ｓｖＰＤＥ）はワージントンバイオケミカルコーポレーション社（Worthington Biochemical Corporation）から、仔ウシ腸管アルカリホスファターゼ（ＡＰ）はニューイングランドバイオラボ社（New England BioLabs）から購入した。平滑筋ミオシンおよびミオシン軽鎖キナーゼ（ＭＬＣＫ）は、ニワトリ砂嚢から精製した。なお、酵素活性の単位（Ｕ）の定義は、製造業者説明書の記述に基づいている。
＜Ｂ＞細胞増殖の検定：ヒト白血病Ｋ５６２細胞を培養培地（１０％ウシ胎仔血清を含むＲＰＭＩ１６４０培地。以下、ＲＰＭＩという）中、３７℃（５％ＣＯ₂）で維持し、既報どおり細胞の増殖を評価した。簡単に述べると、細胞をＤＩＦ類似体またはＣａＭもしくはＰＤＥの阻害剤の存在下もしくは非存在下で、１ｍＬのＲＰＭＩ（５×１０⁴細胞／ｍＬ）を含むマルチ１２ウェルプレートの各ウェル中でインキュベートした。３日目、５０μＬのAlamar Blue（細胞数を測定するための試薬）を各ウェルに加え、３７℃（５％ＣＯ₂）で１〜２時間インキュベーションし発色させた後、各ウェルから１５０μＬづつ取って９６ウェルプレートに移し、マイクロプレートリーダー（バイオ・ラッド社（Ｂｉｏ−Ｒａｄ）、モデル５５０）によって５７０ｎｍの吸光度（リファレンス：５９５ｎｍ）を測定した。そして、吸光比（対照の％）として細胞数を得た。
＜Ｃ＞細胞内ｃＡＭＰ含量の測定：細胞をアッセイバッファー（２０ｍＭのＨＥＰＥＳ−ＮａＯＨ、ｐＨ７．４、１３７．５ｍＭのＮａＣｌ．５ｍＭのＫＣｌ、１．５ｍＭのＣａＣｌ₂、０．８ｍＭのＭｇＣｌ₂、５．５ｍＭのグルコース、０．６ｍＭのＮａＨＣＯ₃、０．１％（ｗ／ｖ）のウシ血清アルブミン）中に懸濁した（２×１０⁶細胞／ｍＬ）。チューブに入れた細胞懸濁液１ｍＬを１０〜４０μＭのＤＩＦ−１の存在下または非存在下、室温でインキュベートし、遠心（３，５００ｒｐｍ、３０秒）して細胞を回収し、１００μＬの０．２ＮＨＣｌ中に再懸濁し、超音波を軽くあてて破壊した。サンプルを中和し、既報どおり（Hattori, M.,Ozawa,K.,and Wakabayashi, K.,Sialic acid moiety is responsible for the charge heterogeneity and the biological potency of rat lutropin.Biochem.Biophys.Res.Commun.,127: 501-508,1985.）、ｃＡＭＰの含量を測定した。
＜Ｄ＞ＰＤＥ１活性の測定：ウシのＰＤＥ１（０．７５ｍＵ）、ＣａＭ（１０Ｕ）およびＣａＣｌ₂（０．２ｍＭ）をＤＩＦ−１、ＤＩＦ類似体または阻害剤を含む０．３ｍＬの反応バッファー（５０ｍＭのＨＥＰＥＳ−ＮａＯＨ、ｐＨ７．５、０．１ｍＭのＥＧＴＡ、８．３ｍＭのＭｇＣｌ₂、０．５μＭの［³Ｈ］ｃＡＭＰ（１８，０００ｃｐｍ））中、３０℃で１０分間インキュベートした。ＣａＭの非存在下におけるＰＤＥ１活性の測定試験では、ＰＤＥ１（３ｍＵ）をＤＩＦ−１、ＤＩＦ類似体または阻害剤を含む反応バッファー中、３０℃で１５分間インキュベートした。ＰＤＥ１活性のアッセイは、既報どおりの手順（Murata, T., Taira, M., and Manganiello, V.C. Differential expression of cGMP-inhibited cyclic nucleotide phosphodiesterases in human hepatoma cell lines. FEBS lett.,390:29-33,1996.）を修正して行なった。
＜Ｅ＞ＰＤＥ３Ａ、ＰＤＥ３ＢおよびＰＤＥ８Ａの活性測定：ヒト完全長ＰＤＥ３Ａ、ヒトＰＤＥ３ＡのＮ末端欠失変異体（アミノ酸５１１〜１１４１）、ヒト完全長ＰＤＥ３ＢおよびラットＰＤＥ３ＢのＮ末端欠失変異体（アミノ酸５７７〜１１０８）を含むバキュロウイルスはV.C.Manganiello博士（米国国立衛生研究所）から提供を受けた。マウスＰＤＥ８Ａは以下のとおり調製した。まず、トータルＲＮＡは、ＲＮｅａｓｙ（登録商標）ミニキット（キアゲン社（Qiagen）を用いて、マウス骨芽細胞ＭＣ３Ｔ３−Ｅ１から分離した。特異的なオリゴヌクレオチド・プライマー対
（５’−ＣＣＴＡＡＡＴＧＴＣＴＧＣＣＴＣＧＴＴＴＧＣＴＡＧＴＧ−３’および
５’−ＧＴＧＣＣＧＣＣＧＣＣＧＣＣＡＧＴＡＴＧＧＧＣＴＧＣＧＣＣＣＣＧ−３’）を合成し、ＱＩＡＧＥＮ（登録商標）ワンステップＲＴ−ＰＣＲキット（キアゲン社（Qiagen））を用いてＲＴ−ＰＣＲを行なった。精製したＰＣＲ産物をプラスミドｐＣＲ（登録商標）ＩＩ−ＴＯＰＯ（登録商標）ベクター（インビトロジェン社（Invitrogen）に導入し、ＤＮＡ塩基配列決定によって確認した。マウスＰＤＥ８ＡのｃＤＮＡはｐＶＬ１３９３のＢａｍＨＩ／ＸｂａＩ部位にサブクローニングした。ｐＶＬ１３９３からAutographa California核多角体ウイルスへのｃＤＮＡの転移は、BaculoGold(商標)トランスフェクションキット（ファーミンジェン社（PharMingen））を使用して行なった。ＰＤＥ８Ａをコードする高力価組換えウイルス株が得られ、昆虫Ｓｆ９細胞（ファーミンジェン社（PharMingen））への導入に使用した。

膜結合型（完全長）および可溶型（短縮型）のＰＤＥ３ＡおよびＰＤＥ３Ｂならびに可溶型（完全長）のＰＤＥ８Ａを既報どおりＳｆ９細胞中で発現させた（Leroy, M. J., Degerman, E., Taira, M., Murata, T., Wang, L. H., Movsesian, M. A., Meacci, E., and Manganiello, V. C. Characterization of two recombinant PDE3 (cGMP-inhibited cyclic nucleotide phosphodiesterase) isoforms, RcGIP1 and HcGIP2, expressed in NIH 3006 murine fibroblasts and Sf9 insect cells. Biochemistry, 35: 10194-10202, 1996）。Ｓｆ９細胞をＴＮＭ−ＦＨ昆虫培地（ファーミンジェン社（PharMingen））中、２７℃で維持、増殖させてから回収し、１ｍＬのホモジナイゼーションバッファー（１００ｍＭのＴｒｉｓ−ＨＣｌ、ｐＨ７．４、５ｍＭのＭｇＳＯ₄）中で超音波処理し、細胞を破壊した。この完全長のＰＤＥ３ＡまたはＰＤＥ３Ｂを含む破壊細胞サンプルをＰＤＥ活性測定に用いた。また、切断型のＰＤＥ３ＡあるいはＰＤＥ３Ｂ、あるいはＰＤＥ８Ａを含む破壊細胞サンプルについては、遠心分離（１００，０００×ｇ、６０分、４℃）して可溶性分画を取得し、これをＰＤＥ活性測定に用いた。

サンプルをＤＩＦ−１または他の阻害剤の存在下で、０．３ｍＬの反応バッファー（５０ｍＭのＨＥＰＥＳ−ＮａＯＨ、ｐＨ７．４、０．１ｍＭのＥＧＴＡ、８．３ｍＭのＭｇＣｌ₂、０．１μＭの［³Ｈ］ｃＡＭＰ（１８，０００ｃｐｍ））と共に３０℃で１０分間インキュベートし、ＰＤＥ活性を既報に沿って測定した（Murata, T., Taira, M., and Manganiello, V. C. Differential expression of cGMP-inhibited cyclic nucleotide phosphodiesterases in human hepatoma cell lines. FEBS lett., 390: 29-33, 1996.）。
＜Ｆ＞他の酵素活性の測定：さまざまな濃度のＤＩＦ−１の存在下または非存在下で、各３単位のウシＣＮ（約０．１μＭ）およびＣａＭ（約０．２μＭ）を２００μＬの反応バッファー中、３０℃で６０分間インキュベートし、既報に従って（Takahashi, K., Akaishi, E., Abe, Y., Ishikawa, R., Tanaka, S., Hosaka, K., and Kubohara, Y. Zinc inhibits calcineurin activity in vitro by competing with nickel. Bicchem. Biophys. Res. Commun., 307: 64-68, 2003）ＣＮ活性を測定した。

ニワトリ砂嚢ミオシン（３．７μＭ）のリン酸化は、１０〜２０μＭのＤＩＦ−１または１０μＭのカルミダゾリウムの存在下または非存在下、２５℃で２０分間、０．０８６μＭのＭＬＣＫおよび０．３μＭのＣａＭを含む反応バッファー中で行なわれた。等量のサンプルバッファー（６Ｍの尿素、１４ｍＭの２−メルカプトエタノール、５０ｍＭのＴｒｉｓ−ＨＣｌｐＨ６．８）を添加し反応を停止させた後、サンプルを尿素−グリセリンＰＡＧＥ（ポリアクリルアミドゲル電気泳動）により、既報に従って（Nakamura, S., and Nonomura, Y. A simple and rapid method to remove light chain phosphatase from chicken gizzard myosin. J. Biochem, 96: 575-578, 1984）ＭＬＣＫ活性を分析した。

ｓｖＰＤＥ（０．１Ｕ）を２００μＬのアッセイバッファー（１３８ｍＭのＴｒｉｓ−ＨＣｌ、ｐＨ８．７、９ｍＭのｂｐＮＰＰ）中、３７℃で１５分間インキュベートし、８００μＬの１ＭのＮａ₂ＣＯ₃を加えることで反応を停止させた。ｓｖＰＤＥ活性は反応混合液のＡ₄₁₀を測定することで定量した。

ＡＰ（２６ｍＵ）をさまざまな濃度のＤＩＦ−１の存在下、３７℃で５分間、２００μＬのアッセイバッファー（０．４Ｍのグリシン−ＮａＯＨ、ｐＨ１０．５、１ｍＭのＭｇＣｌ₂、０．１ｍＭのＺｎＣｌ₂、６ｍＭのｐＮＰＰ）中でインキュベートし、ＡＰ活性を評価した。
＜Ｇ＞結果
まず、Ｋ５６２白血病細胞においてＤＩＦ−１が細胞内ｃＡＭＰ濃度（［ｃＡＭＰ］_iと表記）に影響を及ぼすか否かを評価した。その結果を図１に示した。１０〜４０μＭのＤＩＦ−１は［ｃＡＭＰ］_iを用量依存的にわずかに増加させ（図１Ａ、１Ｂ）、増殖停止を誘導した（図１Ｃ）。ＤＩＦ−１による［ｃＡＭＰ］_i増加の発見は、哺乳類細胞におけるＤＩＦ−１の薬理学的標的の同定にヒントを与えるものである。つまり、このことから、ＤＩＦ−１はｃＡＭＰの産生または分解あるいはその双方に影響する可能性がある。さらに、ＣａＭおよびｃＡＭＰ分解酵素（ＰＤＥ）の阻害剤が、ＤＩＦ−１と同様にＫ５６２細胞において抗増殖活性を示したことから（図１Ｃ）、発明者は、ＣａＭ依存性酵素とＰＤＥに対するＤＩＦ−１の阻害効果をin vitroで検討した（図２−４）。そして、薬理学的濃度のＤＩＦ−１が濃度依存的にＣａＭ依存性環状ヌクレオチドホスホジエステラーゼ（ＰＤＥ１）の活性を阻害することが判明した（図２Ａ）。

次に、ＤＩＦ−１がＰＤＥ１とＣａＭのどちらに結合するかどうかを評価するため、ＣａＭの非存在下でＤＩＦ−１がＰＤＥ１に与える阻害効果を検討した（図２Ｂ）。ＣａＭ阻害剤であるＷ−７はＣａＭの非存在下ではＰＤＥ１の活性を阻害しなかったが、カルミダゾリウム（ＣＺＭ）は、ＣａＭだけでなくＰＤＥ１にも直接結合することが可能であり、ＰＤＥ１の活性を阻害した（図２Ｂ）。対して、薬理学的濃度範囲のＤＩＦ−１はＣａＭの非存在下においても、濃度依存的にＰＤＥ１活性を阻害した（図２Ｂ）。これはＤＩＦ−１の標的分子がＣａＭではなくＰＤＥ１であることを示している。ＤＩＦ類似体を用いた比較研究を行った結果、ＤＩＦ−１およびＤＩＦ−３（これらを以下ＤＩＦｓという）がＣａＭの存在下（図２Ｃ）または非存在下（図２Ｄ）の双方でＰＤＥ１を強力に阻害した。

次に、ＤＩＦ−１が他のｃＡＭＰ分解酵素（ＰＤＥ）に与える影響を検討した（図３）。ＤＩＦ−１は、cＧＭＰ阻害型ｃＡＭＰ特異的ＰＤＥであるＰＤＥ３ＡおよびＰＤＥ３Ｂの活性に影響を及ぼさなかった（図３Ａ）。しかしながら、ＰＤＥ３ＡおよびＰＤＥ３Ｂは細胞膜結合型タンパク質であり、測定液中に持ち込まれた細胞膜破片がＤＩＦ−１の作用を妨げた可能性があるため、細胞膜の残骸が存在しない状況下で可溶型（短縮型）のＰＤＥ３ＡおよびＰＤＥ３Ｂに対するＤＩＦ−１の作用を検討した（図３Ｂ）。しかし、このような条件下においても、ＤＩＦ−１はＰＤＥ３ＡとＰＤＥ３Ｂ活性に影響を与えなかった（図３Ｂ）。他方、５０μＭのＤＩＦ−１はｃＡＭＰ特異的ＰＤＥであるＰＤＥ８Ａの活性を約４０％低下させたが（図３Ｃ）、この酵素に対するＤＩＦ−１の効果はＰＤＥ１に対する効果に比べはるかに弱かった。よって、ＤＩＦ−１によるＰＤＥ８Ａの阻害は非特異的なものと言える。

さらに、ＤＩＦ−１が他の２つのＣａＭ依存的酵素（カルシニューリンおよびミオシン軽鎖キナーゼ（ＭＬＣＫ））、ヘビ毒ＰＤＥ（ｓｖＰＤＥ）ならびにアルカリホスファターゼ（ＡＰ）に対して与える影響を検討した。１０μＭまでのＤＩＦ−１はカルシニューリンの活性を阻害しなかったが、３０μＭのＤＩＦ−１は活性を約２０％低下させた（図４Ａ）。一方、ＭＬＣＫの活性は２０μＭのＤＩＦ−１によっても影響を受けなかった（図４Ｂ）。また、３０μＭまでのＤＩＦ−１はｓｖＰＤＥまたはＡＰには影響を及ぼさないことが示された（データは省略）。これらの結果はすべて、ＰＤＥ１こそがＤＩＦ−１の特異的な薬理学的標的であることを示している。

ＤＩＦ−１がＫ５６２細胞の［ｃＡＭＰ］_iと細胞増殖に与える影響を示した図である。ＤＩＦ−１およびその類似体がＰＤＥ１活性に与える影響を示した図である。ＤＩＦ−１がＰＤＥ３Ａ、ＰＤＥ３ＢおよびＰＤＥ８Ａの活性に与える影響を示した図である。ＤＩＦ−１がカルシニューリンおよびＭＬＣＫに与える影響を示した図である。

Claims

次式（１）
（式中のＸはハロゲン原子または水素原子を示し、少くとも一方のＸはハロゲン原子を示している。Ｒ¹はアルキル基を示し、Ｒ²およびＲ³は、各々、水素原子またはアルキル基を示す）
で表わされる化合物の少くともいずれかを有効成分とすることを特徴とするＰＤＥ１阻害剤。
Ｘはいずれも塩素原子であり、Ｒ¹は炭素数３〜８のアルキル基であり、Ｒ²およびＲ³は一方がＯＨであって他方が炭素数１〜３のアルコキシ基であることを特徴とする請求項１のＰＤＥ１阻害剤。
次式（２）
で表わされるＤＩＦ−１であることを特徴とする請求項２のＰＤＥ１阻害剤。
請求項１から３のうちのいずれかのＰＤＥ１阻害剤を有効成分とする抗腫瘍剤。