JP2004300038A - Method of controlling pathogenic microorganism of crops and growth promoting method by utilizing antibacterial substance of tulip - Google Patents

Abstract

<P>PROBLEM TO BE SOLVED: To provide a composition which imparts resistance to pathogens to plants, a method of imparting resistance to pathogens to plants, a composition for promoting the growth of plants, and a method of promoting the growth of plants. <P>SOLUTION: The composition for imparting resistance to pathogens to plants and the composition for promoting the growth of plants comprise an antipathogen ingredient or an active ingredient for plant growth promotion derived from the anther tissue of tulip (Tulipa spp.), respectively. This active ingredient is water soluble and has a molecular weight of 200-350. <P>COPYRIGHT: (C)2005,JPO&NCIPI

Description

ここで、Ｒは、Ｈ、ＯＨおよびＤ−ヘキソースからなる群より選択される、組成物。
【００２３】
（２）項目１に記載の組成物であって、前記化合物が、以下の式ＩＩの化合物もしくは式ＩＩＩの化合物、またはそれらの塩あるいはそれらの混合物である、組成物：
式ＩＩ （１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）、
【００２４】
【化１６】

式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００２５】
【化１７】

（３）前記病原体が細菌である、項目１に記載の組成物。
【００２６】
（４）前記細菌が、もみ枯病細菌、褐条病細菌、および苗立枯病細菌からなる群より選択される細菌である、項目３に記載の組成物。
【００２７】
（５）前記病原体が、
ａ）カスガマイシンに対して耐性を有する病原体、
ｂ）オキソリン酸に対して耐性を有する病原体；ならびに、
ｃ）カスガマイシンおよびオキソリン酸に対して耐性を有する病原体
からなる群より選択される病原体である、項目１に記載の組成物。
【００２８】
（６）前記植物が単子葉植物である、項目１に記載の組成物。
【００２９】
（７）前記単子葉植物がイネである、項目６に記載の組成物。
【００３０】
（８）病原体に対する抵抗性を植物に付与する組成物であって、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分を含む、組成物。
【００３１】
（９）前記成分が水溶性成分である、項目８に記載の組成物。
【００３２】
（１０）前記成分が、エタノール溶媒、メタノール溶媒、水およびＮ，Ｎ−ジメチルホルムアミド溶媒からなる群より選択される溶媒により抽出される成分である、項目８に記載の組成物。
【００３３】
（１１）前記成分が分子量２００〜３５０を有する、項目８に記載の組成物。
【００３４】
（１２）前記成分が、以下：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；および
該水抽出物を濃縮して濃縮物を得る工程
を包含する方法によって得られる成分である、項目８に記載の組成物。
【００３５】
（１３）前記成分が、以下の工程（Ｉ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から分子量２００〜３５０の画分を得る工程；および
該画分から親水性の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分であるか、
または、以下の工程（ＩＩ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から親水性の画分を得る工程；および
該画分から分子量２００〜３５０の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分である、項目８に記載の組成物。
【００３６】
（１４）項目１３に記載の組成物であって、前記分子量２００〜３５０の画分を得る工程がゲルろ過クロマトグラフィーを使用して行われ、そして前記親水性の画分を得る工程が逆相クロマトグラフィーを使用して行われる、組成物。
【００３７】
（１５）前記病原体が細菌である、項目８に記載の組成物。
【００３８】
（１６）前記細菌が、もみ枯病細菌、褐条病細菌、および苗立枯病細菌からなる群より選択される細菌である、項目１５に記載の組成物。
【００３９】
（１７）前記病原体が、
ａ）カスガマイシンに対して耐性を有する病原体、
ｂ）オキソリン酸に対して耐性を有する病原体；ならびに、
ｃ）カスガマイシンおよびオキソリン酸に対して耐性を有する病原体
からなる群より選択される病原体である、項目８に記載の組成物。
【００４０】
（１８）前記植物が単子葉植物である、項目８に記載の組成物。
【００４１】
（１９）前記単子葉植物がイネである、項目１８に記載の組成物。
【００４２】
（２０）以下の式Ｉの化合物またはその塩を使用して、病原体に対する抵抗性を植物に付与する方法：
式Ｉ
【００４３】
【化１８】

ここで、Ｒは、Ｈ、ＯＨおよびＤ−ヘキソースからなる群より選択される、方法。
【００４４】
（２１）項目２０に記載の方法であって、前記化合物が、以下の式ＩＩの化合物もしくは式ＩＩＩの化合物、またはそれらの塩あるいはそれらの混合物である、方法：
式ＩＩ （１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）、
【００４５】
【化１９】

式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００４６】
【化２０】

（２２）前記病原体が細菌である、項目２０に記載の方法。
【００４７】
（２３）前記細菌が、もみ枯病細菌、褐条病細菌、および苗立枯病細菌からなる群より選択される細菌である、項目２２に記載の方法。
【００４８】
（２４）前記病原体が、
ａ）カスガマイシンに対して耐性を有する病原体、
ｂ）オキソリン酸に対して耐性を有する病原体；ならびに、
ｃ）カスガマイシンおよびオキソリン酸に対して耐性を有する病原体
からなる群より選択される病原体である、項目２０に記載の方法。
【００４９】
（２５）前記植物が単子葉植物である、項目２０に記載の方法。
【００５０】
（２６）前記単子葉植物がイネである、項目２５に記載の方法。
【００５１】
（２７）チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分を使用して、病原体に対する抵抗性を植物に付与する方法。
【００５２】
（２８）前記成分が水溶性成分である、項目２７に記載の方法。
【００５３】
（２９）前記成分が、エタノール溶媒、メタノール溶媒、水およびＮ，Ｎ−ジメチルホルムアミド溶媒からなる群より選択される溶媒により抽出される成分である、項目２７に記載の方法。
【００５４】
（３０）前記成分が分子量２００〜３５０を有する、項目２７に記載の方法。
【００５５】
（３１）前記成分が、以下：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；および
該水抽出物を濃縮して濃縮物を得る工程
を包含する方法によって得られる成分である、項目２７に記載の方法。
【００５６】
（３２）前記成分が、以下の工程（Ｉ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から分子量２００〜３５０の画分を得る工程；および
該画分から親水性の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分であるか、
または、以下の工程（ＩＩ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から親水性の画分を得る工程；および
該画分から分子量２００〜３５０の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分である、項目２７に記載の方法。
【００５７】
（３３）項目３２に記載の方法であって、前記分子量２００〜３５０の画分を得る工程がゲルろ過クロマトグラフィーを使用して行われ、そして前記親水性の画分を得る工程が逆相クロマトグラフィーを使用して行われる、方法。
【００５８】
（３４）前記病原体が細菌である、項目２７に記載の方法。
【００５９】
（３５）前記細菌が、もみ枯病細菌、褐条病細菌、および苗立枯病細菌からなる群より選択される細菌である、項目３４に記載の方法。
【００６０】
（３６）前記病原体が、
ａ）カスガマイシンに対して耐性を有する病原体、
ｂ）オキソリン酸に対して耐性を有する病原体；ならびに、
ｃ）カスガマイシンおよびオキソリン酸に対して耐性を有する病原体
からなる群より選択される病原体である、項目２７に記載の方法。
【００６１】
（３７）前記植物が単子葉植物である、項目２７に記載の方法。
【００６２】
（３８）前記単子葉植物がイネである、項目３７に記載の方法。
【００６３】
（３９）植物の生長を促進させる組成物であって、該組成物が以下の式Ｉの化合物またはその塩を含む、組成物：
式Ｉ
【００６４】
【化２１】

ここで、Ｒは、Ｈ、ＯＨおよびＤ−ヘキソースからなる群より選択される、組成物。
【００６５】
（４０）項目３９に記載の組成物であって、前記化合物が、以下の式ＩＩの化合物もしくは式ＩＩＩの化合物、またはそれらの塩あるいはそれらの混合物である、組成物：
式ＩＩ （１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）、
【００６６】
【化２２】

式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００６７】
【化２３】

（４１）前記植物が単子葉植物である、項目３９に記載の組成物。
【００６８】
（４２）前記植物が、病原体により引き起こされる病害ストレス、物理的な傷害ストレス、乾燥ストレス、温度ストレス、養分欠乏ストレス、塩ストレス、および照度ストレスからなる群より選択されるストレスを受けた植物である、項目３９に記載の組成物。
【００６９】
（４３）植物の生長を促進させる組成物であって、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の植物生長促進活性成分を含む、組成物。
【００７０】
（４４）前記成分が水溶性成分である、項目４３に記載の組成物。
【００７１】
（４５）前記成分が、エタノール溶媒、メタノール溶媒、水およびＮ，Ｎ−ジメチルホルムアミド溶媒からなる群より選択される溶媒により抽出される成分である、項目４３に記載の組成物。
【００７２】
（４６）前記成分が分子量２００〜３５０を有する、項目４３に記載の組成物。
【００７３】
（４７）前記成分が、以下：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；および
該水抽出物を濃縮して濃縮物を得る工程
を包含する方法によって得られる成分である、項目４３に記載の組成物。
【００７４】
（４８）前記成分が、以下の工程（Ｉ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から分子量２００〜３５０の画分を得る工程；および
該画分から親水性の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分であるか、
または、以下の工程（ＩＩ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から親水性の画分を得る工程；および
該画分から分子量２００〜３５０の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分である、項目４３に記載の組成物。
【００７５】
（４９）項目４８に記載の組成物であって、前記分子量２００〜３５０の画分を得る工程がゲルろ過クロマトグラフィーを使用して行われ、そして前記親水性の画分を得る工程が逆相クロマトグラフィーを使用して行われる、組成物。
【００７６】
（５０）前記植物が単子葉植物である、項目４３に記載の組成物。
【００７７】
（５１）前記植物が、病原体により引き起こされる病害ストレス、物理的な傷害ストレス、乾燥ストレス、温度ストレス、養分欠乏ストレス、塩ストレス、および照度ストレスからなる群より選択されるストレスを受けた植物である、項目４３に記載の組成物。
【００７８】
（５２）以下の式Ｉの化合物またはその塩を使用して、植物の生長を促進させる方法：
式Ｉ
【００７９】
【化２４】

ここで、Ｒは、Ｈ、ＯＨおよびＤ−ヘキソースからなる群より選択される、方法。
【００８０】
（５３）項目５２に記載の方法であって、前記化合物が、以下の式ＩＩの化合物もしくは式ＩＩＩの化合物、またはそれらの塩あるいはそれらの混合物である、方法：
式ＩＩ （１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）、
【００８１】
【化２５】

式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００８２】
【化２６】

（５４）前記植物が単子葉植物である、項目５２に記載の方法。
【００８３】
（５５）前記植物が、病原体により引き起こされる病害ストレス、物理的な傷害ストレス、乾燥ストレス、温度ストレス、養分欠乏ストレス、塩ストレス、および照度ストレスからなる群より選択されるストレスを受けた植物である、項目５２に記載の方法。
【００８４】
（５６）チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の植物生長促進活性成分を使用して、植物の生長を促進させる方法。
【００８５】
（５７）前記成分が水溶性成分である、項目５６に記載の方法。
【００８６】
（５８）前記成分が、エタノール溶媒、メタノール溶媒、水およびＮ，Ｎ−ジメチルホルムアミド溶媒からなる群より選択される溶媒により抽出される成分である、項目５６に記載の方法。
【００８７】
（５９）前記成分が分子量２００〜３５０を有する、項目５６に記載の方法。
【００８８】
（６０）前記成分が、以下：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；および
該水抽出物を濃縮して濃縮物を得る工程
を包含する方法によって得られる成分である、項目５６に記載の方法。
【００８９】
（６１）前記成分が、以下の工程（Ｉ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から分子量２００〜３５０の画分を得る工程；および
該画分から親水性の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分であるか、
または、以下の工程（ＩＩ）：
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織を水に浸漬して水抽出物を得る工程；
該水抽出物から親水性の画分を得る工程；および
該画分から分子量２００〜３５０の画分を得る工程、
を包含する方法によって精製される成分である、項目５６に記載の方法。
【００９０】
（６２）項目６１に記載の方法であって、前記分子量２００〜３５０の画分を得る工程がゲルろ過クロマトグラフィーを使用して行われ、そして前記親水性の画分を得る工程が逆相クロマトグラフィーを使用して行われる、方法。
【００９１】
（６３）前記植物が単子葉植物である、項目５６に記載の方法。
【００９２】
（６４）前記植物が、病原体により引き起こされる病害ストレス、物理的な傷害ストレス、乾燥ストレス、温度ストレス、養分欠乏ストレス、塩ストレス、および照度ストレスからなる群より選択されるストレスを受けた植物である、項目５６に記載の方法。
【００９３】
（６５）カスガマイシンに対して耐性を有する病原体の増殖を阻止するための、以下の式ＩＩＩの化合物を含む抗菌性組成物：
式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００９４】
【化２７】

（６６）オキソリン酸に対して耐性を有する病原体の増殖を阻止するための、以下の式ＩＩＩの化合物を含む抗菌性組成物：
式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【００９５】
【化２８】

（６７）前記カスガマイシンに対して耐性を有する病原体が、褐条病菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｖｅｎａｅ）Ｔ９０２０株である、抗菌性組成物。
【００９６】
（６８）前記オキソリン酸に対して耐性を有する病原体が、褐条病菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｖｅｎａｅ）Ｔ９０２０株、もみ枯細菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｇｌｕｍａｅ）Ｔ１２１１９株、および褐条病菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｖｅｎａｅ）Ｔ９０１４株からなる群より選択される病原体である、抗菌性組成物。
【００９７】
【発明の実施の形態】
以下、本発明を詳細に説明する。本明細書の全体にわたり、単数形の表現は、特に言及しない限り、その複数形の概念をも含むことが理解されるべきである。また、本明細書において使用される用語は、特に言及しない限り、当該分野で通常用いられる意味で用いられることが理解されるべきである。
【００９８】
本発明は、一つの局面において、病原体に対する抵抗性を植物に付与する組成物および病原体に対する抵抗性を植物に付与する方法に関する。
【００９９】
本発明は、他の局面において、植物の生長を促進させる組成物および植物の生長を促進させる方法に関する。
【０１００】
本明細書中で用いられる用語「植物」とは、他に特に示さない限り、完全な植物体のみではなく、その植物体を構成する植物細胞、組織、および器官をも含み得る。本明細書中に出てくる植物の構成要素を示す用語（例えば、根、茎、葉、花、花弁、雄しべ、葯、葯壁、花粉、花糸、雌しべ、柱頭、花柱、種子、種子胚、種子籾、球根、塊茎、球根りん片、切花、プロトプラスト、およびカルスなど）は、当業者が通常理解し得る通りの構成物を表す。
【０１０１】
本発明により抵抗性を付与されるおよび／または生長を促進される「植物」は、任意の植物種であり得る。好ましくは、本発明により抵抗性を付与されるおよび／または生長を促進される「植物」は単子葉植物または双子葉植物である。本発明により抵抗性を付与されるおよび／または生長を促進される植物の例としては、イネ、トウモロコシ、コムギ、オオムギ、ライムギなどのイネ科植物、チューリップ、ユリ、ネギ、ニンニクなどのユリ科植物、タバコ、ナス、ジャガイモ、トマトなどのナス科植物、ダイズ、ソラマメ、インゲンマメ、エンドウ、ラッカセイなどのマメ科植物、花卉植物（例えば、アサガオ、ペチュニア、カーネーション、キク、ラン、ダリア、ツツジ、ヒマワリなどが挙げられるが、これらに限定されない）などが挙げられるが、これらに限定されない。
【０１０２】
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）は、ユリ科チューリップ属に属する多年性植物である。チューリップの栽培種は、Ｔｕｌｉｐａ ｇｅｓｎｅｒｉａｎａ Ｌ．とされ、これまでに約２０００種類知られている。チューリップの野生種は、Ｔｕｌｉｐａ ｂａｋｅｒｉ Ａ．Ｄ．Ｈａｌｌや、Ｔｕｌｉｐａ ｌｉｎｉｆｏｌｉａ Ｒｅｇａｌなどを含む約１５０種類が、これまでに知られている。野生種とは、人為的影響を受けていない種をいい、対照的に、栽培種とは、人がその必要を満たすため進化の過程に影響を与えた種をいう。本明細書において、チューリップとは、天然に存在するチューリップ（野生種および栽培種を含む）のみならず、チューリップと他の植物とを掛け合わせて育成されたハイブリッド植物をも含む。また、遺伝子工学的技術により遺伝子組換えされ形質転換されたチューリップも含む。
【０１０３】
本明細書中で用いられる用語「病原体」とは、植物を病的状態にする原因となる任意の生物性病原をいう。ここで病的状態とは、言い換えれば、健康ではないあらゆる状態をさし、例えば、葉または茎などに斑点または輪紋などが現れたり、落葉したり、植物全体または植物の一部（葉または茎など）が萎れたり、植物全体または植物の一部（葉または茎など）が枯れたり、茎の生長が抑制または停止したり、花が咲かなかったり、実がならなかったり等の異常な状態をいう。本明細書中において生物性病原とは、ウイルス、ウイロイド、細菌、真菌（糸状菌を含む）、寄生生物、昆虫、線虫、ダニ、ネズミなどをいうが、これらに限定されない。代表的には、病原体は細菌または真菌であり、これらは特に、病原性細菌または病原性真菌とも呼ばれる。また一般に、病原性細菌および病原性真菌を合わせて、病原菌とも呼ばれる。好ましくは、病原体は病原性細菌である。
【０１０４】
病原性細菌としては、イネもみ枯細菌病細菌、イネ褐条病細菌、イネ苗立枯細菌病細菌、イネ白葉枯病細菌、イネゴマ葉枯病細菌、タバコ空洞病細菌、タバコ野火病細菌、各種野菜類の軟腐病細菌（例えば、ネギ軟腐病細菌）、斑点細菌病細菌、青枯病細菌、インゲンマメかさ枯病細菌、核果類かいよう病細菌、クワ縮葉細菌病細菌、アブラナ科植物黒腐病細菌、カンキツかいよう病細菌、トマトかいよう病細菌、ジャガイモ輪腐病細菌、ジャガイモそうか病細菌が挙げられるが、これらに限定されない。
【０１０５】
病原性真菌としては、イネいもち病菌、イネ紋枯病菌、イネ苗腐病菌、イネ苗立枯病菌、イネばか苗病菌、イネ黄化萎縮病菌、イネごま葉枯病菌、ムギ類さび病類菌、ムギ類うどんこ病菌、ジャガイモ疫病菌、タバコ疫病菌、タバコ灰色かび病菌、タバコ舞病菌、シバ類さび病類菌、立枯病類菌、雪腐病類菌、野菜類の疫病菌、べと病菌、うどんこ病菌、灰色かび病菌、炭そ病菌、苗立枯病菌、根こぶ病菌、カーネーション萎ちょう病菌、キク白さび病菌、ウリ類べと病菌、オオムギ黒穂病菌、ナシ赤星病菌、カンキツにせ黄斑病菌などが挙げられるが、これらに限定されない。
【０１０６】
また病原体は、農薬に対して耐性を有する病原体であり得る。ここで病原体が細菌または真菌である場合、この病原体は農薬耐性細菌または農薬耐性真菌とも呼ばれる。また一般に、農薬耐性細菌および農薬耐性真菌を合わせて、農薬耐性菌とも呼ばれる。農薬は、農作物、樹木または農林産物に対して障害を与える生物（すなわち、病原体）の防除に用いられる薬剤、または農作物などの生理機能の増進もしくは抑制に用いられる生長調節剤（例えば、生長促進剤または発芽抑制剤など）などいう。農薬耐性菌の文脈においては一般に、病原体の防除に用いられる任意の薬剤をいう。病原体の防除に用いられる農薬としては、例えば、カスガマイシンを含む農薬およびオキソリン酸（オキソリニック酸ともいう）を含む農薬が挙げられるが、これらに限定されない。カスガマイシンを含む農薬としては、例えば、カスミンが挙げられるがこれに限定されない。オキソリン酸を含む農薬としては、例えば、スターナ剤が挙げられるがこれに限定されない。本明細書中において、病原体が「農薬に対して耐性を有する」とは、病原体が、特定の農薬の防除作用に対抗して生存する能力を獲得したことを意味する。反対に、本明細書中において、「病原体が農薬に対して感受性である」とは、病原体が、特定の農薬の防除作用に対抗して生存する能力を有さないことを意味する。
【０１０７】
本発明の重要な特徴の一つは、本願発明の組成物および方法が、農薬耐性菌に対する顕著に優れた抵抗性を、植物に付与し得ることにある。農薬耐性菌に関して、特定の一つの農薬に対して耐性を獲得した菌が、他の農薬に対しても耐性を示すようになることが珍しくない（薬剤の交差耐性）。従って、農薬耐性菌に対して強い抗菌作用を示し得る物質を選択／取得することは、一般に当業者に過度の試行錯誤を要する。本願発明者は、下記の実施例において、本願発明の組成物および方法が、農薬耐性菌に対しても強い抗菌性を示し得ることを明らかにした。このような本願発明の組成物および方法は、農薬耐性菌にも使えるので、植物病害防除において極めて有用である。
【０１０８】
さらに本願発明の重要な特徴の一つは、本願発明の組成物および方法を連続的に使用しても、本願発明の組成物自体に対する耐性菌の出現を引き起こさないことにある。下記の実施例に示されるように、例えば、抗生物質アンピシリンと本願発明の組成物とを比較したところ、アンピシリンを用いた場合には早々に約２４時間目に耐性大腸菌が出現したのに対して、本願発明の組成物を用いた場合には、１１８時間もの長期間にわたって耐性大腸菌は出現しなかった。耐性菌の出現がなく長期間にわたって連続使用され得る農薬は、作物栽培農家が、使用する農薬を取捨選択する手間を省き、簡便に使用され得るので有利である。
【０１０９】
本明細書中で用いられる用語「抵抗性」とは、植物が生理的要因または病理的要因による障害を、部分的または完全に打ち消して生存する性質をいう。従って、本願発明の組成物または方法が「病原体に対する抵抗性を植物に付与する」とは、本願発明の組成物または方法によって、植物が、病原体により与えられる障害を、部分的または完全に打ち消して生存することを意味する。
【０１１０】
本明細書中で用いられる句「植物の生長を促進させる」または用語「植物生長促進活性」とは、細胞分裂による細胞数の増加、細胞の原形質量の増加、細胞膜／細胞壁などの伸展、細胞分化および細胞内酵素活性の変化などを通じて、植物の生長（すなわち、植物の体積の増加、あるいは植物の生体量の増加）を促進させる効果または活性をいう。本発明の組成物は、
ａ）外因的に、病原体による感染をブロックすることにより、病原体感染で引き起こされる植物生長への悪影響を回避することによって；および／または、
ｂ）内因的に、植物の細胞数の増加、原形質量の増加、細胞膜／細胞壁の伸展、細胞分化および細胞内酵素活性の変化などを引き起こすことによって、
植物の生長を促進させる。「植物の生長を促進させる活性」は、例えば、生長した植物の大きさおよび／または重量の増加によって確認できる。
【０１１１】
特定の実施形態では、本発明の組成物は、ストレスを受けて健全な生育状態にない（すなわち、正常な生育と比較して生長抑制された状態にある）植物の生長を促進させる。一つの実施形態では、本発明の組成物は、ストレスを受けて健全な生育状態にない植物を、完全にまたは部分的に正常な生育状態に戻す。ストレスとは、本明細書中で使用される場合、植物の健全な生育を妨げる任意の要因をいう。ストレスとしては、例えば、病原体により引き起こされる病害ストレス、物理的な傷害ストレス、乾燥ストレス、温度ストレス（高温ストレスまたは低温ストレス）、養分欠乏ストレス、塩ストレス、または照度ストレス（過剰照度ストレスまたは過少照度ストレス）などが挙げられるが、これらに限定されない。代表的には、ストレスは病害ストレスまたは傷害ストレスである。例えば、切花は、完全な植物体から切り離されたという意味で、傷害ストレスを受けた植物の一例である。本発明の組成物は、このような傷害ストレスを受けた切花などに付与された場合に、その切花の生長を促進させる効果を有する。この場合、本発明の組成物を付与された切花は、本発明の組成物を付与されていない生長抑制された切花と比較した場合に、より長い期間にわたって健全な生育を示す。このような本願発明の組成物は、植物の生長活力剤として使用され得る。
【０１１２】
好ましい実施形態では、病原体に対する抵抗性を植物に付与する本発明の組成物または植物の生長を促進させる本発明の組成物は、以下の式Ｉの化合物またはその塩を含む：
【０１１３】
【化２９】

ここで、Ｒは、Ｈ、ＯＨおよび任意の糖類からなる群より選択される。好ましい実施形態では、上記の式Ｉの化合物におけるＲは、Ｈ、ＯＨ、Ｄ−ヘキソースおよびＬ−ヘキソースからなる群より選択される。より好ましい実施形態では、上記の式Ｉの化合物におけるＲは、Ｈ、ＯＨおよびＤ−ヘキソースからなる群より選択される。より好ましい実施形態では、上記式Ｉの化合物におけるＲは、Ｈ、ＯＨ、Ｄ−グルコース、Ｌ−グルコース、Ｄ−タロース、Ｌ−タロース、Ｄ−マンノース、Ｌ−マンノース、Ｄ−フルクトース、Ｌ−フルクトース、Ｄ−ガラクトースおよびＬ−ガラクトースからなる群より選択される。より好ましい実施形態では、上記式Ｉの化合物におけるＲは、Ｈ、ＯＨ、Ｄ−グルコース、Ｄ−タロース、Ｄ−マンノース、Ｄ−フルクトース、およびＤ−ガラクトースからなる群より選択される。さらに好ましい実施形態では、上記式Ｉの化合物におけるＲは、Ｄ−グルコース、Ｄ−タロース、Ｄ−マンノース、Ｄ−フルクトース、およびＤ−ガラクトースからなる群より選択される。最も好ましい実施形態では、上記式Ｉにおける化合物Ｒは、Ｄ−グルコースである。ここでヘキソースとは、１分子中に６個の炭素原子を含む任意の単糖類をいう。本明細書中における「Ｄ−」または「Ｌ−」という表記は、当業者が通常理解し得るとおり、ＤＬ表示法でＤ配置またはＬ配置をもつ化合物であることを指す。
【０１１４】
本明細書において「塩」とは、酸に含まれている１つ以上の解離し得る水素イオンをカチオン（例えば、金属イオン）で置換して得られる反応生成物をいう。
【０１１５】
特に好ましい実施形態では、本発明の組成物は、以下の式ＩＩの構造を有する化合物（１−チューリッポサイドＢ）もしくは式ＩＩＩの構造を有する化合物（６−チューリッポサイドＢ）、またはそれらの塩あるいはそれらの混合物を含む：
式ＩＩ （１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）、
【０１１６】
【化３０】

式ＩＩＩ （６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）。
【０１１７】
【化３１】

以下の実施例の節において示されるように、上記の式ＩＩの構造を有する１−チューリッポサイドＢと式ＩＩＩの構造を有する６−チューリッポサイドＢは、等価な活性を有する。実施例１４において詳述されるＨＰＬＣのデータ（図１０）は、チューリップ葯組織中に存在する１−チューリッポサイドＢが、時間を経るにつれて徐々に、６−チューリッポサイドＢへと転位することを明確に示している。このＨＰＬＣ研究と同時並行して、チューリップ葯組織の抗菌活性の強度を調べた。すると、チューリップ葯組織が示す抗菌活性は、実験開始から１８時間目までほぼ一定であり、チューリップ葯組織中における１−チューリッポサイドＢの６−チューリッポサイドＢへの変化による影響（すなわち、１−チューリッポサイドＢと６−チューリッポサイドＢとの混合比による影響）を受けないことが明らかとなった。従って、１−チューリッポサイドＢおよび６−チューリッポサイドＢが等価な活性を有することは明らかである。そして以上のことから、本願発明の効果を奏するのに重要な構造は、１−チューリッポサイドＢおよび６−チューリッポサイドＢに共通した、式ＩにおけるＲ位以外の構造部分であること、そしてＲ位の構造は、必要に応じて置換され得ることが示唆された。
【０１１８】
特定の実施形態では、本発明の組成物は、上記化合物または混合物を、農薬としての使用に受容可能なキャリアと共に含む。農薬としての使用に受容可能なキャリアとは、人体や家畜、環境への影響がほとんどまたは全くなく、植物の生育にも悪影響をほとんどまたは全く及ぼさない任意のキャリアをいう。本発明の組成物は、農薬としての使用に適した任意の形態であり得る。例えば、本発明の組成物は、液剤、粉剤、粒剤、乳剤、または水和剤などの形態であり得る。乳剤とは、ある液体が他の不溶性液体に分散して安定した薬剤をいう。水和剤とは、農薬製剤の一形態であり、微粉化した固体原体に増量剤、界面活性剤および／または分散剤を加え、混合粉砕して製造される。水和剤は乳剤に比べて高濃度の製剤が可能であり、経済性にも取扱いの簡便さにも優れた形態である。
【０１１９】
特定の実施形態では、本発明の組成物は、上記化合物または混合物を、病原体に対する抵抗性を植物に付与するに有効な量または植物の生長を促進させるに有効な量で含む。有効な量は、組成物の形態、対象となる病原体もしくは植物の種、植物の大きさ、所望される抵抗性／生長促進活性の程度、または使用する環境などによって変動する。このような要因を考慮して、当業者は、「病原体に対する抵抗性を植物に付与するに有効な量」または「植物の生長を促進させるに有効な量」を容易に決定し得る。例えば、本発明の組成物中における上記化合物または混合物の好ましい量は、液剤の場合、０．３重量％（ｗ／ｖ）、粉剤では０．５重量％（ｗ／ｖ）、粒剤では１．０重量％（ｗ／ｖ）、乳剤では、０．５重量％（ｗ／ｖ）、そして水和剤では１．０重量％（ｗ／ｖ）であるが、これらの量は必要に応じて適宜変更され得る。粒剤および粉剤の場合には、使用に際して、必要に応じた任意の希釈率で、水などの液体により希釈され得る。粒剤および粉剤は、好ましくは、水で希釈して、製品重量の１０〜１０００倍希釈で使用され得、好ましくは１００〜２００倍希釈で使用され得る。代表的には、処理１回につき、植物生重量（ｇ）あたり約１ｍｇ、好ましくは、２ｍｇ、より好ましくは、５ｍｇの上記化合物または混合物を付与することにより、十分な病害防除効果／生長促進効果が得られる。
【０１２０】
好ましい他の実施形態では、病原体に対する抵抗性を植物に付与する本発明の組成物は、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分を含む。
【０１２１】
他の実施形態では、植物の生長を促進させる本発明の組成物は、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の植物生長促進活性成分を含む。
【０１２２】
チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は、好ましくは、親水性成分である。親水性とは、水との親和性が油との親和性よりも高い性質をいう。また、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は、水溶性成分である。水溶性とは、水に溶ける性質をいう。さらに、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は、極性の大きな溶媒により葯組織から抽出される成分である。好ましくは、この有効成分は、エタノール溶媒またはエタノールよりも大きな極性を有する溶媒を用いて葯組織から抽出される成分であり、より好ましくは、この有効成分は、メタノール溶媒またはメタノールよりも大きな極性を有する溶媒を用いて葯組織から抽出される成分であり、さらにより好ましくは、水溶媒または水よりも大きな極性を有する溶媒を用いて葯組織から抽出される成分であり、最も好ましくは、ＤＭＦ（Ｎ，Ｎ−ジメチルホルムアミド）溶媒またはＤＭＦよりも大きな極性を有する溶媒を用いて葯組織から抽出される成分である。また、この有効成分は、ブタノール溶媒またはブタノールよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。より好ましくは、イソアミルアルコール溶媒またはイソアミルアルコールよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。さらにより好ましくは、アセトン溶媒またはアセトンよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。なおさらにより好ましくは、酢酸エチル溶媒または酢酸エチルよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。なおさらにより好ましくは、エーテル溶媒またはエーテルよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。最も好ましくは、クロロホルム溶媒またはクロロホルムよりも極性の小さな溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残る成分である。
【０１２３】
双極子モーメント値とは、一つの分子中の結合モーメントのベクトル和であり、分子の極性の尺度の一つである。双極子モーメント値は一般に、溶媒の極性が大きくなるにつれて、値も大きくなる。例えば、エタノールの双極子モーメント値は、約１．４４（２０℃において）であることが公知である。チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は、約１．４以上の双極子モーメント値を有する溶媒を用いて葯組織から抽出され得る成分である。また、この有効成分は、約１．４未満の双極子モーメント値を有する溶媒で葯組織を抽出した際に残渣として残り得る成分である。
【０１２４】
好ましくは、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は約２００〜３５０ダルトンの分子量を有する。より好ましくは、この有効成分は、約２５０〜３００ダルトンの分子量を有する。さらにより好ましくは、この有効成分は、約２８０〜２９０ダルトンの分子量を有する。最も好ましくは、この有効成分は、約２９４．２５８ダルトンの分子量を有する。
【０１２５】
一つの実施形態では、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分および植物生長促進活性成分は、チューリップ葯組織から液体クロマトグラフィーにより精製される。好ましい実施形態では、この有効成分は、チューリップ葯組織からゲルろ過クロマトグラフィーにより精製される。他の好ましい実施形態では、この有効成分は、チューリップ葯組織から逆相クロマトグラフィーにより精製される。最も好ましい実施形態では、この有効成分は、チューリップ葯組織から、ゲルろ過クロマトグラフィーおよび逆相クロマトグラフィーによって精製される。ゲルろ過クロマトグラフィーおよび逆相クロマトグラフィーの両方を行う場合、順番はいずれであってもよく、ゲルろ過クロマトグラフィー後に逆相クロマトグラフィーを行っても、逆相クロマトグラフィー後にゲルろ過クロマトグラフィーを行っても良い。
【０１２６】
ゲルろ過クロマトグラフィーは、種々の試料分子を、固定相の網目に入り込む程度の違い（すなわち、分子の大きさの違い）によって分離する。様々なゲルろ過カラムが市販されており、必要に応じて適宜使用され得る。本発明のように低分子量の分子を分離するために適切なゲルろ過カラムとしては、Ｓｕｐｅｒｄｅｘ Ｐｅｐｔｉｄｅ ＨＲ １０／３０ゲルろ過カラム（アマシャム社製）、またはＳｕｐｅｒｏｓｅ ６ ＨＲ １０／３０（アマシャム社製）などが挙げられる。例えば、Ｓｕｐｅｒｄｅｘ Ｐｅｐｔｉｄｅ ＨＲ １０／３０ゲルろ過カラム（アマシャム社製；ベッド体積２４ｍｌ）を用いる場合、約０．３ｍｌ／分（約０〜２分間）および約０．９ｍｌ／分（約２〜１２０分間）の流量でチューリップ葯組織由来の０．２ｍｌの試料を添加すると、試料を添加してから約１８〜２５分後に約２００〜３５０の分子量を有する抗菌活性／植物生長促進活性を示す画分が得られ、約１９〜２３分後に約２５０〜３００の分子量を有する抗菌活性／植物生長促進活性を示す画分が得られ、約１９〜２２分後に約２８０〜２９０の分子量を有する抗菌活性／植物生長促進活性を示す画分が得られ、約１９〜２２分後に約２９４．２５８の分子量を有する抗菌活性／植物生長促進活性を示す画分が得られる。ゲルろ過クロマトグラフィーにおいて、流速およびカラム容量に従って、回収する画分を選択することは当業者が適宜なし得る。
【０１２７】
逆相クロマトグラフィーは、高密度の疎水性官能基を結合させた担体を使用して、疎水性程度の違いによって分離する。本発明において目的とする親水性の分子を分離するために適切なカラムとしては、ＰｅｐＲＰＣ 逆相カラム（アマシャム社製）、またはμＲＰＣ Ｃ２／Ｃ１８ ＰＣ３．２／３（アマシャム社製）などが挙げられる。例えば、Ｓｕｐｅｒｄｅｘ Ｐｅｐｔｉｄｅ ＨＲ １０／３０ゲルろ過カラム（アマシャム社製）を用いる場合、チューリップ葯組織由来の試料０．２５ｍｌを、０．７ｍｌ／分の流量で添加すると、添加してから約１〜２分後に本発明で目的とする親水性の抗菌画分／植物生長促進活性が溶出される。
【０１２８】
特定の実施形態では、本発明の組成物は、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分または植物生長促進活性成分を、農薬としての使用に受容可能なキャリアと共に含む。農薬としての使用に受容可能なキャリアとは、人体や家畜、環境への影響がほとんどまたは全くなく、植物の生育にも悪影響をほとんどまたは全く及ぼさない任意のキャリアをいう。本発明の組成物は、農薬としての使用に適した任意の形態であり得る。例えば、本発明の組成物は、液剤、粉剤、粒剤、乳剤、または水和剤などの形態であり得る。乳剤とは、ある液体が他の不溶性液体に分散して安定した薬剤をいう。水和剤とは、農薬製剤の一形態であり、微粉化した固体原体に増量剤、界面活性剤および／または分散剤を加え、混合粉砕して製造される。水和剤は乳剤に比べて高濃度の製剤が可能であり、経済性にも取扱いの簡便さにも優れた形態である。
【０１２９】
特定の実施形態では、本発明の組成物は、チューリップ（Ｔｕｌｉｐａ ｓｐｐ．）の葯組織由来の抗病原体成分または植物生長促進活性成分を、病原体に対する抵抗性を植物に付与するに有効な量または植物の生長を促進させるに有効な量で含む。有効な量は、組成物の形態、対象となる病原体もしくは植物の種、植物の大きさ、所望される抵抗性／生長促進活性の程度、または使用する環境などによって変動する。このような要因を考慮して、当業者は、「病原体に対する抵抗性を植物に付与するに有効な量」または「植物の生長を促進させるに有効な量」を容易に決定し得る。例えば、本発明の組成物中における上記有効成分の好ましい量は、液剤の場合、０．３重量％（ｗ／ｖ）、粉剤では０．５重量％（ｗ／ｖ）、粒剤では１．０重量％（ｗ／ｖ）、乳剤では、０．５重量％（ｗ／ｖ）、そして水和剤では１．０重量％（ｗ／ｖ）であるが、これらの量は必要に応じて適宜変更され得る。粒剤および粉剤の場合には、使用に際して、必要に応じた任意の希釈率で、水などの液体により希釈され得る。粒剤および粉剤は、好ましくは、水で希釈して、製品重量の１０〜１０００倍希釈で使用され得、好ましくは１００〜２００倍希釈で使用され得る。代表的には、処理１回につき、植物生重量（ｇ）あたり約１ｍｇ、好ましくは２ｍｇ、より好ましくは５ｍｇの上記成分を付与することにより、十分な病害防除効果／植物生長促進効果が得られる。
【０１３０】
上記の式Ｉの化合物、上記式ＩＩの化合物、上記式ＩＩＩの化合物もしくはその塩またはそれらの混合物、あるいはチューリップの葯組織由来の抗菌性成分もしくは生長促進活性成分、あるいはそれらのいずれかを含む組成物は、任意の方法により植物に付与され得る。これらの抗菌物質を植物に付与する方法は、組成物等の形態、対象となる病原体もしくは植物の種、植物の大きさ、所望される抵抗性／生長促進活性の程度、または使用する環境などによって変動する。このような要因を考慮して、当業者は、これらの本願発明の物質を植物に付与する方法を容易に決定し得る。例えば、これらの本願発明の物質を含む溶液中に、種子または球根などを浸漬することによって、これらの本願発明の物質が植物に付与され得る。または、これらの本願発明の物質を、生育中または収穫前後に植物に散布することによって、これらの本願発明の物質が植物に付与され得る。
【０１３１】
このようにして付与された組成物は、極めて強力な病害防除効果を植物に付与する。さらに、この組成物は、植物の生長を促進させる効果を有する。また、本の抗菌物質は、もともと天然に存在する物質であるため、環境に対する悪影響もない。そして以下の実施例によって実証されるように、このチューリップ葯組織由来の抗菌物質は、作物自体の生育自体に対しても悪影響を有さず、耐性菌出現の可能性も低いという利点を有する。チューリップは、大規模生産に適した植物であり、また大きな葯組織を有するので、チューリップの葯組織由来の抗菌性成分もしくは生長促進活性成分は、大量生産に適用可能である。
【０１３２】
【実施例】
以下に実施例を挙げて本発明をさらに具体的に説明するが、本発明はこれらに限定されない。
【０１３３】
（実施例１：チューリップ供試品種）
チューリップの葯組織に含まれる抗菌物質の存在について調べるために、以下の表１に示される１１６品種のチューリップを抗菌物質検定に供試した。この１１６品種は、その起源、由来、生態、形態および／または花弁色などにおいて多種多様な品種を含み、そして３１品種の野生種を含む。
【０１３４】
【表１】

表１において、◆は野生種を示す。「品保」とは、富山県農業技術センター野菜花卉試験場において管理されている、チューリップ球根の品種保存番号を示す。品保欄に記載の「農試」とは、富山県農業技術センター農業試験場より提供されたチューリップ品種であることを示す。
【０１３５】
供試した１１６品種のチューリップは、各品種ごとに通常の栽培方法により、開花まで栽培した。例えば、１１月下旬に耕起し畝幅９０ｃｍにした畝の土中１０ｃｍに球根を植え、覆土し、翌年４月から５月に開花させた。開花直後のチューリップの花器官からピンセットで葯を摘出し、密封可能なビニール袋に品種ごとに収集した。収集した葯組織は、実験に使用するまで、−２０℃で保存した。
【０１３６】
（実施例２：チューリップ葯組織を用いた抗菌性検定）
チューリップ葯組織が抗菌物質を有するか否かを検定するために、品種別の葯を用いて抗菌性検定を実施した。
【０１３７】
検定培地としてＨ検定培地を次のように調製した。ｂａｃｔｏ ｔｒｙｐｔｏｎｅ １０ｇ、ＮａＣｌ ８ｇ、およびｂａｃｔｏ ａｇａｒ １２ｇをビーカーに入れ、１０００ｍｌの蒸留水に溶解した。この溶解液をビーカーからフラスコに移し、フラスコにフタをし、１２１℃で２０分間オートクレーブ滅菌した。
【０１３８】
オートクレーブ滅菌後、冷めないうちにフラスコ内の培地を攪拌した。６０℃程度まで冷めた時点で、９ｃｍのプラスチックシャーレにこの培地を約２０ｍｌ分注し、固化するまで水平な場所で放置しＨ培地とした。さらに、ｂａｃｔｏ ａｇａｒを８ｇに減らしたＨ上層培地を同様に作成し、滅菌後６０℃に冷めた時に予めＯＤ_６６０＝０．７まで培養しておいた大腸菌（Ｅ．ｃｏｌｉ）ＪＭ１０９株を７０μｌ取り、試験管内でＨ上層培地３ｍｌと素早く混合した後、シャーレのＨ培地の上に重層して検定培地を作製した。
【０１３９】
実施例１に記載のようにして得られたチューリップの葯組織を、上記のようにして調製された検定培地上にのせた。葯組織をのせた後直ちに、このシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した。
【０１４０】
この結果を図１に示す。この図において、各シャーレの下に記載した番号は、シャーレ上に配置した葯の品種を示し、この番号は上記の表１において列挙した品種の番号と一致する。シャーレには、上段の左から右に向かって、次いで、下段の左から右に向かって、小さい品種番号から大きな品種番号の順で葯を配置した。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌である大腸菌が増殖した箇所である。葯周辺における白濁していない半透明の箇所は、大腸菌が増殖できなかった箇所を示す。従って、この半透明の箇所の大きさは、葯の示す抗菌性の強さを示す。図１から明らかなように、大半の品種の葯周辺には、大腸菌が増殖しなかった半透明の大きな箇所が見られた。そして、この葯周辺の半透明箇所の大きさは、品種ごとに差が見られた。このことから、チューリップの葯組織には強力な抗菌物質が含まれること、および、チューリップが示すその抗菌性強度は品種毎に差があることが明らかとなった。
【０１４１】
（実施例３：等量のチューリップ葯組織を用いた抗菌性検定）
実施例２で示されたチューリップ品種毎の抗菌性強度の差異が、各品種の葯組織の大きさの差異によるか否かを調べるため、各品種の葯組織量を等量にして、実施例２と同様の抗菌性検定を行った。
【０１４２】
実施例２と同様にして、検定培地としてＨ検定培地を調製した。
【０１４３】
各チューリップ品種の葯組織量を統一するため、以下の処理を行った。まず、実施例１に記載のようにして得られた各品種の葯１個の生重量（ｍｇ）を測定した。次いで、この生重量を測定した１個の葯を５００μｌの水に溶解し、次いで、この溶解液を凍結乾燥させた。使用直前に、この凍結乾燥物を、生重量値分の水（μｌ）に溶解した。この操作により、水中の葯抽出濃度を１ｍｇ／μｌに統一した。例えば、紫水晶の品種では、葯１個の生重量は２６ｍｇであり、この葯組織を５００μｌの水に溶解して凍結乾燥させた後、２６μｌの水中に溶解することで１ｍｇ／μｌ濃度の葯組織抽出液を得た。
【０１４４】
上記のようにして得られた１ｍｇ／μｌ濃度の葯組織抽出液１０μｌを、無菌下で、直径８ｍｍの滅菌ペーパーディスクに添加した。添加後、このペーパーディスクを、大腸菌を含むＨ検定培地上にのせた。直ちに、このシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した後、大腸菌増殖阻止円の直径を測定した。
【０１４５】
この実験から明らかとなった、チューリップ葯組織の品種別の抗菌活性の強さをまとめたものが、以下の表２である。
【０１４６】
【表２】

表２において、◆は野生種を示す。ここでは、チューリップ葯組織の示す抗菌活性の強度の指標として、大腸菌増殖阻止円の直径を使用した。
【０１４７】
表２から明らかなように、チューリップが示す抗菌性は品種毎に差があり、この差異が各品種の葯組織の大きさの差異によるものではないことが明らかとなった。
【０１４８】
（実施例４：チューリップの組織別抗菌性検定）
チューリップの葯組織以外の組織が、葯組織と同じように抗菌物質を有するか否かを検定するために、チューリップの種々の組織を用いて抗菌性検定を実施した。
【０１４９】
実施例２と同様にして、検定培地としてＨ検定培地を調製した。
【０１５０】
チューリップ品種ミレラを、通常の栽培方法により、開花まで栽培した。開花直後の植物体から、葉組織、茎組織、花弁組織、雌しべ組織、葯組織および球根りん片組織を各１ｇ採取した。
【０１５１】
採取した各組織を、５ｍｌの水の中でホモジナイズし、次いで、これを１５０００ｒｐｍで１０分間遠心分離した。次いで、この上清を取り出して凍結乾燥し、得られた凍結乾燥物を１ｍｌの水に再溶解した。この溶解液のうちの１０μｌを、無菌下で、直径８ｍｍの滅菌ペーパーディスクに添加した。添加後、このペーパーディスクを、大腸菌を含むＨ検定培地上にのせた。直ちに、このシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した後、大腸菌増殖阻止円の直径を測定した。
【０１５２】
この結果を図２に示す。この図において、上段の左から右に向かって、葯組織、茎組織、花弁組織の抽出液を添加したペーパーディスクであり、次いで、下段の左から右に向かって、雌しべ組織、葯組織、球根りん片組織の抽出液を添加したペーパーディスクである。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌である大腸菌が増殖した箇所である。図２から明らかなように、葉組織または球根りん片組織の抽出液を添加したペーパーディスク周辺には、大腸菌が増殖し得ない半透明の箇所は見られなかった。一方、茎組織、花弁組織、雌しべ組織または葯組織の抽出液を添加したペーパーディスク周辺には、大腸菌が増殖し得ない半透明の箇所が観察された。葯組織抽出液を添加したペーパーディスク周辺には、他組織と比較して顕著に大きな大腸菌増殖阻止円が見られた。
【０１５３】
この実験から明らかとなった、チューリップ各組織の抗菌性強度をまとめたものが、以下の表３である。
【０１５４】
【表３】

表３において見られるように、チューリップ植物体のなかでも葯組織は、他組織と比較して顕著に多量の抗菌物質を含むことが明らかとなった。
【０１５５】
（実施例５：チューリップ以外の植物を用いた抗菌性検定）
本実施例では、チューリップ以外の植物が、チューリップ葯組織と同様の抗菌性を示すか否かについて調べた。
【０１５６】
実施例２と同様にして、検定培地としてＨ検定培地を調製した。
【０１５７】
まず初めに、チューリップと同じユリ科に属するユリの葯組織が示す抗菌性について調べた。詳細には、ユリ品種「乙女ユリ」を、通常の栽培方法で、開花まで栽培した。開花直前および開花直後のユリの花器官からピンセットで葯組織を摘出し、それぞれ、密封可能な小ビンに収集した。収集した葯組織は、実験に使用するまで、−２０℃で保存した。
【０１５８】
このようにして得られたユリ葯組織を、Ｈ検定培地上にのせた後直ちに、このシャーレにフタをし、シャーレをインキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した。
【０１５９】
この結果を図３ａに示す。この図において、向かって左側が開花直前の葯組織であり、そして右側が開花直後の葯組織である。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌である大腸菌が増殖した箇所である。図３ａから明らかなように、ユリ葯組織の周辺には、大腸菌が増殖し得ない半透明の箇所は見られなかった。従って、同じユリ科の植物でも、ユリの葯組織は、チューリップ葯組織のような抗菌性を全く示さないことが明らかとなった。
【０１６０】
次いで、ユリ科以外の植物の葯を用いて、同様の抗菌性検定を行った。詳細には、ペチュニア（ナス科、ペチュニア属）、バラ（バラ科、バラ属）、カラー（サトイモ科、オランダカイウ属）を、それぞれ通常の栽培方法により、開花まで栽培した。開花直後の各植物の花器官からピンセットで葯組織を摘出し、それぞれ、密封可能な小ビンに収集した。収集した葯組織は、実験に使用するまで、−２０℃で保存した。
【０１６１】
このようにして得られた各植物の葯組織を、Ｈ検定培地上にのせた後直ちに、このシャーレにフタをし、シャーレをインキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した。
【０１６２】
この結果を図３ｂに示す。この図において、向かって左側がペチュニアの葯組織であり、真ん中がバラの葯組織であり、そして右側がカラーの葯組織である。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌である大腸菌が増殖した箇所である。図３ｂから明らかなように、ペチュニアの葯組織周辺にも、バラの葯組織周辺にも、カラーの葯組織周辺にも、大腸菌が増殖し得ない半透明の箇所は見られなかった。従って、これらの植物の葯組織は、チューリップ葯組織のような抗菌性を全く示さないことが明らかとなった。
【０１６３】
最後に、抗菌性を有することが公知のニンニク（ユリ科、ネギ属）を用いて、同様の抗菌性検定を行った。詳細には、ニンニクを、通常の栽培条件下で栽培してその球根を、密封可能な小ビンに収集し、実験に使用するまで、−２０℃で保存した。
【０１６４】
このようにして得られたニンニク球根を、厚さ１ｍｍ、生重量１５０ｍｇとなるように薄く切り出した。また、このニンニク球根を、チューリップの葯１個分とほぼ同じ生重量（２５ｍｇ）となるように薄く切り出した。上記のように切り出したニンニクのスライスを、Ｈ検定培地上にのせた。直ちに、このシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した。
【０１６５】
この結果を図３ｃに示す。この図において、向かって左側が、チューリップの葯１個分とほぼ同じ生重量を有するニンニクスライスを用いた場合であり、そして右側が、厚さ１ｍｍ、生重量１５０ｍｇとなるように薄く切り出したニンニクスライスを用いた場合である。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌である大腸菌が増殖した箇所である。白濁していない半透明の箇所は、大腸菌が増殖できなかった箇所を示し、この大きさが抗菌性の強さを示す。図３ｃから明らかなように、ニンニクスライス周辺には、大腸菌が増殖しなかった半透明の箇所が見られた。しかし、抗菌性を示す半透明の箇所の大きさは、大半のチューリップ葯組織を用いた場合よりも有意に小さく、チューリップ葯１個分と同じ生重量を有するニンニクを用いた場合の阻止円の直径は、１０ｍｍであった。従って、驚くべきことに、チューリップの葯組織が、強力な抗菌性を示すことが公知のニンニクよりもさらに強い抗菌性を有することが明らかとなった。
【０１６６】
（実施例６：チューリップ葯組織の抗菌性スペクトル検定）
上記の実施例から明らかとなったチューリップ葯組織の示す抗菌性のスペクトルを調べるために、種々の細菌および真菌を被験菌として用いて抗菌性スペクトル検定を行った。
【０１６７】
検定培地としてＨ検定培地の代わりにＳＣＤ検定培地を調製した。ＳＣＤ検定培地は市販のダイゴ製培地（日本製薬株式会社製）（カゼインペプトン１７ｇ、ソイビーンペプトン３ｇ、リン酸水素二カリウム２．５ｇ、グルコース５ｇ、塩化ナトリウム５ｇ、蒸留水１Ｌ）を使用し、実施例２に記載の方法と同様にして、被検菌と混ぜて検定培地とした。
【０１６８】
チューリップ供試品種として紫水晶を使用し、実施例２に記載のようにして得られた１ｍｇ／μｌ濃度の葯組織抽出液５μｌを、無菌下で、直径８ｍｍの滅菌ペーパーディスクに添加した。添加後、このペーパーディスクを被検菌を含むＳＣＤ検定培地上にのせた。ここで、被験菌としては、大腸菌（Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉ、ＩＦＯ３９７２株；グラム陰性細菌；図４（ａ））、サルモネラ菌（Ｓａｌｍｏｎｅｌｌａ ｅｎｔｅｒｉｔｉｄｉｓ、ＩＦＯ３３１３株；グラム陰性細菌；図４（ｂ））、緑膿菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｅｒｕｇｉｎｏｓａ、ＩＦＯ１３２７５株；グラム陰性細菌；図４（ｃ））、黄色ブドウ球菌（Ｓｔａｐｈｙｌｏｃｏｃｃｕｓ ａｕｒｅｕｓ、ＩＦＯ１３２７６株；グラム陽性細菌；図４（ｄ））、カンディダ菌（Ｃａｎｄｉｄａ ａｌｂｉｃａｎｓ、ＩＦＯ１５９４株；真菌；図４（ｅ））および枯草菌（Ｂａｃｉｌｌｕｓ ｓｕｂｔｉｌｉｓ、ＩＦＯ３００７株；グラム陽性細菌；図４（ｆ））を使用した。ペーパーディスクをのせた後直ちにシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した後、各細菌または真菌の増殖阻止円の直径を測定した。
【０１６９】
この結果を図４（ａ）〜（ｆ）に示す。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌が増殖した箇所である。図４（ａ）〜（ｄ）および（ｆ）から明らかなように、種々の細菌を被験菌として用いた場合、チューリップ葯組織抽出液を添加したペーパーディスク周辺には大きな阻止円が見られた。詳細には、大腸菌を用いた場合の阻止円の直径は、１５ｍｍであり、サルモネラ菌を用いた場合の阻止円の直径は、１４ｍｍであり、緑膿菌を用いた場合の阻止円の直径は、１２ｍｍであり、黄色ブドウ球菌を用いた場合の阻止円の直径は、１３ｍｍであり、そして枯草菌を用いた場合の阻止円の直径は、１１ｍｍであった。一方、真菌であるカンディダ菌を被験菌として用いた場合には、チューリップ葯組織抽出液を添加したペーパーディスク周辺には阻止円が全く見られなかった。以上の結果から、チューリップ葯組織中に含まれる抗菌物質は、グラム陽性細菌およびグラム陰性細菌を含む種々の細菌に対しては抗菌性を示すが、カンディダ菌に対しては抗菌性を示さないことが明らかとなった。
【０１７０】
（実施例７：イネ病害細菌に対する抗菌性検定）
本実施例では、チューリップ葯組織が有する抗菌物質が、イネの病害細菌に対して抗菌効果を有するか否かを調べた。
【０１７１】
検定培地としてＰＰＧＡ培地（ジャガイモ２００ｇ、リン酸二ナトリウム（１２水塩）３ｇ、リン酸カリウム０．５ｇ、ペプトン５ｇ、塩化ナトリウム３ｇ、ブドウ糖５ｇ、寒天１５ｇ、蒸留水１Ｌ）を調製した。
【０１７２】
チューリップ供試品種として紫水晶を使用し、実施例２に記載のようにして得られた１ｍｇ／μｌ濃度の葯組織抽出液１０μｌを、無菌下で、直径８ｍｍの滅菌ペーパーディスクに添加した。添加後直ちにＰＰＧＡ検定培地上にのせた。被験菌としては、もみ枯細菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｇｌｕｍａｅ、Ｔ１２１４１株；カスガマイシン感受性、オキソリン酸感受性、病原性強；図５（ａ））、褐条病菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｖｅｎａｅ、Ｔ９０２０株；カスガマイシン耐性、オキソリン酸耐性、病原性やや強；図５（ｂ））、苗立枯細菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｐｌａｎｔａｒｉｉ、Ｔ１２１５１株；カスガマイシン感受性、オキソリン酸感受性、病原性強；図５（ｃ））、もみ枯細菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｇｌｕｍａｅ、Ｔ１２１１９株；カスガマイシン感受性、オキソリン酸耐性、病原性やや強；図５（ｄ））、褐条病菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ａｖｅｎａｅ、Ｔ９０１４株；カスガマイシン感受性、オキソリン酸耐性、病原性やや強；図５（ｅ））、および苗立枯細菌（Ｐｓｅｕｄｏｍｏｎａｓ ｐｌａｎｔａｒｉｉ、Ｔ１１０１株；カスガマイシン感受性、オキソリン酸感受性、病原性強；図５（ｆ））を使用した。また、コントロールとして、大腸菌（Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉ、ＪＭ１０９株；図５（ｇ））を使用した。このシャーレにフタをし、シールして密封した。この密封したシャーレをインキュベーター内に置き、３０℃で４８時間培養した後、各イネ病害細菌の増殖阻止円の直径を測定した。
【０１７３】
この結果を図５（ａ）〜（ｇ）に示す。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌が増殖した箇所である。図５（ａ）〜（ｇ）から明らかなように、いずれのイネ病害細菌を用いた場合も、チューリップ葯組織抽出液を添加したペーパーディスク周辺には大きな阻止円が見られた。詳細には、もみ枯細菌（Ｔ１２１４１株）を用いた場合の阻止円の直径は、２０ｍｍであり、褐条病菌（Ｔ９０２０株）を用いた場合の阻止円の直径は、２４ｍｍであり、苗立枯細菌（Ｔ１２１５１株）を用いた場合の阻止円の直径は、１５ｍｍであり、もみ枯細菌（Ｔ１２１１９株）を用いた場合の阻止円の直径は、２２ｍｍであり、褐条病菌（Ｔ９０１４株）を用いた場合の阻止円の直径は、２４ｍｍであり、そして苗立枯細菌（Ｔ１１０１株）を用いた場合の阻止円の直径は、１５ｍｍであった。コントロールとして大腸菌を用いた場合の阻止円の直径は、２４ｍｍであった。以上の結果から、チューリップ葯組織中に含まれる抗菌物質は、種々のイネ病害細菌に対して抗菌性を示すことが明らかとなった。また驚くべきことに、チューリップ葯組織が有する抗菌物質は、種々の農薬に耐性を示すイネ病害細菌に対しても強い抗菌性を示すことが明らかとなった。
【０１７４】
（実施例８：チューリップ葯組織の抗菌活性と、花粉数または花粉稔性との間の関係）
本実施例では、上記の実施例から明らかとなったチューリップ葯組織の示す抗菌活性と、花粉数または花粉稔性との間の関係について調べた。
【０１７５】
供試品種として、下記の表４の左欄に示す７品種を使用した。
【０１７６】
【表４】

本実施例で使用した７品種の花粉の顕微鏡写真を図６に示す。図６ａ、ｂ、ｃ、ｄ、ｅ、ｆ、およびｇは、それぞれ、ミレラ、グレイシャー、ベラドンナ、カリオラム、スマイリングプリンセス、タルダ、およびクイーンオブナイトホワイトの花粉の顕微鏡写真を示す。この顕微鏡写真において、円形でも楕円形でもなく潰れた形状となった花粉は、不稔性の花粉を示す。図６から明らかなように、使用した７品種の花粉の大きさや形状、そして不稔性花粉の存在比率は様々であった。
【０１７７】
各品種の花粉の抗菌活性と、葯１個あたりの花粉数と、花粉稔性率（％）との間の関係をまとめたものが表４である。表４から明らかなように、各品種の示す抗菌活性と花粉数との間には、全く相関関係が見られなかった。また、各品種の示す抗菌活性と花粉稔性との間にも、全く相関関係は見られなかった。従って、本明細書で示されたチューリップ葯組織の抗菌性は、葯組織の中でも花粉ではなく葯壁に存在し、葯壁中におけるその抗菌物質の生産量が各チューリップ品種毎に異なることが示唆された。
【０１７８】
（実施例９：溶媒溶解性検定）
本実施例では、チューリップ葯組織に含まれる抗菌物質の溶媒溶解性について検定した。
【０１７９】
検定培地としてＨ検定培地を調製した。
【０１８０】
チューリップ供試品種として紫水晶を使用した。検定溶媒としては、クロロホルム（レーン（１））、エーテル（レーン（２））、酢酸エチル（レーン（３））、アセトン（レーン（４））、イソアミルアルコール（レーン（５））、ブタノール（レーン（６））、エタノール（レーン（７））、メタノール（レーン（８））、水（レーン（９））、およびＤＭＦ（Ｎ，Ｎ−ジメチルホルムアミド；レーン（１０））を使用した。
【０１８１】
図７ａに示す上段のペーパーディスク（Ａ）は、上記の各溶媒５００μｌに葯組織を浸漬して溶媒抽出したものである。詳細には、このペーパーディスク（Ａ）は、溶媒抽出後に、溶媒から葯組織を取り除いて溶媒を減圧乾燥させ、この乾燥物を５０μｌの同じ溶媒中に再溶解し、その中の１０μｌを直径８ｍｍのペーパーディスクに添加して風乾させて得られたものである。図７ａの下段に示すペーパーディスク（Ｂ）は、上記のペーパーディスク（Ａ）を得るための溶媒抽出処理で生じた残渣を使用したものである。詳細には、ペーパーディスク（Ｂ）は、各溶媒抽出後の残渣（すなわち、溶媒から取り出した葯組織）を減圧乾燥し、この乾燥物を５００μｌの水に溶解し、再度減圧乾燥し、これを５０μｌの水に再溶解して、その中の１０μｌを直径８ｍｍのペーパーディスクに添加して風乾させて得られたものである。
【０１８２】
上記のようにして得られた各溶媒についてのペーパーディスク（Ａ）（Ｂ）を、無菌下でＨ検定培地上にのせた。直ちに、このシャーレにフタをし、インキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した後、阻止円の直径を測定した。
【０１８３】
この結果を図７ａに示す。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌が増殖した箇所である。白濁していない半透明の箇所は、被験菌が増殖できなかった箇所を示す。従って、ペーパーディスクが周辺に半透明の箇所を有するということは、そのペーパーディスクが抗菌物質を有するということを示す。図７ａから明らかなように、チューリップ葯組織の抗菌物質は、極性の小さな溶媒（例えば、クロロホルム、エーテル、酢酸エチル、アセトン、イソアミルアルコール、ブタノール）には溶解せず、極性の大きな溶媒（例えば、ＤＭＦ、水、メタノール、エタノール）に溶解する。エタノール溶媒を使用した場合、残渣ペーパーディスク（Ｂ）の周辺に大きな半透明の箇所が見られたが、溶媒抽出物ペーパーディスク（Ａ）の周辺にもわずかな半透明の箇所が見られた。一方、メタノール溶媒を使用した場合、溶媒抽出物ペーパーディスク（Ａ）の周辺に大きな半透明の箇所が見られたが、残渣ペーパーディスク（Ｂ）の周辺にもわずかな半透明の箇所が見られた。従って、本抗菌物質は、少なくともエタノールよりも極性が大きな溶媒に溶解することが明らかとなった。
【０１８４】
（実施例１０：抗菌作用を発揮するために必要な濃度の検定）
本実施例では、チューリップ葯組織の抗菌物質が十分な抗菌作用を発揮するために必要な濃度を検定した。具体的には、十分な抗菌作用を得るために、チューリップ葯１個分を溶解するのに必要とされる水の容量について検定した。
【０１８５】
検定培地としてＨ検定培地を調製した。
【０１８６】
チューリップ供試品種として紫水晶を使用した。このチューリップの葯１個を０．５ｍｌの水に入れて５分間浸漬し、次いで、葯を取り除いた水溶液を凍結乾燥させて、０．０５ｍｌ、０．１ｍｌ、０．２ｍｌ、０．３ｍｌ、０．４ｍｌ、０．５ｍｌ、０．６ｍｌ、０．７ｍｌ、０．８ｍｌ、０．９ｍｌ、または１．０ｍｌの容量の水に再溶解した。この再溶解水溶液の中から１０μｌを、直径８ｍｍのペーパーディスクに添加した。添加後、このペーパーディスクを直ちにＨ検定培地上にのせた。直ちにフタをしたシャーレをインキュベーター内に置き、３０℃で２４時間培養した後、阻止円の直径を測定した。
【０１８７】
この結果を図７ｂに示す。シャーレ上の白濁した箇所は、被験菌が増殖した箇所である。白濁していない半透明の箇所は、被験菌が増殖できなかった箇所を示す。従って、ペーパーディスクが周辺に半透明の箇所を有するということは、そのペーパーディスクが抗菌物質を有するということを示す。図７ｂのシャーレに配置したペーパーディスクは、それぞれ、図７ｂの右側に示す値（ｍｌ）の水に溶解したものを添加したペーパーディスクを示す。図７ｂから明らかなように、葯１個を、０．０５ｍｌ、０．１ｍｌまたは０．２ｍｌ中に溶解した場合には大きな阻止円が見られた。また、０．３ｍｌ、または０．４ｍｌ中に溶解した場合でも、ペーパーディスク周辺には半透明の阻止円が見られた。しかし、０．５ｍｌよりも多い水に溶解した場合には阻止円は見られなかった。以上の結果から、紫水晶品種の葯１個を、０．４ｍｌ以下（好ましくは、０．２ｍｌ以下）の水に溶解すれば、十分な抗菌作用が見られることが明らかとなった。従って、チューリップの花１個に含まれる葯６個を用いる場合には、約１ｍｌの水に溶解すれば必要十分な濃度の殺菌液を得ることが可能である。
【０１８８】
（実施例１１：イネ育苗における苗立枯細菌病に対する病害防除効果）
本実施例では、イネの育苗において、チューリップ葯組織の抗菌物質が、イネに苗立枯細菌病に対する抵抗性を付与するか否かを検定した。
【０１８９】
チューリップ葯組織の抽出液を調製するために、供試品種として紫水晶を使用した。通常の栽培方法によって得られたチューリップ紫水晶品種の葯６個を５ｍｌの水に入れて５分間浸漬し、次いで、葯を取り除いた水溶液を凍結乾燥させて、１．０ｍｌ量の水に再溶解し、葯抽出液を得た。
【０１９０】
イネの検定供試品種としては、ハナエチゼンを使用した。このハナエチゼン種子籾は、苗立枯細菌に汚染された水田より収穫されたものである。苗立枯細菌は、育苗床から種子籾の中に入り込んで感染することが公知である。この苗立枯細菌感染籾を、葯抽出液に５日間浸漬するか、水道水（コントロール）に３日間浸漬するか、または市販の水稲用種子消毒剤モミガードＣ水和剤（北興化学工業社製）の２００倍希釈液に３日間浸漬した。各々の処理を行った種子籾を、育苗条件下（６月中旬、温度昼３０℃、夜１７℃、湿度９８％のグロースキャビネット内）において、播種から１２日間育苗した。
【０１９１】
播種後１２日目の各処理イネの様子を示す写真を、図８に示す。図８から明らかなように、コントロールの水道水で処理した苗立枯細菌感染籾からの生育（Ｂ）は極めて貧弱であり、苗立枯細菌病に典型的な症状（黄化した葉色、低い草丈など）を示した。一方、チューリップ葯水抽出液で処理した苗立枯細菌感染籾からの生育（Ａ）は、苗立枯細菌病に典型的な症状を示さなかった。さらに、このチューリップ葯水抽出液で処理した苗立枯細菌感染籾からの生育（Ａ）は、苗立枯細菌病に対して強力な防除効果を有することが知られている市販の農薬モミガードＣ水和剤で処理した感染籾からの生育（Ｃ）よりも健全な生育（濃緑色の葉色）を示した。
【０１９２】
この実験により実証された、チューリップ葯水抽出液のイネ苗立枯細菌病に対する病害防除効果をまとめたものが、以下の表５である。
【０１９３】
【表５】

この表は、播種後１２日目に調査した結果をまとめたものである。各数値は、チューリップ葯抽出物処理の場合には２つの試験区の平均値を表し、モミガードＣまたは水道水（コントロール）処理の場合には３つの試験区の平均値を表す。表の中の発病程度を示すアルファベット記号は、以下の意味を表す：Ａ、発病なし；Ｂ、葉鞘基部白化；Ｃ、第３葉白化；Ｄ、葉鞘基部腐敗および萎ちょう；Ｅ、腐敗枯死。発病苗率（％）とは、（発病程度Ｂ〜Ｅの苗数）／全調査苗数に１００を乗算した値を示す。発病度とは、Ａ＝０、Ｂ＝１、Ｃ＝２、Ｄ＝３、Ｅ＝４の係数をそれぞれの苗数に乗じ、それを足したものを全本数に４を乗じた値で割った数字に１００を乗じた値を示す。防除価とは、水道水（コントロール）に対して防除した割合を示す（例えば、モミガードＣの場合、以下の計算式により得られる：（１−（２．４（モミガードＣの発病度）／５９．４（水道水の発病度））×１００。
【０１９４】
表５から明らかなように、チューリップ葯水抽出液で処理した苗立枯細菌感染籾から発芽した苗は全く発病徴候を示さず、防除価は１００であった。このチューリップ葯水抽出液の示した防除価は、苗立枯細菌病に対して強力な防除効果を有することが知られている市販の農薬モミガードＣで処理した場合の防除価９５．８よりも高く、チューリップ葯水抽出液が優れた病害防除効果を種子籾に付与することが明らかとなった。
【０１９５】
（実施例１２：イネの生育に対するチューリップ葯抽出物の影響）
本実施例では、イネの苗立枯細菌感染籾に対するチューリップ葯水抽出液処理が、イネの生育に如何なる影響を及ぼすかを検定した。
【０１９６】
実施例１１に記載のように、チューリップ葯水抽出液か、農薬モミガードＣか、または水道水（コントロール）で処理した、ハナエチゼンの苗立枯細菌感染籾のそれぞれの草丈（ｃｍ）、葉鞘高（ｃｍ）、葉令（枚）、および生重量（ｇ）を、播種後１２日目に測定した。この結果を、下記の表６に示す。
【０１９７】
【表６】

表６における各数値は、各処理における代表的な５本のサンプルの平均値を示す。表６から明らかなように、チューリップ葯水抽出液で処理した場合の草丈、葉鞘高、葉令および生重量は、イネの生育に影響をほとんど与えないとされている適切な用量の農薬モミガードＣで処理した場合の草丈、葉鞘高、葉令および生重量よりも良好であった。一方、コントロールである水道水で処理した苗立枯細菌感染籾から生育した苗は、草丈が有意に低く、また生重量も有意に小さかった。
【０１９８】
苗立枯細菌は、育苗床から種子籾の中に入り込み、種子籾の段階で感染が成立する。従って、葯抽出物を付与した場合に観察された上記のような良好な生育は、葯抽出物が、外因的に細菌感染をブロックしたことのみに起因するとは考え難い。また、葯抽出物で処理したチューリップの草丈、葉鞘高、葉令および生重量が、イネの生育に影響をほとんど与えないとされている適切な用量の農薬モミガードＣで処理した場合の草丈、葉鞘高、葉令および生重量よりも良好であったから、感染の成否によらずに内因的に、植物の生長を促進させる効果を有することを示す。この葯抽出物が示す内因的な植物生長促進作用は、例えば、病害ストレスまたは傷害ストレスなどのストレスを受けて生長を抑制された植物の生長を、少なくとも正常な生育状態に戻すまで、促進させる効果を有すると考えられる。
【０１９９】
以上の結果から、チューリップ葯水抽出液は、イネの生育に全く悪影響を及ぼさないだけでなく、イネの生育を促進させる効果を有することが明らかとなった。
【０２００】
（実施例１３：液体クロマトグラフィーによる抗菌物質の精製）
チューリップ葯組織中に含まれる抗菌物質を精製するため、液体クロマトグラフィー（ゲルろ過クロマトグラフィーおよび逆相クロマトグラフィー）を行った。
【０２０１】
まず、ゲルろ過クロマトグラフィーに供する試料を以下のようにして調製した。
品種紫水晶の葯２０個を１０ｍｌの水に５分間浸け、その水溶液を１５ｍｌ用の遠沈管に取り、５０００ｒｐｍ、１０分間の遠心分離を行った。さらに、その上清を０．２２μｍの滅菌フィルターでろ過した。こうして得られた水溶液を凍結乾燥した後、蒸留水２ｍｌに再溶解してクロマトグラフィーに供試した。
【０２０２】
上記のようにして調製されたチューリップ葯組織由来の試料０．２ｍｌを、０．３ｍｌ／分（０〜２分間）および０．９ｍｌ／分（２〜１２０分間）の流量で、Ｓｕｐｅｒｄｅｘ Ｐｅｐｔｉｄｅ ＨＲ １０／３０ゲルろ過カラム（アマシャム社製）に添加した。このゲルろ過クロマトグラフィーにより現れたピークにおいて、目的の抗菌活性を示す画分は、試料を添加してから１９〜２２分後に溶出される画分であることが明らかとなった（図９ａ）。この画分は、約２９４．２５８の分子量を有する。次いで、ゲルろ過クロマトグラフィーにより活性画分であることが明らかとなった溶出画分０．２５ｍｌを、０．７ｍｌ／分の流量で、ＰｅｐＲＰＣ ＨＲ ５／５逆相カラム（アマシャム社製）に添加した。この逆相クロマトグラフィーにおいて、目的の抗菌活性を示す画分は、試料を添加してから１〜２分後に溶出される画分であることが明らかとなった（図９ｂ）。
【０２０３】
上記のようにして、ゲルろ過クロマトグラフィーおよび逆相クロマトグラフィーにより精製された抗菌物質を含む画分を、ＮＭＲ（核磁気共鳴）に供して、チューリップ葯組織に含まれる抗菌物質の分子構造を解析した。その結果、この抗菌物質は、以下の化学構造式を有する既知の物質（式ＩＩ：１−チューリポサイドＢ（１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）；および式ＩＩＩ：６−チューリッポサイドＢ（６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース））であることが示された。なお、チューリップ葯組織に含まれる抗菌物質は、この１−チューリポサイドＢおよび６−チューリッポサイドＢと分子量が一致している。
【０２０４】
式ＩＩ：１−チューリポサイドＢ（１−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）
【０２０５】
【化３２】

式ＩＩＩ：６−チューリッポサイドＢ（６−（（Ｓ）−３，４−ジヒドロキシ−２−メチレンブタノエート）−Ｄ−グルコピラノース）
【０２０６】
【化３３】

（実施例１４：１−チューリポサイドＢから６−チューリッポサイドＢへの転位および抗菌活性に対するその影響）
本実施例では、１−チューリッポサイドＢと６−チューリッポサイドＢとの間の関係、およびチューリップの葯組織中に含まれる抗菌活性が、１−チューリッポサイドＢと６−チューリッポサイドＢのどちらによってもたらされるのかを調べた。
【０２０７】
まず、チューリップ葯組織中における、時間経過に伴うチューリッポサイドＢの変化を調べた。具体的には、０、１、４、８、１２および１８時間目に、チューリップ葯組織中に含まれる成分をＨＰＬＣで調べた。この結果を、図１０に示す。図１０から明らかなように、実験開始時（０時間目）には、１−チューリッポサイドＢ（１）の量が有意に多く、６−チューリッポサイドＢ（２）はごく微量であったが、これらの量は徐々に逆転していった。実験終了時（１８時間目）には、１−チューリッポサイドＢ（１）はほとんど存在せず、６−チューリッポサイドＢ（２）が大勢を占めた。以上の結果から、１−チューリッポサイドＢは、時間経過に伴って６−チューリッポサイドＢへと転位することが明らかとなった。なお、６−チューリッポサイドＢから１−チューリッポサイドＢへの転位は確認されなかった。
【０２０８】
次いで、１−チューリッポサイドＢと６−チューリッポサイドＢのどちらが、チューリップの葯組織中に含まれる抗菌活性を担うのかについて調べた。具体的には、上記のＨＰＬＣ研究と同時並行して、チューリップ葯組織の抗菌活性強度を調べた。この結果を、以下の表７に示す。
【０２０９】
【表７】

表７から明らかなように、チューリップ葯組織が示す抗菌活性は、実験開始時（０時間目）から実験終了時（１８時間目）までほぼ一定であった。この結果から、チューリップ葯組織が示す抗菌活性は、１−チューリッポサイドＢから６−チューリッポサイドＢへの変化による影響を受けないことが明らかとなった。
【０２１０】
以上のように、チューリップ葯組織中では１−チューリッポサイドＢから６−チューリッポサイドＢへの変化が生じているにもかかわらず、その抗菌活性強度には影響がなくほぼ一定であったことから、１−チューリッポサイドＢおよび６−チューリッポサイドＢは、質的に等しい活性を有し、そして単位量あたりに対する抗菌活性の強さも等しいことが明らかとなった。１−チューリッポサイドＢと６−チューリッポサイドＢとは、式ＩにおけるＲ基以外の部分を共通して有する。従って、本願発明の効果を奏するのに重要な構造はこの式ＩにおけるＲ位以外の構造部分であることが示され、Ｒ位の構造は、必要に応じて置換され得ることが示された。
【０２１１】
（実施例１５：チューリップ葯水抽出液と抗生物質との抗菌性の比較）
チューリップ葯水抽出液が大腸菌生育に及ぼす抗菌性の経時的変化と、既知の抗生物質が大腸菌生育に及ぼす抗菌性の経時的変化との比較を行った。
【０２１２】
検定培地として２ＴＹ培地を調製した（バクトトリプトン １６ｇ、イーストエキストラクト １０ｇ、塩化ナトリウム５ｇ、蒸留水１Ｌを加えた後、１２１℃、２０分間オートクレーブ滅菌した）を使用した。この２ＴＹ培地５０ｍｌを２００ｍｌの三角フラスコに取り、３０℃、１２５ｒｐｍの振とう速度で大腸菌ＪＭ１０９株を一晩前培養した。次に長さ２０ｃｍ、直径１８ｍｍの試験管に２ＴＹ培地５ｍｌを入れ、前培養した大腸菌液をＯＤ_６６０＝０．１になるように加え、３７℃、１２５ｒｐｍで振とう培養した。ＯＤ_６６０＝０．５となった時点で、各チューブに、それぞれ５０μｇ／ｍｌ濃度となるようにチューリップ葯水抽出液（Ｔｕｌｉｐ）、アンピシリン（Ａｍｐ）、クロラムフェニコール（Ｃｍ）、カナマイシン（Ｋｍ）を接種した。コントロールのチューブには、いかなる抗菌剤も添加しなかった。
【０２１３】
この結果を、図１１に示す。図１１から明らかなように、いかなる抗菌剤も接種していないコントロールでは、培養開始後約７時間目（ｈｒ）にＯＤ_６６０が約１．５５で飽和に達するまで、大腸菌は増殖し続けた。アンピシリンを接種したチューブでは、培養を開始してから約５〜７時間後に著しい増殖抑制が見られたが、その後急激に大腸菌は増殖を再開し、２９〜４８時間後にはコントロールとほぼ同じ増殖レベルに達した。このような、アンピシリンを用いた場合に培養開始から約７時間後以降に見られた急激な増殖再開は、培養中にアンピシリン耐性菌が出現したことを示す。クロラムフェニコールを用いた場合でも、培養を開始して４８時間後から１１８時間後にかけて急激な増加が見られた。この結果も、クロラムフェニコール耐性菌の出現を示す。一方、チューリップ葯水抽出液を接種したチューブでは、接種後に大腸菌増殖は徐々に低下し、耐性菌の出現は見られなかった。また、チューリップ葯水抽出液は、他の抗生物質（アンピシリン、クロラムフェニコール、カナマイシン）を用いた場合よりも、強く大腸菌増殖を抑制した。以上の結果から、チューリップ葯に含まれる抗菌物質は、抗菌作用を示すことが一般に知られている抗生物質よりも強く菌増殖を抑制するという強い抗菌性を示し、しかも耐性菌の出現が見られないという、実用的な病害防除剤として極めて優れた抗菌物質であることが明らかとなった。
【０２１４】
以上のように、本発明の好ましい実施形態を用いて本発明を例示したが、本発明は、特許請求の範囲によってのみその範囲が解釈されるべきであることが理解される。本明細書において引用した特許、特許出願および文献は、その内容自体が具体的に本明細書に記載されているのと同様にその内容が本明細書に対する参考として援用されるべきであることが理解される。
【０２１５】
【発明の効果】
本発明によって、環境に対する悪影響が少なく、また作物自体の生育に対して悪影響を及ぼさず、耐性菌出現の可能性が低いという利点を有し、強力な病害防除効果を作物に付与する、大量生産／大規模使用が可能な植物病害防除剤および植物病害防除法が得られた。さらに本発明によって、植物の生長を促進させる組成物および植物の生長を促進させる方法が得られる。
【図面の簡単な説明】
【図１】図１は、チューリップの品種別の葯を用いた抗菌性検定の図である。
【図２】図２は、チューリップの種々の組織を用いた抗菌性検定の図である。
【図３】図３は、チューリップ以外の植物を用いた抗菌性検定の図である。ａは、ユリの開花前後の葯組織を用いた抗菌性検定の図である。ｂは、ペチュニア、バラおよびカラーの葯組織を用いた抗菌性検定の図である。ｃは、ニンニクの球根を用いた抗菌性検定の図である。
【図４】図４は、チューリップ葯組織の抗菌性スペクトル検定の図である。
【図５】図５は、イネ病害細菌に対する抗菌性検定の図である。
【図６】図６は、７品種のチューリップの花粉の顕微鏡写真である。
【図７】図７ａは、溶媒溶解性検定の図である。図７ｂは、抗菌作用を発揮するために必要な濃度の検定の図である。
【図８】図８は、イネ育苗における苗立枯細菌病に対する病害防除効果を示す写真である。
【図９】図９ａは、ゲルろ過クロマトグラフィーのピークを示すグラフである。図９ｂは、逆相クロマトグラフィーのピークを示すグラフである。
【図１０】図１０は、１−チューリポサイドＢから６−チューリッポサイドＢへの転位を示すＨＰＬＣデータである。
【図１１】図１１は、チューリップ葯水抽出液と抗生物質との間での抗菌性の比較を示すグラフである。[0001]
TECHNICAL FIELD OF THE INVENTION
The present invention relates to the field of plant disease control and growth promotion. More particularly, the present invention relates to compositions that confer plant resistance to pathogens and methods of conferring plant resistance to pathogens. The present invention also relates to a composition for promoting plant growth and a method for promoting plant growth.
[0002]
[Prior art]
Disease control is one of the most important issues in crop cultivation. However, at present, sufficient disease control means have not yet been obtained. Disease outbreaks significantly reduce crop production and, in many cases, severely damage the crop, thereby significantly reducing the commercial value of the crop. In particular, in recent years, there is a strong tendency to uniform cultivars for large-scale intensive crop cultivation, and the risk of outbreaks of diseases is increasing.
[0003]
The most commonly used disease control means at present is the application of a chemically synthesized pesticide having a disease control action. However, the effects of pesticide residues on the human body and environmental pollution due to the use of pesticides have recently become a problem, and it is strongly desired to reduce the use of harmful pesticides.
[0004]
Conventionally, the emergence of resistant bacteria to pesticides has also been a problem. Once resistant bacteria to a certain pesticide emerge, the pesticide has almost no disease control effect, leading to outbreaks of the disease. Next, even if a new pesticide effective against the pesticide-resistant bacteria is developed, there is a chain problem that bacteria having resistance to the new pesticide appear. Inappropriate use of pesticides also has an adverse effect on crop growth itself.
[0005]
As another disease control means, breed improvement has been performed in which varieties showing resistance to a disease are multiplied to breed disease-resistant varieties. However, the conventional breeding method has a problem that crossing is limited to relatively closely related species, and that much time and labor is required to obtain a desired resistance-improved variety. A technique developed to solve this problem is recent biotechnology. With this biotechnology technology, it is possible to introduce into a living organism a disease-resistant gene of a distantly related species or a gene with artificially enhanced disease resistance that was considered impossible with conventional breeding techniques. It has become possible to obtain a completely new disease resistant variety. However, the effects of these genetically modified crops on humans or the environment have not been fully elucidated, and many genetically modified crops are still being tested. Consumers are very concerned about such genetically modified crops, and there are few genetically modified crops that have been successfully commercialized.
[0006]
Biological pesticides have been devised as a disease control means that is safer for the human body and has less impact on the environment. This biogenetic pesticide typically falls into two categories: (1) the use of natural enemy (predatory / parasitic) organisms; and (2) the use of natural bioactive substances. Since such a biological source pesticide utilizes an organism or a substance that is originally present in the natural world, it generally has advantages in that the burden on the environment is small and that it is safe for the human body and livestock. On the other hand, however, biological pesticides have drawbacks such as generally lower disease control effect than chemically synthesized pesticides, and difficulty in large-scale utilization or mass production.
[0007]
As described above, mass production has the advantages that the adverse effects on the environment are small, the adverse effects on the growth of the crop itself are not exerted, the possibility of the emergence of resistant bacteria is low, and a strong disease control effect is imparted to the crop. / Disease control measures that can be used on a large scale have not been known so far.
[0008]
Tulip (Tulipa spp.) Is a perennial plant belonging to the genus Tulip of the Lily family. To date, tulips are known to contain in their foliage antimicrobial substances called 1-Tuliposide A and 1-Tuliposide B (1-Tuliposide B) (1). Non-patent document 1). 1-Tulipposide A shows strong antifungal activity against Pythium dedaryanum, but shows little antibacterial activity against Bacillus subtilis. On the other hand, 1-Tulipposide B has a somewhat strong antifungal action against fungi that cause a plant disease (watermelon damping-off) called Pythium dedaryanum, but against Bacillus subtilis. It is known that they have only a weak antibacterial effect.
[0009]
Heretofore, only isolation and purification studies have been conducted on 1-tulipposide B, and no attempt has been made to utilize them. The reasons are as follows.
[0010]
The first reason is that 1-Tulipposide B has antipathogenic activity against Phytophthora fungi which causes waterborne damping-off, but has only weak antipathogenic activity against bacteria such as Bacillus subtilis. Therefore, it is considered that 1-Tulipposide B is not suitable for manufacturing a drug for imparting resistance to a plant to a plant pathogen (eg, a bacterium) other than Phytophthora that causes watermelon wilt. Because it was.
[0011]
Second, even if a substance is shown to have antimicrobial properties in in vitro experiments, it is generally immediately afterwards that the substance can confer plant resistance to pathogens in vivo in plants. Because it is not predicted. Plant pathogens (eg, fungi or bacteria) generally, upon contact with a host plant, invade plant cells and establish a trophic relationship with the host plant to establish infection. Therefore, in order to impart resistance to a pathogen to a plant, it is necessary to have the action in a living body that establishes such an infection. It cannot be predicted whether a substance that merely exhibits antibacterial activity in vitro can exhibit the same antibacterial activity against pathogens in such a complicated environment in cells as in vitro.
[0012]
The third reason is that these substances were reported as being present only in foliage or petals, and were considered to be unsuitable for industrial use because of their very low content. In addition, these substances contain a sugar structure in their structures, and it has been difficult to prepare these substances by chemical synthesis. Now, however, the discovery that tulip anthers have about 20 times the amount of antimicrobial substances accumulated in stems, leaves, or petals has enabled the industrial use of large amounts of antimicrobial substances in their anthers. .
[0013]
Tulip bulb growers pluck the flowers at the same time they bloom to keep the nutrients from going to the flowers to grow the bulbs. Therefore, the picked flowers are discarded. In Toyama Prefecture, a tulip bulb-producing prefecture, 50 million bulbs were shipped in 2000 as an example, so about 50 million flowers were discarded without being used. The discarded flower can be advantageously used in the present invention.
[0014]
Fourth, in previous studies, 1-Tulipposide A and 1-Tulipposide B showed useful antibacterial activity against only one kind of bacterium, Bacillus subtilis. Simply, it was unpredictable that these substances could be used as agents with strong antibacterial action against a very broad spectrum of bacteria. In fact, when this substance is to be used as an agricultural chemical for controlling plant diseases, it is required to have a property of having a strong antibacterial activity against a broad spectrum of disease bacteria. This is because plants are exposed to a wide variety of pathogenic fungi during their growth, and even if they exhibit antibacterial activity against only one kind of fungi, they are often not useful for disease control. Furthermore, in the case of monocotyledonous plants, since a plurality of types of bacteria are known as common pathogens, pesticides for monocotyledonous plants are required to exhibit antibacterial properties against a plurality of types of bacteria.
[0015]
Fifth, tulipposide A and its derivative, tulipperin A, are known as contact allergens to the human skin and have been used in industrial applications using tulip stems, leaves and petals. It was difficult. However, the only antibacterial substance found in the aqueous extract of anthers disclosed herein is tulipposide B, and no harmful allergen, tulipposide A, is detected. No allergenic activity on human body has been found in Zuriposide B. Therefore, the present invention can provide a means for controlling disease which is safe for the human body.
[0016]
6-Tuliposide B has been reported to be present in wild tulip species (Tulipa sylvestris L.). However, it is not known that 6-tulipposide B is also present in tulip cultivars. Until now, the antipathogenic activity of 6-tulipposide B has not been reported (Non-Patent Document 2).
[0017]
Until now, it has not been taught or suggested that the anther tissue of tulip contains a component that promotes plant growth. Therefore, naturally, it is not known that 1-Tulipposide A, 1-Tulipposide B or 6-Tulipposide B has an effect of promoting plant growth.
[0018]
[Non-patent document 1]
Rudolf Tschesche et al., Chem. Ber. 102, 2057-2071 (1969) (p. 2066, Table 3).
[0019]
[Non-patent document 2]
Lars P.M. Christensen Phytochemistry 51, 969-974 (1999) (p. 970).
[0020]
[Problems to be solved by the invention]
The present invention has been created with the intention of solving the above-mentioned conventional problems, and provides a composition for imparting resistance to a pathogen such as bacteria to a plant and a method for imparting resistance to a pathogen such as bacteria to a plant. And a composition for promoting plant growth and a method for promoting plant growth.
[0021]
[Means for Solving the Problems]
Thus, the present invention provides:
(1) A composition for imparting resistance to a pathogen to a plant, wherein the composition comprises a compound of the following formula I or a salt thereof:
Formula I
[0022]
Embedded image

Wherein the R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose.
[0023]
(2) The composition according to item 1, wherein the compound is a compound of the following formula II or a compound of the formula III, or a salt or a mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),
[0024]
Embedded image

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0025]
Embedded image

(3) The composition according to item 1, wherein the pathogen is a bacterium.
[0026]
(4) The composition according to item 3, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight wilt, brown wilt, and seedling wilt.
[0027]
(5) the pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
c) Pathogens resistant to kasugamycin and oxophosphoric acid
A composition according to item 1, which is a pathogen selected from the group consisting of:
[0028]
(6) The composition according to item 1, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0029]
(7) The composition according to item 6, wherein the monocotyledonous plant is rice.
[0030]
(8) A composition for imparting resistance to a pathogen to a plant, the composition comprising an anti-pathogen component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0031]
(9) The composition according to item 8, wherein the component is a water-soluble component.
[0032]
(10) The composition according to item 8, wherein the component is a component extracted with a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water, and a N, N-dimethylformamide solvent.
[0033]
(11) The composition according to item 8, wherein the component has a molecular weight of 200 to 350.
[0034]
(12) The above-mentioned components are as follows:
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and
Concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate
9. The composition according to item 8, which is a component obtained by a method comprising:
[0035]
(13) The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and
Obtaining a hydrophilic fraction from the fraction,
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction,
9. The composition according to item 8, which is a component purified by a method comprising:
[0036]
(14) The composition according to item 13, wherein the step of obtaining the fraction having a molecular weight of 200 to 350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining the hydrophilic fraction is performed in reverse phase. A composition performed using chromatography.
[0037]
(15) The composition according to item 8, wherein the pathogen is a bacterium.
[0038]
(16) The composition according to item 15, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of rice blight bacterium, brown streak bacterium, and seedling wilt bacterium.
[0039]
(17) the pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
c) Pathogens resistant to kasugamycin and oxophosphoric acid
9. The composition according to item 8, which is a pathogen selected from the group consisting of:
[0040]
(18) The composition according to item 8, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0041]
(19) The composition according to item 18, wherein the monocotyledonous plant is rice.
[0042]
(20) A method for imparting resistance to a pathogen to a plant using the following compound of the formula I or a salt thereof:
Formula I
[0043]
Embedded image

Wherein R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose.
[0044]
(21) The method according to item 20, wherein the compound is a compound of the following formula II or a compound of the formula III, or a salt or a mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),
[0045]
Embedded image

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0046]
Embedded image

(22) The method according to item 20, wherein the pathogen is a bacterium.
[0047]
(23) The method according to item 22, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of rice germ, bacterial streak, and seedling wilt.
[0048]
(24) the pathogen is:
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
c) Pathogens resistant to kasugamycin and oxophosphoric acid
21. The method of item 20, which is a pathogen selected from the group consisting of:
[0049]
(25) The method according to item 20, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0050]
(26) The method according to item 25, wherein the monocotyledonous plant is rice.
[0051]
(27) A method for imparting resistance to a pathogen to a plant using an antipathogen component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0052]
(28) The method according to item 27, wherein the component is a water-soluble component.
[0053]
(29) The method according to item 27, wherein the component is a component extracted by a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water and a N, N-dimethylformamide solvent.
[0054]
(30) The method according to item 27, wherein the component has a molecular weight of 200 to 350.
[0055]
(31) The above component is as follows:
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and
Concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate
28. The method according to item 27, which is a component obtained by a method comprising:
[0056]
(32) The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and
Obtaining a hydrophilic fraction from the fraction,
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction,
28. The method according to item 27, which is a component purified by a method comprising:
[0057]
(33) The method according to item 32, wherein the step of obtaining the fraction having a molecular weight of 200 to 350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining the hydrophilic fraction is performed by reversed-phase chromatography. The method, which is performed using photography.
[0058]
(34) The method according to item 27, wherein the pathogen is a bacterium.
[0059]
(35) The method according to item 34, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight rot bacteria, brown streak germs, and seedling wilt bacteria.
[0060]
(36) the pathogen is:
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
c) Pathogens resistant to kasugamycin and oxophosphoric acid
28. The method according to item 27, which is a pathogen selected from the group consisting of:
[0061]
(37) The method according to item 27, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0062]
(38) The method according to item 37, wherein the monocotyledonous plant is rice.
[0063]
(39) A composition for promoting plant growth, wherein the composition comprises a compound of the following formula I or a salt thereof:
Formula I
[0064]
Embedded image

Wherein the R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose.
[0065]
(40) A composition according to item 39, wherein the compound is a compound of the following formula II or a compound of the formula III, or a salt or a mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),
[0066]
Embedded image

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0067]
Embedded image

(41) The composition according to item 39, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0068]
(42) The plant is a plant that has been subjected to a stress selected from the group consisting of disease stress caused by a pathogen, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illuminance stress. 39. The composition according to item 39.
[0069]
(43) A composition for promoting plant growth, comprising a plant growth-promoting active ingredient derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0070]
(44) The composition according to item 43, wherein the component is a water-soluble component.
[0071]
(45) The composition according to item 43, wherein the component is a component extracted with a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water and a N, N-dimethylformamide solvent.
[0072]
(46) The composition according to item 43, wherein the component has a molecular weight of 200 to 350.
[0073]
(47) The above-mentioned component is:
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and
Concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate
44. The composition according to item 43, which is a component obtained by a method comprising:
[0074]
(48) The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and
Obtaining a hydrophilic fraction from the fraction,
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction,
44. The composition according to item 43, which is a component purified by a method comprising:
[0075]
(49) The composition according to item 48, wherein the step of obtaining the fraction having a molecular weight of 200 to 350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining the hydrophilic fraction is performed in reverse phase. A composition performed using chromatography.
[0076]
(50) The composition according to item 43, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0077]
(51) The plant is a plant that has been subjected to a stress selected from the group consisting of disease stress caused by a pathogen, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 44. The composition according to item 43.
[0078]
(52) A method for promoting plant growth using the following compound of the formula I or a salt thereof:
Formula I
[0079]
Embedded image

Wherein R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose.
[0080]
(53) A method according to item 52, wherein the compound is a compound of the following formula II or a compound of the formula III, or a salt or a mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),
[0081]
Embedded image

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0082]
Embedded image

(54) The method according to item 52, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0083]
(55) The plant is a plant that has been subjected to a stress selected from the group consisting of disease stress caused by a pathogen, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 52. The method according to item 52.
[0084]
(56) A method for promoting plant growth using a plant growth promoting active ingredient derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0085]
(57) The method according to item 56, wherein the component is a water-soluble component.
[0086]
(58) The method according to item 56, wherein the component is a component extracted with a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water and a N, N-dimethylformamide solvent.
[0087]
(59) The method according to item 56, wherein the component has a molecular weight of 200 to 350.
[0088]
(60) The above-mentioned component is as follows:
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and
Concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate
59. The method according to item 56, which is a component obtained by a method comprising:
[0089]
(61) The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and
Obtaining a hydrophilic fraction from the fraction,
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction,
57. The method according to item 56, wherein the component is a component purified by a method comprising:
[0090]
(62) The method according to item 61, wherein the step of obtaining the fraction having a molecular weight of 200 to 350 is performed by using gel filtration chromatography, and the step of obtaining the hydrophilic fraction is performed by reverse phase chromatography. The method, which is performed using photography.
[0091]
(63) The method according to item 56, wherein the plant is a monocotyledonous plant.
[0092]
(64) The plant is a plant that has been subjected to a stress selected from the group consisting of disease stress caused by a pathogen, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 56. The method according to item 56.
[0093]
(65) An antimicrobial composition for inhibiting the growth of a pathogen resistant to kasugamycin, comprising a compound of Formula III:
Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0094]
Embedded image

(66) An antimicrobial composition for inhibiting the growth of pathogens resistant to oxophosphoric acid, comprising a compound of Formula III:
Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0095]
Embedded image

(67) An antibacterial composition, wherein the pathogen having resistance to kasugamycin is Pseudomonas avenae T9020 strain.
[0096]
(68) The pathogen having resistance to oxophosphoric acid is selected from the group consisting of a brown streak (Pseudomonas avenae) T9020 strain, a rice germ bacterium (Pseudomonas glumae) T12119, and a brown streak (Pseudomonas avenae) T9014 strain. An antimicrobial composition that is the pathogen to be affected.
[0097]
BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION
Hereinafter, the present invention will be described in detail. It is to be understood that throughout this specification, the use of the singular includes the plural concept unless specifically stated otherwise. It is to be understood that the terms used in the present specification are used in a meaning commonly used in the art unless otherwise specified.
[0098]
The present invention, in one aspect, relates to a composition for imparting resistance to a pathogen to a plant and a method for imparting resistance to a pathogen to a plant.
[0099]
In another aspect, the present invention relates to a composition for promoting plant growth and a method for promoting plant growth.
[0100]
As used herein, unless otherwise indicated, the term "plant" can include not only whole plants, but also plant cells, tissues, and organs that make up the plants. Terms used in the present specification that indicate constituents of a plant (eg, roots, stems, leaves, flowers, petals, stamens, anthers, anther walls, pollen, filaments, pistils, stigmas, styles, seeds, seed embryos , Seed hulls, bulbs, tubers, bulb flakes, cut flowers, protoplasts, and calli) represent constituents as would be commonly understood by one of ordinary skill in the art.
[0101]
A “plant” conferred resistance and / or promoted growth by the present invention can be any plant species. Preferably, the "plant" conferred resistance and / or promoted growth by the present invention is a monocot or dicot. Examples of plants to which resistance is imparted and / or whose growth is promoted by the present invention include grasses such as rice, corn, wheat, barley and rye, and lilies such as tulip, lily, leek and garlic. Solanaceous plants such as tobacco, eggplant, potato, and tomato; legumes such as soybean, broad bean, kidney bean, pea, peanut, and flowering plants (eg, morning glory, petunia, carnation, chrysanthemum, orchid, dahlia, azalea, sunflower, etc. But not limited thereto) and the like, but are not limited thereto.
[0102]
Tulip (Tulipa spp.) Is a perennial plant belonging to the genus Tulip of the Lily family. Tulip cultivars are Tulipa gesneriana L .; Approximately 2000 types are known so far. The wild type of tulip is Tulipa bakeri A. D. About 150 types including Hall and Tulipa linifolia Regal have been known so far. A wild species is a species that has not been artificially affected, whereas a cultivated species is a species that has influenced the evolutionary process to meet human needs. In the present specification, the term “tulip” includes not only naturally occurring tulips (including wild and cultivated species) but also hybrid plants grown by crossing tulips with other plants. The term also includes a tulip transformed by genetic engineering using a genetic engineering technique.
[0103]
The term "pathogen" as used herein refers to any biological pathogen that causes a plant to become pathological. In this case, the pathological condition means, in other words, any condition that is not healthy, for example, spots or ring prints appear on leaves or stems, deciduous leaves, whole plants or parts of plants (leaves or Abnormal conditions such as withering of stems, withering of whole plants or parts of plants (leaves or stems, etc.), inhibiting or stopping the growth of stems, failing to flower, or not producing fruits. Say. As used herein, biological pathogens include, but are not limited to, viruses, viroids, bacteria, fungi (including filamentous fungi), parasites, insects, nematodes, mites, rats, and the like. Typically, the pathogen is a bacterium or fungus, which is also specifically called a pathogenic bacterium or fungus. Generally, pathogenic bacteria and fungal pathogens are collectively referred to as pathogenic bacteria. Preferably, the pathogen is a pathogenic bacterium.
[0104]
The pathogenic bacteria include rice blight wilt, rice streak wilt, rice seedling blight wilt, rice white blight wilt, rice sesame wilt, tobacco syrup, tobacco wildfire, various types Bacterial soft rot bacteria (for example, onion soft rot bacteria), spot bacterial wilt bacteria, bacterial wilt bacteria, common bean wilt fungus, drupe rot bacterium, mulberry leaf bacterial bacterium, cruciferous plant black rot Examples include, but are not limited to, bacteria, citrus canker, tomato canker, potato rotten bacteria, and potato canker.
[0105]
Pathogenic fungi include rice blast, rice sheath blight, rice seedling rot, rice seedling wilt, rice stunt seedling, rice yellow dwarf, rice sesame leaf blight, wheat rust , Wheat powdery mildew, potato late blight, tobacco late blight, tobacco gray mold, tobacco fungus, rust, rust fungus, wilt fungus, snow rot fungus, vegetables Fungus, powdery mildew, gray mold, anthracnose, seedling blight, root rot, carnation wilt, chrysanthemum white rust, cucumber downy mildew, barley smut, pear scab, citrus But not limited thereto.
[0106]
The pathogen can also be a pathogen that has resistance to pesticides. Here, if the pathogen is a bacterium or a fungus, the pathogen is also referred to as a pesticide-resistant bacterium or a pesticide-resistant fungus. In general, the combination of pesticide-resistant bacteria and fungicide-resistant fungi is also referred to as pesticide-resistant bacteria. A pesticide is an agent used for controlling an organism (that is, a pathogen) that impairs a crop, a tree, or an agricultural or forestry product, or a growth regulator (eg, a growth promoter) used for promoting or suppressing physiological functions of a crop or the like. Or a germination inhibitor). In the context of pesticide-resistant bacteria, generally refers to any agent used to control pathogens. Examples of pesticides used for controlling pathogens include, but are not limited to, pesticides containing kasugamycin and pesticides containing oxophosphoric acid (also referred to as oxolinic acid). Pesticides containing kasugamycin include, but are not limited to, for example, kasmin. Examples of the pesticides containing oxophosphoric acid include, but are not limited to, stirrers. As used herein, the term "pathogenic to a pesticide" means that the pathogen has acquired the ability to survive the control action of a specific pesticide. Conversely, as used herein, "pathogen is sensitive to pesticides" means that the pathogen does not have the ability to survive the control action of the particular pesticide.
[0107]
One of the important features of the present invention is that the compositions and methods of the present invention can confer significantly better resistance to pesticide-resistant bacteria on plants. With respect to pesticide-resistant bacteria, it is not uncommon for bacteria that have acquired resistance to one particular pesticide to become resistant to other pesticides (drug cross-resistance). Therefore, selecting / acquiring a substance that can exhibit a strong antibacterial action against pesticide-resistant bacteria generally requires undue trial and error by those skilled in the art. The inventors of the present application have clarified in the following examples that the composition and the method of the present invention can exhibit strong antibacterial properties against pesticide-resistant bacteria. Since the composition and method of the present invention can be used for pesticide-resistant bacteria, they are extremely useful in controlling plant diseases.
[0108]
Furthermore, one of the important features of the present invention is that continuous use of the composition and method of the present invention does not cause emergence of resistant bacteria to the composition of the present invention itself. As shown in the Examples below, for example, when the antibiotic ampicillin was compared with the composition of the present invention, when E. coli was used, resistant E. coli appeared as early as about 24 hours. When the composition of the present invention was used, resistant E. coli did not appear for as long as 118 hours. A pesticide that can be used continuously for a long period of time without the appearance of resistant bacteria is advantageous because a crop cultivator can easily use the pesticide without the trouble of selecting the pesticide to be used.
[0109]
As used herein, the term "resistance" refers to the property of a plant to survive partially or completely overcoming a disorder caused by physiological or pathological factors. Accordingly, the phrase that the composition or method of the present invention "confers resistance to a pathogen to a plant" means that the composition or the method of the present invention allows a plant to partially or completely counteract a disorder caused by a pathogen. It means to survive.
[0110]
As used herein, the phrase “promotes plant growth” or the term “plant growth promoting activity” refers to an increase in the number of cells due to cell division, an increase in the original mass of cells, extension of cell membranes / walls, and the like. It refers to an effect or activity that promotes plant growth (ie, increase in plant volume or increase in plant biomass) through differentiation and changes in intracellular enzyme activities. The composition of the present invention comprises
a) by exogenously blocking infection by the pathogen, thereby avoiding the adverse effects on plant growth caused by the pathogen infection; and / or
b) by intrinsically causing an increase in plant cell number, an increase in intact mass, cell membrane / cell wall extension, cell differentiation and changes in intracellular enzyme activity,
Promotes plant growth. “Activity that promotes plant growth” can be confirmed, for example, by increasing the size and / or weight of the grown plant.
[0111]
In certain embodiments, the compositions of the present invention promote the growth of plants that are under stress and are not in healthy growth (ie, are in a state of growth suppression as compared to normal growth). In one embodiment, the composition of the present invention restores a plant that is under stress and is not in a healthy growth state to a completely or partially normal growth state. Stress, as used herein, refers to any factor that interferes with the healthy growth of a plant. Examples of the stress include disease stress caused by a pathogen, physical injury stress, drought stress, temperature stress (high temperature stress or low temperature stress), nutrient deficiency stress, salt stress, or illuminance stress (excess illuminance stress or underilluminance stress). ) And the like, but are not limited thereto. Typically, the stress is disease stress or injury stress. For example, cut flowers are an example of a plant that has been subjected to injury stress in the sense that it has been cut off from the whole plant. The composition of the present invention has an effect of promoting the growth of cut flowers when applied to such injured stressed cut flowers. In this case, the cut flowers provided with the composition of the present invention show healthy growth for a longer period of time when compared to the cut flowers whose growth has been suppressed without the composition of the present invention. Such a composition of the present invention can be used as a plant growth stimulating agent.
[0112]
In a preferred embodiment, a composition of the invention that confers resistance to a pathogen to a plant or a composition of the invention that promotes plant growth comprises a compound of Formula I or a salt thereof:
[0113]
Embedded image

Here, R is selected from the group consisting of H, OH and any saccharide. In a preferred embodiment, R in the compound of formula I above is selected from the group consisting of H, OH, D-hexose and L-hexose. In a more preferred embodiment, R in the compound of formula I above is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose. In a more preferred embodiment, R in the compound of formula I above is H, OH, D-glucose, L-glucose, D-talose, L-talose, D-mannose, L-mannose, D-fructose, L-fructose. , D-galactose and L-galactose. In a more preferred embodiment, R in the compound of formula I above is selected from the group consisting of H, OH, D-glucose, D-talose, D-mannose, D-fructose, and D-galactose. In a further preferred embodiment, R in the compound of formula I above is selected from the group consisting of D-glucose, D-talose, D-mannose, D-fructose, and D-galactose. In a most preferred embodiment, compound R in formula I above is D-glucose. Here, hexose refers to any monosaccharide containing 6 carbon atoms in one molecule. As used herein, the notation "D-" or "L-" refers to a compound having a D configuration or an L configuration in the DL notation as generally understood by those skilled in the art.
[0114]
As used herein, the term “salt” refers to a reaction product obtained by replacing one or more dissociable hydrogen ions contained in an acid with a cation (for example, a metal ion).
[0115]
In a particularly preferred embodiment, the composition of the present invention comprises a compound having the structure of Formula II (1-Tulipposide B) or a compound having the structure of Formula III (6-Tulipposide B), or a compound thereof. Contains salts or mixtures thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),
[0116]
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Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).
[0117]
Embedded image

As shown in the Examples section below, 1-Tulipposide B having the structure of Formula II above and 6-Tulipposide B having the structure of Formula III have equivalent activity. The HPLC data detailed in Example 14 (FIG. 10) shows that 1-Tulipposide B present in tulip anther tissue gradually translocates to 6-Tulipposide B over time. Is clearly shown. In parallel with this HPLC study, the strength of the antibacterial activity of tulip anther tissue was examined. Then, the antibacterial activity exhibited by the tulip anther tissue was almost constant until 18 hours from the start of the experiment, and the effect of the change from 1-tulipposide B to 6-tulipposide B in the tulip anther tissue (that is, 1 -Influence due to the mixing ratio of Tulipposide B and 6-Tulipposide B). Thus, it is clear that 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B have equivalent activity. From the above, the structure important for exhibiting the effect of the present invention is a structural portion other than the R-position in Formula I, which is common to 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B, and It was suggested that the structure at the R position could be substituted as needed.
[0118]
In certain embodiments, the compositions of the present invention comprise a compound or mixture described above with a carrier acceptable for use as a pesticide. Carriers acceptable for use as pesticides are any carriers that have little or no effect on the human body, livestock, or the environment, and have little or no adverse effect on plant growth. The compositions of the present invention may be in any form suitable for use as a pesticide. For example, the compositions of the present invention can be in the form of solutions, powders, granules, emulsions, or wettable powders. An emulsion refers to a drug that is stable by dispersing a certain liquid in another insoluble liquid. A wettable powder is a form of a pesticide formulation, and is manufactured by adding a bulking agent, a surfactant and / or a dispersant to a finely divided solid base material, and mixing and pulverizing the mixture. The wettable powder can be formulated at a higher concentration than the emulsion, and is a form excellent in economical efficiency and easy handling.
[0119]
In certain embodiments, the compositions of the present invention comprise a compound or mixture as described above in an amount effective to confer resistance to a pathogen to a plant or to promote plant growth. The effective amount will depend on the form of the composition, the species of pathogen or plant of interest, the size of the plant, the degree of resistance / promoting activity desired, or the environment used. In view of such factors, those skilled in the art can easily determine “an amount effective to confer resistance to a pathogen to a plant” or “an amount effective to promote plant growth”. For example, a preferred amount of the above compound or mixture in the composition of the present invention is 0.3% by weight (w / v) for a liquid, 0.5% by weight (w / v) for a powder, and 1% for a granule. 0.0% by weight (w / v), 0.5% by weight (w / v) for the emulsion, and 1.0% by weight (w / v) for the wettable powder. Can be changed as appropriate. In the case of granules and powders, they can be diluted with a liquid such as water at an optional dilution ratio as needed. Granules and dusts are preferably diluted with water and used at a 10- to 1000-fold dilution of the product weight, preferably at a 100- to 200-fold dilution. Typically, by giving about 1 mg, preferably 2 mg, more preferably 5 mg of the above compound or mixture per plant fresh weight (g) per treatment, sufficient disease control effect / growth promotion effect Is obtained.
[0120]
In another preferred embodiment, a composition of the invention that confers resistance to a pathogen on a plant comprises an anti-pathogen component from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0121]
In another embodiment, the composition for promoting plant growth of the present invention comprises a plant growth promoting active ingredient derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.).
[0122]
The anti-pathogen component and the plant growth promoting active component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Are preferably hydrophilic components. The hydrophilic property means that the affinity with water is higher than the affinity with oil. Further, the antipathogen component and the plant growth promoting active component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Are water-soluble components. Water-soluble refers to the property of being soluble in water. Furthermore, the antipathogen component and the plant growth promoting active component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Are components extracted from anther tissue by a highly polar solvent. Preferably, the active ingredient is a component extracted from anther tissue using an ethanol solvent or a solvent having a polarity greater than ethanol, and more preferably, the active ingredient has a polarity greater than that of a methanol solvent or methanol. A component extracted from an anther tissue using a solvent having the same, even more preferably a component extracted from an anther tissue using a water solvent or a solvent having a polarity greater than water, and most preferably DMF ( (N, N-dimethylformamide) is a component extracted from anther tissue using a solvent or a solvent having a polarity greater than that of DMF. The active ingredient is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with a butanol solvent or a solvent having a polarity smaller than that of butanol. More preferably, it is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with an isoamyl alcohol solvent or a solvent having a smaller polarity than isoamyl alcohol. Even more preferably, it is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with an acetone solvent or a solvent having a polarity smaller than that of acetone. Still more preferably, it is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with an ethyl acetate solvent or a solvent having a smaller polarity than ethyl acetate. Still more preferably, it is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with an ether solvent or a solvent having a smaller polarity than ether. Most preferably, it is a component remaining as a residue when anther tissue is extracted with a chloroform solvent or a solvent having a polarity lower than that of chloroform.
[0123]
The dipole moment value is a vector sum of binding moments in one molecule, and is one of the measures of the polarity of a molecule. The value of the dipole moment generally increases as the polarity of the solvent increases. For example, the dipole moment value of ethanol is known to be about 1.44 (at 20 ° C.). The antipathogen component and the plant growth promoting active component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Are components that can be extracted from anther tissue using a solvent having a dipole moment value of about 1.4 or more. The active ingredient is a component that can remain as a residue when anther tissue is extracted with a solvent having a dipole moment value of less than about 1.4.
[0124]
Preferably, the anti-pathogen component and plant growth promoting active component from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Have a molecular weight of about 200-350 daltons. More preferably, the active ingredient has a molecular weight of about 250-300 daltons. Even more preferably, the active ingredient has a molecular weight of about 280-290 daltons. Most preferably, the active ingredient has a molecular weight of about 294.258 daltons.
[0125]
In one embodiment, the anti-pathogen component and the plant growth promoting active component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) Are purified from tulip anther tissue by liquid chromatography. In a preferred embodiment, the active ingredient is purified from tulip anther tissue by gel filtration chromatography. In another preferred embodiment, the active ingredient is purified from tulip anther tissue by reverse phase chromatography. In a most preferred embodiment, the active ingredient is purified from tulip anther tissue by gel filtration chromatography and reverse phase chromatography. When performing both gel filtration chromatography and reverse phase chromatography, the order may be in any order, even if performing reverse phase chromatography after gel filtration chromatography, performing gel filtration chromatography after reverse phase chromatography Is also good.
[0126]
Gel filtration chromatography separates various sample molecules by differences in the degree of penetration into the network of the stationary phase (ie, differences in molecular size). Various gel filtration columns are commercially available and can be used as needed. As a gel filtration column suitable for separating low-molecular-weight molecules as in the present invention, a Superdex Peptide HR 10/30 gel filtration column (manufactured by Amersham) or a Superose 6 HR 10/30 (manufactured by Amersham) are exemplified. Is mentioned. For example, when using a Superdex Peptide HR 10/30 gel filtration column (Amersham; bed volume 24 ml), about 0.3 ml / min (about 0 to 2 minutes) and about 0.9 ml / min (about 2 to 120 minutes) ) At a flow rate of 0.2 ml, a fraction exhibiting an antibacterial activity / plant growth promoting activity having a molecular weight of about 200 to 350 about 18 to 25 minutes after the addition of the sample. And a fraction exhibiting an antibacterial activity / plant growth promoting activity having a molecular weight of about 250-300 after about 19-23 minutes is obtained, and an antibacterial activity / plant having a molecular weight of about 280-290 after about 19-22 minutes A fraction exhibiting growth promoting activity is obtained, and a fraction exhibiting antibacterial activity / plant growth promoting activity having a molecular weight of about 294.258 is obtained after about 19 to 22 minutes. In gel filtration chromatography, those skilled in the art can appropriately select the fraction to be recovered according to the flow rate and the column volume.
[0127]
Reversed-phase chromatography uses a carrier to which a high-density hydrophobic functional group is bound, and separates them according to the degree of hydrophobicity. Suitable columns for separating the hydrophilic molecule of interest in the present invention include a PepRPC reverse phase column (Amersham), μRPC C2 / C18 PC3.2 / 3 (Amersham), and the like. . For example, when a Superdex Peptide HR 10/30 gel filtration column (manufactured by Amersham) is used, 0.25 ml of a tulip anther tissue-derived sample is added at a flow rate of 0.7 ml / min. After minutes, the hydrophilic antibacterial fraction / plant growth promoting activity desired in the present invention is eluted.
[0128]
In certain embodiments, the compositions of the present invention comprise an anti-pathogen component or a plant growth promoting active ingredient from anther tissue of tulip (Tulipa spp.), Together with a carrier acceptable for use as a pesticide. Carriers acceptable for use as pesticides are any carriers that have little or no effect on the human body, livestock, or the environment, and have little or no adverse effect on plant growth. The compositions of the present invention may be in any form suitable for use as a pesticide. For example, the compositions of the present invention can be in the form of solutions, powders, granules, emulsions, or wettable powders. An emulsion refers to a drug that is stable by dispersing a certain liquid in another insoluble liquid. A wettable powder is a form of a pesticide formulation, and is manufactured by adding a bulking agent, a surfactant and / or a dispersant to a finely divided solid base material, and mixing and pulverizing the mixture. The wettable powder can be formulated at a higher concentration than the emulsion, and is a form excellent in economical efficiency and easy handling.
[0129]
In certain embodiments, the composition of the present invention comprises an anti-pathogen component or plant growth-promoting active ingredient from anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In an amount or plant effective to confer resistance to the pathogen to the plant. In an amount effective to promote the growth of the plant. The effective amount will depend on the form of the composition, the species of pathogen or plant of interest, the size of the plant, the degree of resistance / promoting activity desired, or the environment used. In view of such factors, those skilled in the art can easily determine “an amount effective to confer resistance to a pathogen to a plant” or “an amount effective to promote plant growth”. For example, the preferred amount of the active ingredient in the composition of the present invention is 0.3% by weight (w / v) for a liquid, 0.5% by weight (w / v) for a powder, and 1.% for a granule. 0% by weight (w / v), 0.5% by weight (w / v) in the emulsion, and 1.0% by weight (w / v) in the wettable powder; It can be changed as appropriate. In the case of granules and powders, they can be diluted with a liquid such as water at an optional dilution ratio as needed. Granules and dusts are preferably diluted with water and used at a 10- to 1000-fold dilution of the product weight, preferably at a 100- to 200-fold dilution. Typically, by giving about 1 mg, preferably 2 mg, more preferably 5 mg of the above components per plant fresh weight (g) per treatment, a sufficient disease control effect / plant growth promoting effect can be obtained. .
[0130]
A compound comprising the compound of the formula I, the compound of the formula II, the compound of the formula III or a salt thereof or a mixture thereof, or an antibacterial component or a growth-promoting active component derived from anther tissue of tulip, or a composition containing any of them Objects can be applied to plants by any method. The method of applying these antibacterial substances to plants depends on the form of the composition, etc., the species of the target pathogen or plant, the size of the plant, the degree of desired resistance / growth promoting activity, or the environment to be used. fluctuate. In view of such factors, those skilled in the art can easily determine how to apply these substances of the present invention to plants. For example, by soaking seeds or bulbs in a solution containing the substance of the present invention, the substance of the present invention can be applied to a plant. Alternatively, these substances of the present invention can be applied to plants by spraying them on plants during growth or before and after harvesting.
[0131]
The composition imparted in this way imparts an extremely powerful disease control effect to plants. Further, the composition has an effect of promoting plant growth. In addition, the antibacterial substance of the present invention is a substance that naturally exists, and therefore has no adverse effect on the environment. And as demonstrated by the following examples, this antibacterial substance derived from tulip anther tissue has no adverse effect on the growth itself of the crop itself, and has the advantage that the possibility of emergence of resistant bacteria is low. Since the tulip is a plant suitable for large-scale production and has a large anther tissue, the antibacterial component or the growth-promoting active component derived from the anther tissue of the tulip is applicable to mass production.
[0132]
【Example】
Hereinafter, the present invention will be described more specifically with reference to Examples, but the present invention is not limited thereto.
[0133]
(Example 1: Tulip test variety)
In order to examine the presence of the antibacterial substance contained in the anther tissue of the tulip, 116 kinds of tulips shown in Table 1 below were subjected to the antibacterial substance assay. The 116 varieties include a variety of varieties in origin, origin, ecology, morphology and / or petal color, etc., and include 31 wild varieties.
[0134]
[Table 1]

In Table 1, ◆ indicates a wild type. “Shinho” indicates the variety preservation number of tulip bulbs managed at the Toyama Prefectural Agricultural Technology Center Vegetable and Flower Experiment Station. “Agricultural trial” described in the section of the product insurance indicates that it is a tulip variety provided by the Toyama Prefectural Agricultural Technology Center Agricultural Experiment Station.
[0135]
The 116 varieties of tulips tested were cultivated until flowering by the usual cultivation method for each variety. For example, bulbs were planted 10 cm in the soil of a ridge with a ridge width of 90 cm, plowed in late November, covered with soil, and flowered from April to May of the following year. Anthers were excised with tweezers from the tulip flower organ immediately after flowering, and collected in a sealable plastic bag for each variety. The collected anther tissues were stored at −20 ° C. until used for experiments.
[0136]
(Example 2: Antibacterial test using tulip anther tissue)
In order to test whether or not the tulip anther tissue has an antibacterial substance, an antibacterial test was performed using anthers of different varieties.
[0137]
An H test medium was prepared as a test medium as follows. 10 g of bacto tryptone, 8 g of NaCl, and 12 g of bacto agar were placed in a beaker and dissolved in 1000 ml of distilled water. This solution was transferred from the beaker to the flask, the flask was capped, and autoclaved at 121 ° C. for 20 minutes.
[0138]
After autoclaving, the medium in the flask was stirred before cooling. At the time of cooling to about 60 ° C., about 20 ml of this medium was dispensed into a 9 cm plastic petri dish, and allowed to stand in a horizontal place until solidified to obtain H medium. Furthermore, an H upper layer medium in which the bacto agar was reduced to 8 g was prepared in the same manner. ₆₆₀ E. coli JM109 strain, which had been cultured to 0.7, was rapidly mixed with 3 ml of H upper medium in a test tube, and then layered on top of a Petri dish H medium to prepare an assay medium. .
[0139]
The anther tissue of the tulip obtained as described in Example 1 was placed on the assay medium prepared as described above. Immediately after placing the anther tissue, the petri dish was covered, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours.
[0140]
The result is shown in FIG. In this figure, the numbers described below each petri dish indicate the varieties of the anthers arranged on the petri dishes, and the numbers correspond to the numbers of the varieties listed in Table 1 above. In the petri dish, anthers were arranged from left to right in the upper row, and then from left to right in the lower row, in order from the small variety number to the large variety number. The cloudy spot on the petri dish is where the E. coli, which is the test bacterium, has grown. Translucent, non-opaque areas around the anthers indicate areas where E. coli could not grow. Therefore, the size of the translucent portion indicates the antibacterial strength of the anther. As is clear from FIG. 1, large translucent portions where Escherichia coli did not grow were found around the anthers of most varieties. The size of the translucent area around the anther showed a difference for each variety. From this, it was clarified that a strong antibacterial substance was contained in the anther tissue of the tulip, and that the antibacterial strength exhibited by the tulip varied among varieties.
[0141]
(Example 3: Antibacterial test using an equal amount of tulip anther tissue)
In order to investigate whether the difference in antibacterial activity for each tulip variety shown in Example 2 was due to the difference in the size of anther tissue of each variety, the amount of anther tissue of each variety was made equal, and The same antibacterial test as in Example 2 was performed.
[0142]
In the same manner as in Example 2, an H test medium was prepared as a test medium.
[0143]
The following treatments were performed to unify the amount of anther tissue of each tulip variety. First, the fresh weight (mg) of one anther of each variety obtained as described in Example 1 was measured. Next, one anther whose raw weight was measured was dissolved in 500 μl of water, and then the lysate was freeze-dried. Immediately before use, the lyophilizate was dissolved in fresh weight of water (μl). By this operation, the anther extraction concentration in water was unified to 1 mg / μl. For example, in the cultivar of purple crystal, the fresh weight of one anther is 26 mg, and this anther tissue is dissolved in 500 μl of water, freeze-dried, and then dissolved in 26 μl of water to obtain a 1 mg / μl anther concentration. A tissue extract was obtained.
[0144]
10 μl of the 1 mg / μl anther tissue extract thus obtained was aseptically added to a sterile 8 mm diameter paper disc. After the addition, the paper disc was placed on an H assay medium containing E. coli. Immediately, the dish was covered with a lid, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours. Then, the diameter of the E. coli growth inhibition circle was measured.
[0145]
Table 2 below summarizes the antibacterial activity of each type of tulip anther tissue, which has been clarified from this experiment.
[0146]
[Table 2]

In Table 2, ◆ indicates a wild type. Here, the diameter of the E. coli growth inhibition circle was used as an index of the antimicrobial activity strength of the tulip anther tissue.
[0147]
As is clear from Table 2, the antibacterial properties exhibited by the tulips differed by cultivar, and it was revealed that this difference was not due to the difference in the size of the anther tissue of each cultivar.
[0148]
(Example 4: Tulip tissue-based antibacterial test)
To test whether tissues other than the anther tissue of the tulip had the same antibacterial substance as the anther tissue, an antibacterial assay was performed using various tissues of the tulip.
[0149]
In the same manner as in Example 2, an H test medium was prepared as a test medium.
[0150]
The tulip variety Mirella was cultivated until flowering by a normal cultivation method. Immediately after the flowering, 1 g of leaf tissue, stem tissue, petal tissue, pistil tissue, anther tissue and bulb scallop tissue were collected.
[0151]
Each harvested tissue was homogenized in 5 ml of water, which was then centrifuged at 15000 rpm for 10 minutes. Next, the supernatant was taken out and freeze-dried, and the obtained freeze-dried product was redissolved in 1 ml of water. 10 μl of this lysate was aseptically added to a sterile 8 mm diameter paper disc. After the addition, the paper disc was placed on an H assay medium containing E. coli. Immediately, the dish was covered with a lid, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours. Then, the diameter of the E. coli growth inhibition circle was measured.
[0152]
The result is shown in FIG. In this figure, a paper disc to which an extract of anther tissue, stem tissue, and petal tissue is added from left to right in the upper row, and then pistil tissue, anther tissue, and bulb in the lower row from left to right. It is a paper disc to which a scallop tissue extract is added. The cloudy spot on the petri dish is where the E. coli, which is the test bacterium, has grown. As is clear from FIG. 2, there was no translucent portion around the paper disk to which the extract of leaf tissue or bulb scallop tissue was added, where Escherichia coli could not grow. On the other hand, a translucent area where Escherichia coli could not grow was observed around the paper disk to which the extract of the stem tissue, petal tissue, pistil tissue or anther tissue was added. A remarkably large E. coli growth inhibition circle was found around the paper disk to which the anther tissue extract was added, as compared to other tissues.
[0153]
Table 3 below summarizes the antibacterial strength of each tissue of the tulip, which has become clear from this experiment.
[0154]
[Table 3]

As can be seen in Table 3, among the tulip plants, it was revealed that the anther tissue contained a significantly larger amount of antibacterial substances than other tissues.
[0155]
(Example 5: Antibacterial test using plants other than tulips)
In this example, it was examined whether plants other than tulips show the same antibacterial properties as tulip anther tissues.
[0156]
In the same manner as in Example 2, an H test medium was prepared as a test medium.
[0157]
First, we examined the antibacterial properties of anther tissues of lilies belonging to the same lily family as tulips. In detail, the lily variety “Otome Lily” was cultivated by a normal cultivation method until flowering. Anther tissues were extracted with tweezers from lily flower organs immediately before and immediately after flowering, and collected in small sealable bottles, respectively. The collected anther tissues were stored at −20 ° C. until used for experiments.
[0158]
Immediately after placing the thus obtained lily anther tissue on the H test medium, the petri dish was covered with a lid, and the petri dish was placed in an incubator and cultured at 30 ° C. for 24 hours.
[0159]
The result is shown in FIG. 3a. In this figure, the left side is the anther tissue immediately before flowering, and the right side is the anther tissue immediately after flowering. The cloudy spot on the petri dish is where the E. coli, which is the test bacterium, has grown. As is clear from FIG. 3a, there was no translucent portion around the lily anther tissue where Escherichia coli could not grow. Therefore, it was revealed that even in the same lily family plant, the anther tissue of the lily does not show any antibacterial property like the tulip anther tissue.
[0160]
Next, the same antibacterial test was performed using anthers of plants other than lilies. Specifically, petunias (Solanaceae, Petunia), roses (Rosaceae, Rose) and collars (Araceae, Calla genus) were each cultivated until flowering by an ordinary cultivation method. Anther tissues were extracted with tweezers from the flower organ of each plant immediately after flowering, and collected in small sealable bottles. The collected anther tissues were stored at −20 ° C. until used for experiments.
[0161]
Immediately after placing the anther tissue of each plant thus obtained on the H test medium, the petri dish was covered with a lid, and the petri dish was placed in an incubator and cultured at 30 ° C. for 24 hours.
[0162]
The result is shown in FIG. 3b. In this figure, the left side is petunia anther tissue, the middle is rose anther tissue, and the right is collar anther tissue. The cloudy spot on the petri dish is where the E. coli, which is the test bacterium, has grown. As is clear from FIG. 3b, there was no translucent portion where Escherichia coli could not grow around the petunia anther tissue, the rose anther tissue, and the collar anther tissue. Therefore, it became clear that the anther tissues of these plants did not show any antibacterial properties like tulip anther tissues.
[0163]
Lastly, a similar antibacterial test was carried out using garlic (Liliaceae, Allium) known to have antibacterial properties. In particular, garlic was cultivated under normal cultivation conditions and its bulbs were collected in sealable small bottles and stored at -20C until used for experiments.
[0164]
The garlic bulb thus obtained was thinly cut so as to have a thickness of 1 mm and a fresh weight of 150 mg. In addition, the garlic bulb was thinly cut so as to have a fresh weight (25 mg) substantially equal to that of one tulip anther. The garlic slices cut as described above were placed on the H assay medium. Immediately, the dish was covered with a lid, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours.
[0165]
The result is shown in FIG. 3c. In this figure, the left side shows the case where a garlic slice having almost the same raw weight as one tulip anther is used, and the right side shows a garlic sliced so as to have a thickness of 1 mm and a raw weight of 150 mg. This is the case where a slice is used. The cloudy spot on the petri dish is where the E. coli, which is the test bacterium, has grown. Translucent portions that are not cloudy indicate portions where Escherichia coli could not grow, and this size indicates the strength of antibacterial activity. As is clear from FIG. 3c, a translucent portion where E. coli did not grow was observed around the garlic slice. However, the size of the translucent portion showing antibacterial activity is significantly smaller than that of the case using most tulip anther tissues, and the size of the inhibition circle when using garlic having the same fresh weight as one tulip anther is used. The diameter was 10 mm. Therefore, it was surprisingly revealed that the anther tissue of tulip has even stronger antibacterial properties than garlic which is known to exhibit strong antibacterial properties.
[0166]
(Example 6: Assay of antibacterial spectrum of tulip anther tissue)
In order to examine the antibacterial spectrum of tulip anther tissue revealed from the above examples, an antibacterial spectrum test was performed using various bacteria and fungi as test bacteria.
[0167]
As a test medium, an SCD test medium was prepared instead of the H test medium. As the SCD test medium, a commercially available Daigo medium (manufactured by Nippon Pharmaceutical Co., Ltd.) (casein peptone 17 g, soybean peptone 3 g, dipotassium hydrogen phosphate 2.5 g, glucose 5 g, sodium chloride 5 g, distilled water 1 L) was used. In the same manner as described in Example 2, a test medium was mixed with the test bacteria.
[0168]
Using purple quartz as a tulip test variety, 5 μl of an anther tissue extract at a concentration of 1 mg / μl obtained as described in Example 2 was added aseptically to a sterile paper disc having a diameter of 8 mm. After the addition, the paper disc was placed on an SCD assay medium containing the test bacteria. Here, the test bacteria include Escherichia coli (Escherichia coli, strain IFO3972; Gram-negative bacteria; FIG. 4 (a)), Salmonella enteritis (Salmonella enteritidis, IFO3313 strain; Gram-negative bacteria; FIG. 4 (b)), Pseudomonas aeruginosa ( Pseudomonas aeruginosa, IFO13275 strain; Gram-negative bacterium; FIG. 4 (c), Staphylococcus aureus, IFO13276 strain; Gram-positive bacterium; FIG. 4 (d), Candida albicans, IFO1594; Fungus strain 4 (e)) and B. subtilis (Bacillus subtilis, strain IFO3007; Gram-positive bacteria; FIG. 4 (f)). Immediately after placing the paper disk, the petri dish was covered, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours. Then, the diameter of the growth inhibition circle of each bacterium or fungus was measured.
[0169]
The results are shown in FIGS. The cloudy spot on the petri dish is where the test bacteria multiplied. As is clear from FIGS. 4 (a) to 4 (d) and (f), when various bacteria were used as test bacteria, a large inhibition circle was observed around the paper disk to which the tulip anther tissue extract was added. . In detail, the diameter of the inhibition circle when using Escherichia coli is 15 mm, the diameter of the inhibition circle when using Salmonella is 14 mm, and the diameter of the inhibition circle when using Pseudomonas aeruginosa is: The diameter of the inhibition circle with Staphylococcus aureus was 13 mm, and the diameter of the inhibition circle with Bacillus subtilis was 11 mm. On the other hand, when the fungus Candida was used as the test bacterium, no inhibition circle was observed around the paper disk to which the tulip anther tissue extract was added. From the above results, the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue shows antibacterial activity against various bacteria including gram-positive bacteria and gram-negative bacteria, but does not exhibit antibacterial activity against Candida bacteria. Became clear.
[0170]
(Example 7: Assay for antibacterial activity against rice disease bacteria)
In this example, it was examined whether or not the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue had an antibacterial effect on diseased bacteria of rice.
[0171]
A PPGA medium (potato 200 g, disodium phosphate (12 hydrate) 3 g, potassium phosphate 0.5 g, peptone 5 g, sodium chloride 3 g, glucose 5 g, agar 15 g, distilled water 1 L) was prepared as an assay medium.
[0172]
Using purple quartz as a tulip test variety, 10 μl of an anther tissue extract having a concentration of 1 mg / μl obtained as described in Example 2 was added aseptically to a sterile paper disc having a diameter of 8 mm. Immediately after addition, they were placed on a PPGA assay medium. The test bacteria include rice blight bacteria (Pseudomonas glumae, strain T12141; kasugamycin sensitivity, oxophosphate sensitivity, strong pathogenicity; FIG. 5 (a)), brown streak fungus (Pseudomonas avenae, T9020 strain; kasugamycin resistance, oxophosphate resistance, Slightly strong pathogenicity; FIG. 5 (b)), seedling dead bacteria (Pseudomonas plantarii, T12151 strain; Kasugamycin sensitive, oxophosphoric acid sensitive, strong pathogenicity; FIG. 5 (c)), rice seedling bacterium (Pseudomonas glumae, T12119 strain) ; Kasugamycin sensitivity, oxophosphate resistance, pathogenicity slightly strong; Fig. 5 (d)), brown streak fungus (Pseudomonas avenae, strain T9014; Kasugamycin sensitivity, oxolinic acid resistance, pathogenicity slightly strong; Fig. 5 (e) ), And Naeritsu Burkholderia bacteria was used (Pseudomonas plantarii, T1101 strain; FIG. 5 (f; kasugamycin sensitivity, oxolinic acid-sensitive, pathogenic strong) a). As a control, Escherichia coli (JM109 strain; FIG. 5 (g)) was used. The petri dish was covered with a lid, sealed and sealed. The sealed petri dish was placed in an incubator and cultured at 30 ° C. for 48 hours, and then the diameter of the growth inhibition circle of each rice disease bacterium was measured.
[0173]
The results are shown in FIGS. The cloudy spot on the petri dish is where the test bacteria multiplied. As is clear from FIGS. 5 (a) to 5 (g), a large inhibition circle was observed around the paper disk to which the tulip anther tissue extract was added in all cases using any of the rice disease bacteria. In detail, the diameter of the inhibition circle when using the birch bacterium (T12141 strain) is 20 mm, and the diameter of the inhibition circle when using the brown streak fungus (T9020 strain) is 24 mm. The diameter of the inhibition circle when using Bacillus subtilis (T12151 strain) was 15 mm, and the diameter of the inhibition circle when using Birch bacillus (T12119 strain) was 22 mm, and brown streak (T9014 strain). Was 24 mm, and the diameter of the inhibition circle when using the seedling-killing bacteria (T1101 strain) was 15 mm. The diameter of the inhibition circle when E. coli was used as a control was 24 mm. From the above results, it was clarified that the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue exhibited antibacterial activity against various rice disease bacteria. Also, surprisingly, it has been revealed that the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue exhibits a strong antibacterial property against rice disease bacteria that are resistant to various pesticides.
[0174]
(Example 8: Relationship between antibacterial activity of tulip anther tissue and pollen number or pollen fertility)
In this example, the relationship between the antibacterial activity of the tulip anther tissue revealed from the above example and the number of pollen or pollen fertility was examined.
[0175]
As test varieties, 7 varieties shown in the left column of Table 4 below were used.
[0176]
[Table 4]

FIG. 6 shows micrographs of pollens of seven varieties used in this example. Figures 6a, b, c, d, e, f, and g show micrographs of pollen of Mirella, Glacier, Belladonna, Callioram, Smiling Princess, Talda, and Queen of Night White, respectively. In this micrograph, the polished pollen, which is neither circular nor oval, shows sterile pollen. As is clear from FIG. 6, the sizes and shapes of the pollen of the seven varieties used, and the abundance ratio of the sterile pollen were various.
[0177]
Table 4 summarizes the relationship among the antibacterial activity of the pollen of each variety, the number of pollens per anther, and the pollen fertility rate (%). As is clear from Table 4, no correlation was observed between the antibacterial activity of each variety and the number of pollen. Also, no correlation was found between the antibacterial activity of each variety and the pollen fertility. Therefore, the antibacterial property of the tulip anther tissue shown in the present specification is present not in the pollen but in the anther wall even in the anther tissue, suggesting that the production amount of the antibacterial substance in the anther wall differs for each tulip variety. Was done.
[0178]
(Example 9: Solvent solubility assay)
In this example, the solvent solubility of the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue was examined.
[0179]
An H test medium was prepared as a test medium.
[0180]
Purple quartz was used as the tulip test variety. As an assay solvent, chloroform (lane (1)), ether (lane (2)), ethyl acetate (lane (3)), acetone (lane (4)), isoamyl alcohol (lane (5)), butanol (lane) (6)), ethanol (lane (7)), methanol (lane (8)), water (lane (9)), and DMF (N, N-dimethylformamide; lane (10)).
[0181]
The upper paper disk (A) shown in FIG. 7A is obtained by immersing anther tissue in 500 μl of each of the above solvents and extracting the solvent. In detail, the paper disc (A) is obtained by removing the anther tissue from the solvent after solvent extraction, drying the solvent under reduced pressure, re-dissolving the dried substance in 50 μl of the same solvent, and removing 10 μl of the dried substance to a diameter of 8 mm. And dried by air drying. The paper disc (B) shown in the lower part of FIG. 7A uses a residue generated by a solvent extraction process for obtaining the above-mentioned paper disc (A). In detail, the paper disc (B) is obtained by drying the residue after the extraction of each solvent (that is, anther tissue taken out from the solvent) under reduced pressure, dissolving the dried product in 500 μl of water, and drying again under reduced pressure. It was obtained by redissolving in 50 μl of water, adding 10 μl of the solution to a paper disc having a diameter of 8 mm, and air-drying.
[0182]
The paper disks (A) and (B) for each solvent obtained as described above were aseptically placed on an H test medium. Immediately, the dish was covered with a lid, placed in an incubator, and cultured at 30 ° C. for 24 hours, and then the diameter of the inhibition circle was measured.
[0183]
The result is shown in FIG. 7a. The cloudy spot on the petri dish is where the test bacteria multiplied. Translucent portions that are not cloudy indicate portions where the test bacteria could not grow. Therefore, the fact that the paper disc has a semi-transparent spot on the periphery indicates that the paper disc has an antimicrobial substance. As is evident from FIG. 7a, the antimicrobial substance of the tulip anther tissue is not soluble in less polar solvents (eg, chloroform, ether, ethyl acetate, acetone, isoamyl alcohol, butanol), but is more soluble in more polar solvents (eg, DMF, water, methanol, ethanol). When an ethanol solvent was used, a large translucent area was found around the residual paper disc (B), but a slight translucent area was also found around the solvent extract paper disk (A). On the other hand, when a methanol solvent was used, a large translucent portion was found around the solvent extract paper disc (A), but a slight translucent portion was also found around the residual paper disc (B). Was. Therefore, it was clarified that the present antibacterial substance was dissolved in a solvent having at least a polarity higher than that of ethanol.
[0184]
(Example 10: Assay of concentration required for exerting antibacterial action)
In this example, the concentration required for the antibacterial substance of the tulip anther tissue to exert a sufficient antibacterial action was assayed. Specifically, in order to obtain a sufficient antibacterial action, the amount of water required to dissolve one tulip anther was assayed.
[0185]
An H test medium was prepared as a test medium.
[0186]
Purple quartz was used as the tulip test variety. One anther of this tulip was immersed in 0.5 ml of water for 5 minutes, and then the aqueous solution from which the anther had been removed was freeze-dried to obtain 0.05 ml, 0.1 ml, 0.2 ml, 0.3 ml, and 0 ml. Redissolved in a volume of 0.4 ml, 0.5 ml, 0.6 ml, 0.7 ml, 0.8 ml, 0.9 ml, or 1.0 ml of water. 10 μl of the re-dissolved aqueous solution was added to a paper disk having a diameter of 8 mm. After the addition, the paper disk was immediately placed on the H assay medium. Immediately after placing the covered petri dish in an incubator and culturing at 30 ° C. for 24 hours, the diameter of the inhibition circle was measured.
[0187]
The result is shown in FIG. 7b. The cloudy spot on the petri dish is where the test bacteria multiplied. Translucent portions that are not cloudy indicate portions where the test bacteria could not grow. Therefore, the fact that the paper disc has a semi-transparent spot on the periphery indicates that the paper disc has an antimicrobial substance. Each of the paper disks arranged in the petri dish of FIG. 7B is a paper disk to which a solution dissolved in water having a value (ml) shown on the right side of FIG. 7B is added. As is clear from FIG. 7b, when one anther was dissolved in 0.05 ml, 0.1 ml or 0.2 ml, a large inhibition circle was observed. Further, even when dissolved in 0.3 ml or 0.4 ml, a translucent blocking circle was observed around the paper disk. However, no inhibition circle was observed when dissolved in more than 0.5 ml of water. From the above results, it was clarified that a sufficient antibacterial effect was observed when one anther of the purple crystal variety was dissolved in 0.4 ml or less (preferably, 0.2 ml or less) of water. Therefore, when using six anthers contained in one tulip flower, it is possible to obtain a bactericidal solution having a necessary and sufficient concentration by dissolving it in about 1 ml of water.
[0188]
(Example 11: Disease control effect on seedling blight bacterial disease in rice seedlings)
In the present example, it was tested whether or not an antibacterial substance of tulip anther tissue imparts resistance to bacterial seedling blight in rice seedlings.
[0189]
In order to prepare an extract of a tulip anther tissue, purple quartz was used as a test variety. Six anthers of the tulip purple crystal variety obtained by a normal cultivation method are immersed in 5 ml of water for 5 minutes, and then the aqueous solution from which the anthers have been removed is freeze-dried and redissolved in 1.0 ml of water. Then, an anther extract was obtained.
[0190]
Hanaechizen was used as a test variety for rice. This Hanaechizen seed paddy was harvested from a paddy field contaminated with seedling dead bacteria. It is known that seedling dead bacteria enter a seed paddy from a nursery bed and become infected. This seedling-infected paddy-infected paddy is immersed in anther extract for 5 days, immersed in tap water (control) for 3 days, or commercially available rice seed disinfectant Momigard C wettable powder (manufactured by Hokuko Chemical Industry Co., Ltd.) ) In a 200-fold diluted solution for 3 days. The seed rice subjected to each treatment was raised for 12 days from sowing under seedling raising conditions (mid-June, temperature 30 ° C. day, 17 ° C. night, 98% humidity in a growth cabinet).
[0191]
FIG. 8 shows a photograph showing the state of each treated rice on day 12 after sowing. As is clear from FIG. 8, the growth (B) from the seedling-infected bacterial infected paddy treated with the control tap water was extremely poor, and the symptoms typical of seedling-killing bacterial disease (yellowing leaf color, low Plant height). On the other hand, the growth (A) from the seedling-infected bacterial infected rice pad treated with the tulip anther water extract did not show the typical symptoms of the seedling-killing bacterial disease. Further, the growth from the seedling-infected bacterial infected paddy treated with the tulip anther water extract (A) is a commercially available pesticide Fomigard C water known to have a strong controlling effect against seedling-killing bacterial disease. It showed healthy growth (dark green leaf color) more than the growth (C) from infected paddy treated with the sump.
[0192]
Table 5 below summarizes the disease control effects of the aqueous extract of tulip anthers against rice seedling bacterial wilt, which were proved by this experiment.
[0193]
[Table 5]

This table summarizes the results of the investigation 12 days after sowing. Each numerical value represents the average value of two test plots in the case of the tulip anther extract treatment, and represents the average value of three test plots in the case of the firguard C or tap water (control) treatment. The alphabetic symbols indicating the degree of disease in the table represent the following meanings: A, no disease; B, leaf sheath whitening; C, third leaf whitening; D, leaf sheath rot and wilting; The diseased seedling rate (%) indicates a value obtained by multiplying (number of seedlings having diseased degree B to E) / the number of all seedlings investigated by 100. The disease severity is obtained by multiplying the number of seedlings by a coefficient of A = 0, B = 1, C = 2, D = 3, E = 4, and dividing the sum by the value obtained by multiplying the total number by four. The figure shows the value obtained by multiplying the figure by 100. The control value indicates the percentage of control with respect to tap water (control) (for example, in the case of firgard C, it is obtained by the following formula: (1- (2.4 (degree of onset of firgard C)) / 59. .4 (degree of incidence of tap water)) x 100.
[0194]
As apparent from Table 5, the seedlings germinated from the seedling-infected bacterial infected paddy treated with the tulip anther water extract did not show any signs of onset, and the control value was 100. The control value of this aqueous extract of tulip anthers is higher than the control value of 95.8 when treated with a commercially available pesticide Fomigard C, which is known to have a strong controlling effect against seedling bacterial disease. It was revealed that the aqueous extract of tulip anthers imparts an excellent disease control effect to seed rice.
[0195]
(Example 12: Effect of tulip anther extract on growth of rice)
In this example, it was examined how the treatment with the aqueous extract of tulip anthers for the rice seedling-infected bacterial-infected paddy affects the growth of rice.
[0196]
As described in Example 11, the plant height (cm) and leaf sheath height (cm) of the rice seedlings infected with the seedling killing bacteria of Hanaechizen treated with the tulip anther water extract, the pesticide fir guard C, or tap water (control) were used. ), Leaf age (sheets), and fresh weight (g) were measured 12 days after sowing. The results are shown in Table 6 below.
[0197]
[Table 6]

Each numerical value in Table 6 shows the average value of five representative samples in each treatment. As is clear from Table 6, plant height, leaf sheath height, leaf age and fresh weight when treated with the tulip anther water extract were determined using the appropriate dose of pesticide Fomigard C, which is considered to have little effect on rice growth. It was better than the plant height, leaf sheath height, leaf age and fresh weight when treated. On the other hand, the seedlings grown from the seedling-infected bacterial-infected paddy treated with tap water as a control had significantly lower plant height and significantly lower fresh weight.
[0198]
The seedling dead bacteria enter the seed paddy from the nursery bed, and infection is established at the stage of the seed paddy. Therefore, it is unlikely that the good growth observed above when the anther extract was applied was solely due to the fact that the anther extract blocked bacterial infection exogenously. In addition, the plant height, leaf sheath, and leaf sheath of a tulip treated with an anther extract when treated with an appropriate dose of the pesticide Fomigard C, which is considered to have little effect on the growth of rice, are the plant height, leaf sheath height, leaf age and fresh weight. It was better than high, leaf age and fresh weight, indicating that it has the effect of promoting plant growth endogenously regardless of the success or failure of infection. The endogenous plant growth promoting action exhibited by the anther extract is, for example, an effect of promoting the growth of a plant whose growth has been suppressed by stress such as disease stress or injury stress, at least until the plant returns to a normal growth state. It is considered to have
[0199]
From the above results, it was revealed that the aqueous extract of tulip anthers not only had no adverse effect on the growth of rice but also had an effect of promoting the growth of rice.
[0200]
(Example 13: Purification of antibacterial substance by liquid chromatography)
Liquid chromatography (gel filtration chromatography and reverse phase chromatography) was performed to purify the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue.
[0201]
First, a sample to be subjected to gel filtration chromatography was prepared as follows.
Twenty anthers of the cultivar purple quartz were immersed in 10 ml of water for 5 minutes, and the aqueous solution was taken in a centrifuge tube for 15 ml, and centrifuged at 5000 rpm for 10 minutes. Further, the supernatant was filtered with a 0.22 μm sterile filter. After freeze-drying the aqueous solution thus obtained, it was redissolved in 2 ml of distilled water and subjected to chromatography.
[0202]
0.2 ml of the tulip anther tissue-derived sample prepared as described above was prepared at a flow rate of 0.3 ml / min (0 to 2 minutes) and 0.9 ml / min (2 to 120 minutes) by using Superdex Peptide HR10. / 30 gel filtration column (Amersham). In the peak that appeared by this gel filtration chromatography, it was revealed that the fraction showing the desired antibacterial activity was the fraction eluted 19 to 22 minutes after the addition of the sample (FIG. 9a). This fraction has a molecular weight of about 294.258. Next, 0.25 ml of the eluted fraction, which was determined to be an active fraction by gel filtration chromatography, was added to a PepRPC HR 5/5 reverse phase column (manufactured by Amersham) at a flow rate of 0.7 ml / min. did. In this reverse phase chromatography, it was revealed that the fraction showing the desired antibacterial activity was the fraction eluted 1-2 minutes after the addition of the sample (FIG. 9b).
[0203]
The fraction containing the antibacterial substance purified by gel filtration chromatography and reverse phase chromatography as described above is subjected to NMR (nuclear magnetic resonance) to analyze the molecular structure of the antibacterial substance contained in the tulip anther tissue. did. As a result, this antibacterial substance is a known substance having the following chemical structural formula (Formula II: 1-Tuliposide B (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate)- D-glucopyranose); and Formula III: 6-Tulipposide B (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose)). Was. The antibacterial substance contained in the tulip anther tissue has the same molecular weight as that of 1-tuliposide B and 6-tulipposide B.
[0204]
Formula II: 1-Tuliposide B (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose)
[0205]
Embedded image

Formula III: 6-Tulipposide B (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose)
[0206]
Embedded image

Example 14: 1-Tuliposide B to 6-Tulipposide B rearrangement and its effect on antimicrobial activity
In this example, the relationship between 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B, and the antimicrobial activity contained in the anther tissue of the tulip, was due to 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B. Was investigated.
[0207]
First, changes in tulipposide B over time in tulip anther tissues were examined. Specifically, at 0, 1, 4, 8, 12, and 18 hours, the components contained in the tulip anther tissue were examined by HPLC. The result is shown in FIG. As is clear from FIG. 10, at the start of the experiment (0 hour), the amount of 1-Tulipposide B (1) was significantly large, and the amount of 6-Tulipposide B (2) was very small. However, these amounts gradually reversed. At the end of the experiment (18 hours), 1-Tulipposide B (1) was scarcely present, and 6-Tulipposide B (2) was dominant. From the above results, it was clarified that 1-Tulipposide B translocated to 6-Tulipposide B over time. No dislocation from 6-Tulipposide B to 1-Tulipposide B was confirmed.
[0208]
Next, it was examined which of 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B is responsible for the antibacterial activity contained in the anther tissue of the tulip. Specifically, the antibacterial activity of the tulip anther tissue was examined in parallel with the above-mentioned HPLC study. The results are shown in Table 7 below.
[0209]
[Table 7]

As is clear from Table 7, the antibacterial activity of the tulip anther tissue was almost constant from the start of the experiment (0 hour) to the end of the experiment (18 hours). These results revealed that the antibacterial activity exhibited by the tulip anther tissue was not affected by the change from 1-tulipposide B to 6-tulipposide B.
[0210]
As described above, although the change from 1-tulipposide B to 6-tulipposide B occurred in the tulip anther tissue, its antibacterial activity intensity was almost constant without any influence. From the results, it was revealed that 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B had qualitatively equal activities, and also had the same antibacterial activity per unit amount. 1-Tulipposide B and 6-Tulipposide B have a portion other than the R group in Formula I in common. Therefore, it was shown that the structure important for exhibiting the effect of the present invention is a structural portion other than the R-position in Formula I, and that the structure at the R-position can be substituted as necessary.
[0211]
(Example 15: Comparison of antibacterial properties between tulip anther water extract and antibiotics)
The temporal change of the antibacterial effect of the tulip anther water extract on the growth of Escherichia coli was compared with the temporal change of the antibacterial effect of known antibiotics on the growth of Escherichia coli.
[0212]
A 2TY medium was prepared as a test medium (16 g of bactotryptone, 10 g of yeast extract, 5 g of sodium chloride, and 1 L of distilled water were added, followed by autoclaving at 121 ° C. for 20 minutes). 50 ml of this 2TY medium was placed in a 200 ml Erlenmeyer flask, and E. coli JM109 strain was pre-cultured overnight at 30 ° C. and a shaking speed of 125 rpm. Next, 5 ml of 2TY medium was placed in a test tube having a length of 20 cm and a diameter of 18 mm. ₆₆₀ = 0.1 and shaking culture at 37 ° C. and 125 rpm. OD ₆₆₀ = 0.5, each tube was inoculated with a tulip anther water extract (Tulip), ampicillin (Amp), chloramphenicol (Cm), and kanamycin (Km) to a concentration of 50 μg / ml, respectively. did. No antimicrobial was added to the control tubes.
[0213]
The result is shown in FIG. As is clear from FIG. 11, in the control not inoculated with any antibacterial agent, the OD was increased about 7 hours after the start of the culture (hr). ₆₆₀ E. coli continued to grow until was reached saturation at about 1.55. In the tube inoculated with ampicillin, remarkable growth inhibition was observed about 5 to 7 hours after the start of the culture, but then the E. coli rapidly resumed growth, and after 29 to 48 hours the growth level was almost the same as that of the control. Reached. Such a rapid resumption of growth observed about 7 hours after the start of culture when ampicillin was used indicates that ampicillin-resistant bacteria appeared during the culture. Even when chloramphenicol was used, a sharp increase was observed from 48 hours to 118 hours after the start of the culture. This result also indicates the appearance of chloramphenicol resistant bacteria. On the other hand, in the tube inoculated with the tulip anther water extract, the growth of Escherichia coli gradually decreased after inoculation, and no emergence of resistant bacteria was observed. In addition, the tulip anther water extract suppressed the growth of E. coli more strongly than when other antibiotics (ampicillin, chloramphenicol, kanamycin) were used. From the above results, the antibacterial substance contained in the tulip anther exhibits a strong antibacterial property that suppresses bacterial growth more strongly than an antibiotic that is generally known to exhibit an antibacterial action, and the emergence of resistant bacteria is observed. No antibacterial substance was found to be extremely excellent as a practical disease control agent.
[0214]
As described above, the present invention has been exemplified using the preferred embodiments of the present invention. However, it is understood that the scope of the present invention should be construed only by the appended claims. Patents, patent applications, and references cited herein are to be incorporated by reference in their entirety, as if the contents themselves were specifically described herein. Understood.
[0215]
【The invention's effect】
According to the present invention, mass production which has the advantage of having a small adverse effect on the environment, having no adverse effect on the growth of the crop itself, and having a low possibility of emergence of resistant bacteria, and imparting a powerful disease control effect to the crop. / A plant disease control agent and a plant disease control method which can be used on a large scale have been obtained. Further, the present invention provides a composition for promoting plant growth and a method for promoting plant growth.
[Brief description of the drawings]
FIG. 1 is a diagram of an antibacterial assay using anthers of different varieties of tulips.
FIG. 2 is a diagram of an antibacterial assay using various tissues of tulips.
FIG. 3 is a diagram of an antibacterial assay using plants other than tulips. (a) is an antibacterial assay using anther tissues before and after flowering of lilies. (b) Antibacterial assay using petunia, rose and collar anther tissues. c is a diagram of an antibacterial assay using garlic bulbs.
FIG. 4 is a diagram of an antibacterial spectrum assay of tulip anther tissue.
FIG. 5 is a diagram of an antibacterial assay for rice disease bacteria.
FIG. 6 is a micrograph of pollen of seven varieties of tulips.
FIG. 7a is a diagram of a solvent solubility assay. FIG. 7b is a diagram of an assay for the concentration required to exert an antibacterial effect.
FIG. 8 is a photograph showing the disease control effect on seedling blight on rice seedlings.
FIG. 9a is a graph showing peaks of gel filtration chromatography. FIG. 9b is a graph showing the peak of reverse phase chromatography.
FIG. 10 is HPLC data showing the rearrangement of 1-Tuliposide B to 6-Tulipposide B.
FIG. 11 is a graph showing a comparison of antibacterial properties between a tulip anther water extract and an antibiotic.

Claims (68)

A composition that confers resistance to a pathogen on a plant, wherein the composition comprises a compound of Formula I or a salt thereof:
Formula I

Wherein the R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose. The composition according to claim 1, wherein the compound is a compound of formula II or a compound of formula III, or a salt or mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

The composition of claim 1, wherein said pathogen is a bacterium. The composition according to claim 3, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight rot bacteria, brown streak germs, and seedling wilt bacteria. The pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
2. The composition of claim 1, wherein the composition is a pathogen selected from the group consisting of c) a pathogen having resistance to kasugamycin and oxophosphoric acid. The composition according to claim 1, wherein the plant is a monocotyledonous plant. The composition according to claim 6, wherein the monocotyledonous plant is rice. A composition for imparting resistance to a pathogen to a plant, comprising an antipathogen component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.). 9. The composition of claim 8, wherein said component is a water-soluble component. The composition according to claim 8, wherein the component is a component extracted by a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water and an N, N-dimethylformamide solvent. 9. The composition according to claim 8, wherein said component has a molecular weight of 200-350. Wherein the components are:
9. A component obtained by a method comprising a step of immersing an anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and a step of concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate. A composition according to claim 1. The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and obtaining a hydrophilic fraction from the fraction;
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction;
The composition according to claim 8, which is a component purified by a method comprising: 14. The composition of claim 13, wherein the step of obtaining a fraction with a molecular weight of 200-350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining a hydrophilic fraction is performed by reverse phase chromatography. The composition is performed using 9. The composition of claim 8, wherein said pathogen is a bacterium. The composition according to claim 15, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight wilt, brown wilt, and seedling wilt. The pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
9. The composition of claim 8, wherein the composition is a pathogen selected from the group consisting of c) a pathogen having resistance to kasugamycin and oxophosphoric acid. 9. The composition according to claim 8, wherein said plant is a monocotyledonous plant. 19. The composition according to claim 18, wherein said monocotyledonous plant is rice. A method for conferring resistance to a pathogen on a plant using the following compound of the formula I or a salt thereof:
Formula I

Wherein R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose. 21. The method of claim 20, wherein the compound is a compound of Formula II or Formula III, or a salt or mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

21. The method of claim 20, wherein said pathogen is a bacterium. 23. The method according to claim 22, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight rot, brown streak, and seedling wilt. The pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
21. The method of claim 20, wherein c) is a pathogen selected from the group consisting of a pathogen having resistance to kasugamycin and oxophosphoric acid. 21. The method according to claim 20, wherein the plant is a monocotyledonous plant. 26. The method of claim 25, wherein said monocotyledonous plant is rice. A method for imparting resistance to a pathogen to a plant using an anti-pathogen component derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.). 28. The method of claim 27, wherein said component is a water-soluble component. 28. The method according to claim 27, wherein the component is a component extracted by a solvent selected from the group consisting of ethanol solvent, methanol solvent, water and N, N-dimethylformamide solvent. 28. The method of claim 27, wherein said component has a molecular weight of 200-350. Wherein the components are:
28. An ingredient obtained by a method comprising a step of immersing an anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and a step of concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate. The method described in. The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and obtaining a hydrophilic fraction from the fraction;
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction;
28. The method of claim 27, wherein the component is a component purified by a method comprising: 33. The method of claim 32, wherein the step of obtaining a fraction with a molecular weight of 200-350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining a hydrophilic fraction comprises reverse phase chromatography. Done using the method. 28. The method of claim 27, wherein said pathogen is a bacterium. 35. The method of claim 34, wherein the bacterium is a bacterium selected from the group consisting of blight wilt, brown streak germ, and seedling wilt. The pathogen is
a) a pathogen having resistance to kasugamycin,
b) a pathogen resistant to oxophosphoric acid;
28. The method of claim 27, wherein c) is a pathogen selected from the group consisting of a pathogen having resistance to kasugamycin and oxophosphoric acid. 28. The method of claim 27, wherein said plant is a monocotyledonous plant. 38. The method of claim 37, wherein said monocotyledonous plant is rice. A composition for promoting plant growth, wherein the composition comprises a compound of Formula I or a salt thereof:
Formula I

Wherein the R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose. 40. The composition of claim 39, wherein the compound is of the following Formula II or Formula III, or a salt or mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

40. The composition of claim 39, wherein said plant is a monocotyledonous plant. The method according to claim 1, wherein the plant is a stressed plant selected from the group consisting of pathogen-induced disease stress, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 40. The composition according to 39. A composition for promoting plant growth, comprising a plant growth promoting active ingredient derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.). 44. The composition of claim 43, wherein said component is a water-soluble component. 44. The composition according to claim 43, wherein the component is a component extracted by a solvent selected from the group consisting of an ethanol solvent, a methanol solvent, water and a N, N-dimethylformamide solvent. 44. The composition of claim 43, wherein said component has a molecular weight of 200-350. Wherein the components are:
44. An ingredient obtained by a method comprising immersing anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate. A composition according to claim 1. The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and obtaining a hydrophilic fraction from the fraction;
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction;
44. The composition of claim 43, wherein the composition is a component purified by a method comprising: 49. The composition of claim 48, wherein the step of obtaining a fraction with a molecular weight of 200-350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining a hydrophilic fraction is performed by reverse phase chromatography. The composition is performed using 44. The composition of claim 43, wherein said plant is a monocotyledonous plant. The method according to claim 1, wherein the plant is a stressed plant selected from the group consisting of pathogen-induced disease stress, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 43. The composition according to 43. A method for promoting plant growth using the following compound of formula I or a salt thereof:
Formula I

Wherein R is selected from the group consisting of H, OH and D-hexose. 53. The method of claim 52, wherein the compound is a compound of Formula II or Formula III below, or a salt or mixture thereof:
Formula II (1-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose),

Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

53. The method of claim 52, wherein said plant is a monocotyledonous plant. The method according to claim 1, wherein the plant is a stressed plant selected from the group consisting of pathogen-induced disease stress, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 52. The method according to 52. A method of promoting plant growth using a plant growth promoting active ingredient derived from anther tissue of tulip (Tulipa spp.). 57. The method of claim 56, wherein said component is a water-soluble component. 57. The method according to claim 56, wherein said component is a component extracted by a solvent selected from the group consisting of ethanol solvent, methanol solvent, water and N, N-dimethylformamide solvent. 57. The method of claim 56, wherein said component has a molecular weight of 200-350. Wherein the components are:
57. An ingredient obtained by a method comprising: immersing an anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract; and concentrating the aqueous extract to obtain a concentrate. The method described in. The above component is obtained by the following step (I):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the aqueous extract; and obtaining a hydrophilic fraction from the fraction;
Or a component purified by a method including
Alternatively, the following step (II):
Immersing the anther tissue of tulip (Tulipa spp.) In water to obtain an aqueous extract;
Obtaining a hydrophilic fraction from the water extract; and obtaining a fraction having a molecular weight of 200 to 350 from the fraction;
57. The method of claim 56, wherein the component is a component purified by a method comprising: 62. The method of claim 61, wherein the step of obtaining a fraction with a molecular weight of 200-350 is performed using gel filtration chromatography, and the step of obtaining a hydrophilic fraction is performed by reverse phase chromatography. Done using the method. 57. The method of claim 56, wherein said plant is a monocotyledonous plant. The method according to claim 1, wherein the plant is a stressed plant selected from the group consisting of pathogen-induced disease stress, physical injury stress, drought stress, temperature stress, nutrient deficiency stress, salt stress, and illumination stress. 56. The method according to 56. An antimicrobial composition for inhibiting the growth of pathogens resistant to kasugamycin, comprising a compound of formula III:
Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

An antimicrobial composition for inhibiting the growth of pathogens resistant to oxophosphoric acid, comprising a compound of Formula III:
Formula III (6-((S) -3,4-dihydroxy-2-methylenebutanoate) -D-glucopyranose).

An antibacterial composition wherein the pathogen having resistance to kasugamycin is Pseudomonas avenae T9020 strain. The pathogen having resistance to oxophosphoric acid is selected from the group consisting of Pseudomonas avenae T9020 strain, Pseudomonas glumae T12119 strain, and Pseudomonas avenae T9014 strain. An antibacterial composition.

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