DE60027305T2

DE60027305T2 - Anlage und verfahren zum züuchten von krebstierlarven

Info

Publication number: DE60027305T2
Application number: DE60027305T
Authority: DE
Inventors: Satoshi Woorim Bribie Island Mikami
Original assignee: Australian Fresh Research and Development Corp Pty Ltd
Current assignee: Australian Bay Lobsters Producers Ltd
Priority date: 1999-07-22
Filing date: 2000-07-21
Publication date: 2007-01-18
Anticipated expiration: 2020-07-22
Also published as: ATE322838T1; AUPQ177699A0; DE60027305D1; EP1206177A4; CN1186977C; HK1050297A1; EP1206177B1; US6561134B1; KR20020092895A; JP4748906B2; WO2001006847A1; CN1362857A; ES2260027T3; KR100689083B1; EP1206177A1; JP2003505049A

Description

Diese Erfindung betrifft eine Anlage und ein Verfahren zum Züchten von Krustentierlarven. Diese Erfindung findet besonders, aber nicht ausschließlich, Anwendung bei der Anlage und dem Verfahren zum Züchten von Thenus spp., und zu Anschauungszwecken wird auf eine solche Anwendung Bezug genommen. Jedoch können diese Erfindung und erfinderische Teile davon selbstverständlich auch für andere Anwendungszwecke, wie für Langusten- und Bärenkrebslarven, angewandt werden.
Es wurden viele Versuche zur Entwicklung von Strategien zur Larvenzucht handelsüblicher Krustentierarten unternommen. Bislang konzentrierten sich diese auf die Entwicklung von Strategien für die Arten von Langusten- und Bärenkrebslarven. In Tabelle 1 werden diese Verfahren zusammengefasst dargestellt.
Tabelle 1
In Tabelle 2 ist eine Chronologie von Versuchen zum Züchten von Larven dargestellt.
Tabelle 2
Die derzeit vier wichtigsten und bei der Forschung am gebräuchlichsten Tanksysteme zum Züchten von Langusten- und Bärenkrebslarven sind, für die Kaplanguste (Jasus edwardsii), die vom Tasmanischen Institut für Aquakultur und Fischerei (TAFI) entwickelten Systeme, für J. edwardsii und die Neuseelandlanguste (Jasus verreauxi) die vom neuseeländischen Nationalen Institut für Wasser- und Atmosphärenforschung (NIWA) entwickelten Systeme, für die Japanische Languste (Panulirus japonicus) das vom Institut für Fischereiforschung von Mie (FRIM), der Gesellschaft für japanische Marikultur (JSFA) und des Forschungsinstituts für Wissenschaft und Technologie der Science University von Tokio für ganz Japan entwickelte System. Die ausführlichen Eigenschaften dieser Systeme und die veröffentlichten Ergebnisse sind folgende:

1. (TAFI)
– Kaplanguste
– 10 l Wasser in 30-l-Tanks
– Lagerdichte von 20 frisch geschlüpften Larven je Liter
– Keine Juvenile erhalten.
2. Tanksystem mit Auftrieb (NIWA)
– Kaplanguste
– Kombination von 4 × 72-l-Tanks
– Lagerdichte von 26 frisch geschlüpften Larven je Liter
– Nur ein Juvenil überlebte 1990
3. Tanksystem ohne Wasserbewegung (FRIM)
– Japanische Languste
– 150–180 l in 200-l-Tanks
– Lagerdichte von 20 frisch geschlüpften Larven je Liter
– Weniger als 1% Überlebensrate bis zum juvenilen Stadium (bis zu 10 Juvenile)
4. (JSFA)
– Japanische Languste
– 150–180 l in 200-l-Tanks
– Lagerdichte von 20 frisch geschlüpften Larven je Liter bis zu 1 Larve im letzten Stadium je Liter
– Etwa 1% überlebte bis zum juvenilen Stadium (bis zu 100 Juvenile)

Das US-amerikanische Patent 5,353,745 beschreibt ein geschlossenes Aquakultursystem, das einen Tank mit einem wasserhaltigen Medium, Mittel zum Zuführen von Nährstoffen in den Tank, Mittel zum selektiven Ablassen des wasserhaltigen Mediums aus dem Tank, Mittel zum Entfernen von Feststoffen aus dem wasserhaltigen Medium, das aus dem Tank entfernt wurde, Mittel zum Sterilisieren des wasserhaltigen Mediums, das aus dem Tank entfernt wurde, nicht biologische Mittel zum Entfernen von Giftstoffen aus dem wasserhaltigen Mittel, das aus dem Tank entfernt wurde, Mittel, um das wasserhaltige Medium, das aus dem Tank entfernt wurde, in einen gleichmäßigen Zustand zu bringen, der für das Wachstum und Überleben der wichtigsten Arten geeignet ist und Mittel zur Rückführung des wasserhaltigen Mediums in den Tank, nachdem das wasserhaltige Medium wie oben beschrieben behandelt wurde, umfasst. Neben den Wiedergewinnungsproblemen in Verbindung mit der beschriebenen Anlage und dem Verfahren, ist die Beschreibung typisch für Konstruktionen, die hohe Sterblichkeitsraten ergaben.
Thenus spp., allgemein bekannt als Tiere aus der Moreton Bay, Bärenkrebs und Bay-Lobster, findet man entlang der gesamten Nordküste Australiens, von der Shark Bay in Westaustralien bis Coffs Harbour im nördlichen Neu-Süd-Wales (Kailola et al., 1993). Es gibt zwei Thenusarten: Schlammkrebse (Thenus sp.) und Sandkrebse (Thenus orientalis). Schlammkrebse sind überall braun und haben braune Streifen auf ihren Beinen, während Sandkrebse überall gefleckt sind und Tupfen auf ihren Beinen haben. Schlammkrebse bevorzugen feinen Schlamm als Untergrund und werden üblicherweise aus küstennahen Gewässern mit einer Tiefe von 10 bis 30 Metern gefischt. Sandkrebse bevorzugen Böden mit größeren, grobkörnigeren Partikeln und werden gewöhnlich aus einer Tiefe von 30 bis 60 Metern an den Küstenfelsen und vor der Küste gefischt.
Derzeit wird nirgendwo auf der Welt kommerzielle Aquakultur mit Tieren aus der Moreton Bay betrieben. Die größte Hürde bei der Kommerzialisierung ist die Schwierigkeit, die Krebse durch die Larvenstadien zu bringen. Wie andere Bärenkrebs- oder Langustenarten haben Tiere aus der Moreton Bay ein sehr charakteristisches abgeflachtes Larvenstadium, genannt Phyllosoma-Larven. Sie zirkulieren im Plankton, steigen und fallen in der Wassersäule und dies macht es schwierig, die Kulturumgebung anzupassen.
Jedoch wurden kürzlich umfangreiche Studien über die Kulturbedingungen für Phyllosoma-Larven von Tieren aus der Moreton Bay durchgeführt, die besagen, dass die kommerzielle Aquakultur dieser Arten (Mikami, 1995) ein großes Potenzial hat. Phyllosoma-Larven von Tieren aus der Moreton Bay durchlaufen in 25 bis 35 Tagen vier Larvenstadien mit einer hohen Überlebensrate im kleinen Maßstab und brauchen ein Jahr, um eine handelsübliche Größe von 250 g zu erreichen.
Nach der von Mikami (1995) durchgeführten Studie wurde vom jetzigen Bewerber während der letzten fünf Jahre weiter Forschung betrieben. Das Hauptziel dieser Studie ist die Kommerzialisierung der Aquakultur von Tieren aus der Moreton Bay und weg vom kleinen experimentellen Rahmen. Bis heute war das einzige und größte Problem die Lösung der technischen Gesichtspunkte bei der Larvenzucht von Tieren aus der Moreton Bay.
Ein Aspekt dieser Erfindung ist ein Verfahren zur Aufzucht von Langusten- oder Bärenkrebslarven der Artengruppe Thenus spp., einschließlich der folgenden Schritte:
Bereitstellen eines ringförmigen Tanks, der angepasst ist, um bis zu einer Tiefe von mindestens 10 cm bis weniger als 1 Meter ein Larvenaufzuchtmedium zu enthalten;
Kontinuierliches Zuführen eines im Wesentlichen sterilisierten, gefilterten Larvenaufzuchtmediums in den Tank durch mehrere Auslässe, die um eine ringförmige Seitenwand des Tanks angelegt sind und angepasst sind, um eine waagrechte Zirkulation des Mediums zu verursachen, und mit einer Auslassflussgeschwindigkeit, die so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird;
Kontinuierliches Ablassen des Mediums durch eine die Tanktiefe regulierende Ablassanordnung, einschließlich eines Larvensiebs, wobei die hindurch gerichtete Flussgeschwindigkeit des Mediums so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird; und
Halten des Mediums bei einer Temperatur, die so gewählt ist, dass ermöglicht wird, die Larvenarten durch Steuerung der Temperatur des im Wesentlichen sterilisierten, gefilterten Larvenaufzuchtmediums aufzuziehen.
Ein weiterer Aspekt dieser Erfindung umfasst im weitesten Sinn eine Vorrichtung zur Aufzucht von Langusten- oder Bärenkrebslarven der Artengruppe Thenus spp., einschließlich
einer Zufuhr von im Wesentlichen sterilisiertem, gefiltertem Larvenaufzuchtmedium;
einem ringförmigen Tank, der angepasst ist, um bis zu einer Tiefe von mindestens 10 cm bis weniger als 1 Meter ein Larvenaufzuchtmedium zu enthalten;
mehreren Auslässen an einer ringförmigen Seitenwand des Tanks, die mit der Zufuhr verbunden und angepasst sind, um eine waagrechte Zirkulation des Mediums in dem Tank bereit zu stellen und zu verursachen;
Ablassmitteln, umfassend ein Larvensieb, wobei die hindurch gerichtete Flussgeschwindigkeit des Mediums so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird, und so eingestellt ist, dass ein ausgewählter Füllstand in dem Tank erhalten bleibt; und
Temperatursteuerungsmitteln für die Mediumzufuhr.
Der Tank für die Larvenaufzucht kann in einem waagrechten Querschnitt rund oder oval sein, so dass eine kontinuierliche, in eine Richtung verlaufende Zirkulation beibehalten werden kann. Alternativ kann der Tank für die Larvenaufzucht einen ringförmigen Tank umfassen. Als eine weitere Alternative kann der Larvenaufzuchttank ein ringförmiges Langstrombecken mit geraden Abschnitten umfassen, die von Endabschnitten geschlossen werden. Vorzugsweise umfasst das Langstrombecken eine modulare Konstruktion mit runden und geraden Abschnitten, wobei die linearen Abmessungen und damit die Haltekapazität wählbar sind. Zum Beispiel können die modularen Elemente aus Kunststoffmaterial geformt und angepasst sein, um in einer Anordnung verschraubt zu werden, um das Langstrombecken zu bilden. Die modularen Elemente können mit vorgeformter Fugenabdichtung versehen werden oder sie können alternativ mit In-Situ-Abdichtung wie Durosilikon oder anderer Abdichtung abgedichtet werden.
Die Tanktiefe beträgt vorzugsweise weniger als einen Meter. Vorzugsweise wird die Wassertiefe bei etwa 10 bis 20 cm gehalten. Diese relativ flache Tiefe erlaubt ein häufigeres Füttern der Larven. Im Falle der bevorzugten ringförmigen oder der modularen Konstruktion des Langstrombeckens, kann der Abschnitt des Langstrombeckens beispielsweise 30 cm tief sein. Während die Breite des Abschnitts jede geeignete und festgelegte Abmessung haben kann, wird mindestens zum Teil durch die Anordnung der Auslässe des Aufzuchtmediums eine Abmessung von folglich etwa 30 cm bevorzugt.
Für Phyllosoma-Larven der Tiere aus der Moreton Bay beträgt die artgerechte Lagerdichte etwa 40 frisch geschlüpfte Larven je Liter und wird stufenweise auf 10–15 Larven je Liter im letzten Stadium reduziert.
Um die Dichte des Bodenbereiches in gewerblichen Situationen zu erhöhen, können die Tanks in Stapeln angeordnet werden.
Das Medium wird entsprechend der zu züchtenden Arten ausgewählt. Im Allgemeinen ist das Medium Meerwasser oder künstlich erzeugtes Meerwasser einer ausgewählten Zusammensetzung, die dem Medium der natürlichen Umgebung entspricht und in welcher der Organismus in der Wildnis lebt.
Die Wasserauslässe können mehrere Düsen aufweisen. Es kann eine Anzahl an Düsen ausgewählt werden, um die kontinuierliche, in einer Richtung verlaufende Zirkulation mit einheitlichem Fluss in dem Kreislauf zu fördern. Die Anzahl der Düsen und das Fassungsvermögen des Tanks können zum Ausgleichen der volumetrischen Flussgeschwindigkeit genutzt werden.
Die Flussgeschwindigkeit der Düsen kann jede ausgewählte Flussgeschwindigkeit sein, um die Zirkulation im Tank beizubehalten während Schürfverletzungen der Larven vermieden werden. Die Flussgeschwindigkeit wird vorzugsweise im Bereich von weniger als 4 bis 6 m pro Minute beibehalten, zumindest während der frühen Larvenstadien, ähnlich denen des ersten Phyllosoma-Larvenstadiums der Tiere aus der Moreton Bay. Vorzugsweise ist die Flussgeschwindigkeit die Mindestflussgeschwindigkeit, die der Erhaltung der Zirkulation des Mediums im Tank entspricht.
Die Auslässe können am Boden des Tanks oder auf dem Tank angebracht sein. Zum Beispiel können die Auslässe an einen linearen oder ringförmigen Zufuhrverteiler angeschlossen sein, der sich am Boden des Tanks oder jeder anderen Position auf den Tankwänden befindet, einschließlich oberhalb des Niveaus des Mediums. Es kann ein einzelner oder mehrere Zufuhrverteiler vorhanden sein. Bei einer Ausführungsform der Erfindung in Verbindung mit dem bevorzugten modularen Langstrombecken sind die Auslässe Schläuche mit 4-mm-Düsen, die an 19-mm-Polyethylen-Verteilern am oberen Abschnitt der Innen- und Außenwände des Langstrombeckens angelegt sind und nach der Montage der modularen Struktur installiert werden. Die Auslässe erstrecken sich hinunter zum Boden des Tanks und die Düsen werden in die Richtung der gewünschten Zirkulation ausgerichtet, vorzugsweise leicht einwärts der Wände.
Das Medium kann durch ein kontinuierliches, in eine Richtung verlaufendes System zugeführt werden oder es kann eine gewisse Rezirkulation nutzen. Zum Beispiel kann das Medium, wie Meerwasser, bei einer Zufuhr in eine Richtung aus einer natürlichen Zufuhr durch einen 1-μm- Filter und vorzugsweise einen 0,5-μm-Filter in einem Haupttank gefiltert werden.
Das Ablassmittel ist vorzugsweise mit einem Sieb mit einer Maschenweite von etwa 1 mm versehen. Die Flussgeschwindigkeit durch das Sieb kann in jedem Fall empirisch bestimmt werden. Jedoch ist bevorzugt, dass die Flussgeschwindigkeit je Einheit viel geringer als die Zuflussgeschwindigkeit ist und dementsprechend der Oberflächenbereich des Siebs vorzugsweise maximiert wird. Das Ablassmittel kann dazu verwendet werden, den Pegel des Mediums im Tank beizubehalten. Dazu kann das Ablassmittel einen Oberflächenablass für einen gewünschten Pegel von 10–20 cm umfassen. Alternativ kann das Ablassmittel an jeden Pegel in der Mediumsäule angebracht sein, wobei der Pegel durch die Mediumzufuhr/Abflussrate gesteuert ist. In Fällen, bei denen der Ablass den Pegel steuert, kann dies durch einen mit einem Sieb versehenen Ablasszulauf mit einem vergrößerten Bereich relativ zu einem Standrohr bereit gestellt, sein, welches das Medium der Entsorgung oder Rezirkulation zuführt, wobei die Länge des Standrohres einstellbar sein kann.
Der Tank kann mit einer Abdeckung oder anderen ausgewählten Mitteln zur Verhinderung von Lichteinfall in den Tank für ausgewählte Intervalle versehen sein. Lichteinfall sollte während den Tagesstunden vom Tank ferngehalten werden, um die Fütterungshäufigkeit der Larven zu maximieren. Dazu ist der Tank vorzugsweise aus einem lichtundurchlässigen Material geformt.
Verunreinigung durch Bakterien, Protozoen oder Pilze ist ein ernstes Problem bei der Aufzucht von Phyllosoma-Larven. Die Hauptursachen für Verunreinigung bei der Larvenaufzucht sind zufließendes Wasser, Nahrung, die Luft, Handhabung durch Menschen und die Starterkultur (Eier, Wasser und frisch geschlüpfte Larven aus dem Bruttank). Das Wasser für die Larvenaufzucht sollte von jeglichen Organismen freigehalten werden. Dementsprechend kann das gefilterte Meerwasser nach der Filtration durch geeignete Mittel wie UV-Sterilisierung, Filtration im Submikronbereich, Chlorierung, Ansäuerung oder Ozonierung sterilisiert werden. Zum Beispiel kann das gefilterte Meerwasser UV-Strahlung aus einem Lichtbogen oder einer anderen Quelle bei über etwa 10 l/Stunde/Watt ausgesetzt werden, um Bakterien zu minimieren.
Alternativ kann Chlor bei etwa 10 ppm für etwa 12 Stunden in Inkubation mit dem Medium gebehalten werden, vorzugsweise ohne Belüftung, danach wird ausreichend Natriumthiosulfat zur Neutralisierung des Chlors dazugegeben.
Die Temperatur des gefilterten, sterilisierten Zuflusses kann durch geeignete Mittel wie Heiz- und/oder Kühlvorrichtungen mit entsprechenden Thermostaten in dem gewünschten Bereich beibehalten werden.
Alternativ zu dem in eine Richtung verlaufenden System kann ein teilweise rezirkulierendes System mit dem Larvenaufzuchttank und zwei oder mehreren Nebentanks versehen sein. Vorzugsweise werden zwei Nebentanks verwendet. Die Nebentanks haben alle mindestens dasselbe Fassungsvermögen wie der Larvenaufzuchttank. In dieser Ausführungsform kann das im Nebentank enthaltene gefilterte, sterilisierte Wasser unter Verwendung einer Behälterpumpe in den gefüllten Larvenaufzuchttank zirkuliert werden, um dort für etwa 24 Stunden zu verbleiben. Nach 24 Stunden kann die Pumpe in den anderen Nebentank versetzt werden, in welchem das Wasser bei etwa derselben Temperatur, vorzugsweise ±0,5°C, reguliert wird. Dann kann wieder Wasser in den Larvenaufzuchttank zirkuliert werden. Vorzugsweise ist die Flussgeschwindigkeit gleich wie bei dem in eine Richtung verlaufenden System. Während Wasser in einem Nebentank genutzt wird, kann der andere Nebentank geleert und getrocknet werden.
Im Falle der teilweisen Rezirkulation kann das Aufzuchtwasser beispielsweise mit 10% Chlor für einen Zeitraum von 12 Stunden, gefolgt von der Neutralisierung mit 10% Natriumthiosulfat, sterilisiert werden. Vorzugsweise wird das Aufzuchtwasser getestet, zum Beispiel mit dem Palintest^® (DPD No 1), bevor es in das Aufzuchtsystem eingeleitet wird, um sicherzugehen, dass kein Chlor mehr vorhanden ist.
Im Falle der Phyllosoma-Larven von Tieren aus der Moreton Bay liegt der Temperaturbereich des Mediums vorzugsweise zwischen 26–27°C. Phyllosoma-Larven können bei einem Temperaturbereich zwischen 24–30°C gezüchtet werden, aber Temperaturen unter 25°C führen zu einer langsameren Wachstumsrate, und Temperaturen über 28°C erhöhen das Risiko für missglücktes Häuten, Kannibalismus und Krankheit. Wenn Larven in den Aufzuchttank verlegt werden, sollte vorzugsweise die Temperatur des Larvenaufzuchtsystems im Wesentlichen bei derselben Temperatur ±0,5°C wie der Herkunftsort der Larven, zum Beispiel der Bruttank, beibehalten werden. Wenn die Temperatur des Aufzuchtwassers geändert werden muss, wird die Temperaturschwankung vorzugsweise bei innerhalb 1 Grad je Stunde gehalten.
Der Salzgehalt des Mediums kann je nach Art entsprechend variieren. Im Falle der Phyllosoma-Larven von Tieren aus der Moreton Bay kann der Salzgehalt im Bereich zwischen 25–40 ppt und vorzugsweise zwischen 34–36 ppt gehalten werden. Phyllosoma-Larven sind äußerst intolerant gegenüber plötzlichen Veränderungen des Salzgehalts, deshalb sollte die Veränderung des Salzgehalts innerhalb ±1 ppt pro Tag gehalten werden.
Während allen Phyllosoma-Larvenstadien weisen Phyllosoma-Larven starke photopositive Reaktionen auf. Um tagsüber die Ansammlung von Larven an der Oberfläche zu vermeiden, kann das Aufzuchtsystem abgedeckt werden, beispielsweise mit einer schwarzen Kunststofffolie.
Der pH-Wert kann zwischen 7–9 und vorzugsweise zwischen 8,2–8,5 gehalten werden, was dem pH-Wert des natürlichen Meerwassers entspricht.
Starke Belüftung verletzt die Larven, deshalb sollte vorzugsweise die Anwendung einer Belüftung im Aufzuchttank vermieden werden. Der Sauerstoffgehalt des Aufzuchtwassers wird vorzugsweise bei über 7 ppm bei 26–27°C gehalten. Der Sauerstoffverbrauch der Larven ist sehr gering, deshalb ist im Allgemeinen die Zirkulation des Aufzuchtwassers mit einem großen Oberflächenbereich ausreichend, um den Sauerstoffbedarf der Larven ohne Belüftung zu liefern, wobei die Lagerdichte kontrolliert wird.
Bei dem Durchflusssystem betragen die maximalen Aufzuchtdichten der Phyllosoma-Larven vorzugsweise:

– 40 Larven pro l im ersten Larvenstadium
– 25 Larven pro l im zweiten Larvenstadium
– 10 Larven pro l im dritten Larvenstadium
– 5 Larven pro l im vierten Larvenstadium.

Höhere Aufzuchtdichten als diese können zum Zeitpunkt der Häutung ein hohes Maß an Kannibalismus verursachen. Larven, die sich in einem Stadium vor oder nach der Häutung befinden, werden von Larven, die sich in einem Stadium der Häutung befinden, gefressen.
Die Phyllosoma-Larven werden vorzugsweise mit einer kontrollierten Ernährung gefüttert. Es wurde festgestellt, dass das maximale Wachstum und Überleben der Phyllosoma-Larven durch das Verwenden von gehacktem, frischem, lebendem Fleisch von Weichtieren, vorzugsweise lebenden neuseeländischen Herzmuscheln (Donax spp.), erzielt wird. Salinenkrebs (Artemia spp.) kann auch verwendet werden, jedoch nur während des ersten Phyllosoma-Stadiums.
Die Verwendung von lebenden neuseeländischen Herzmuscheln verursacht gelegentlich eine höhere Sterberate in der Zeit der Häutung. Dies wird als Moult-Death-Syndrome (MDS) bezeichnet. Die Ursache für MDS bei anderen Arten ist noch unklar, aber im Fall von Thenus steht MDS im Zusammenhang mit jahreszeitlich bedingten Veränderungen der Futterqualität. Um einheitlich qualitative Nahrung zu erhalten, empfiehlt sich die Anreicherung mit zweischaligen Weichtieren.
Die Verwendung der grünen Mikroalgen Nannochloropsis spp. oder anderer Mikroalgen und/oder Diatomeen-Arten wie Isochrsis spp., Chaetoceros spp. und Pavlova spp. hat sich für die Anreicherung als nützlich erwiesen. Die Anreicherung kann die Züchtung von neuseeländischen Herzmuscheln bei 25–28°C mit Algenwasser bei einer Zelldichte von vorzugsweise über 20 × 10⁷ umfassen. Beispielsweise kann etwa 1 kg neuseeländische Herzmuscheln (Nassgewicht mit Schale) pro 40 l Algenwasser verwendet werden. Vorzugsweise wird das Wasser alle 12 Stunden ersetzt. Der Anreicherungsprozess kann mindestens 24 Stunden und vorzugsweise 48 Stunden lang durchgeführt werden. Der Ammoniak-Wert im Algenwasser sollte unter 1 ppm gehalten werden. Der Fleischgehalt der neuseeländischen Herzmuscheln (Darm, Keimdrüse, Kieme und Hülle) beträgt etwa 20% des Gesamtgewichts.
Als Alternative für die bevorzugten Algen können getrocknete handelsübliche Arten wie Marine Sigma (Nisshin Science), Marine Growth (Nisshin Science) und Algamac-2000 (Bio Marine) verwendet werden. Die Anzahl der Zellen dieser handelsüblichen Produkte sollte bei > 20 Millionen pro ml gehalten werden.
Die Futterzubereitung kann durch alle geeigneten Mittel erfolgen. Im Falle der bevorzugten neuseeländischen Herzmuscheln kann das Fleisch grob gehackt sein, nachdem es durch mindestens zwei unterschiedliche Maschensiebe mit beispielsweise 0,5 bis 0,2 mm Maschendichte im ersten Waschgang und danach < 0,55 mm durchgespült wurde. Die große Maschengröße kann vorzugsweise entsprechend dem Larvenstadium verändert werden. Zum Beispiel können für das erste Larvenstadium 1,0 mm, für das zweite Stadium 1,5 mm und 2,0 mm für das dritte und vierte Stadium verwendet werden. Die gehackten Fleischstücke, die zwischen dem großmaschigen und dem kleinmaschigen Sieb zurückbleiben, können bei Seite gelegt werden. Die Fleischstücke, die im großmaschigen Sieb zurückbleiben, können wieder gehackt werden und der obige Vorgang kann wiederholt werden.
Um Verunreinigung durch Bakterien zu vermeiden, muss die Nahrung vor der Fütterung sterilisiert werden. Zum Beispiel kann das Fleisch in UV-sterilisiertem Meerwasser vorsichtig gewaschen und dann in 0,1%iger Chlorwasserlösung für einen Zeitraum von 30 Minuten oder mehr inkubiert werden. Dann werden die Futterpartikel mit UV-sterilisiertem Meerwasser noch einmal auf dem kleinen Sieb gewaschen, bevor sie den Larven verfüttert werden.
Die mit Meerwasser zubereiteten Nährstoffe können gleichmäßig im Aufzuchtwasser verteilt werden, beispielsweise unter Anwendung einer Pipette. Die Futterpartikel sinken auf den Boden des Aufzuchtbeckens. Futterpartikel, die nach der Fütterung im Aufzuchttank übrig bleiben, sollten vor der Zugabe der nächsten Futtermenge herausgewaschen werden. Die Futtermenge wechselt abhängig vom Wachstumsstadium und dem Stadium der Häutung. Die Futtermenge sollte durch Feststellung der von der vorigen Fütterung verbliebenen Menge angeglichen werden.
Phyllosoma-Larven beginnen in der Nacht, in der sie schlüpfen, zu fressen. Um eine gleichzeitige Häutung der Larven zu erzielen, sollte vorzugsweise am Morgen des ersten Tages nicht gefüttert werden. Wenn die Phyllosoma-Larven beginnen, mehr zu fressen, wird die Futtermenge abhängig von der verbliebenen Futtermenge angepasst. Vorzugsweise wird zweimal täglich gefüttert, früh am Morgen und spät abends. Am Tag 5–6 beginnen die Phyllosoma-Larven, sich auf die Häutung vorzubereiten, deshalb kann die Futtermenge ab dem Abend des Tages 5 verringert werden.
Phyllosma-Larven im ersten Stadium häuten sich am frühen Morgen in das zweite Stadium, deshalb kann die Futtermenge am Morgen minimiert werden, wobei am späten Abend etwas mehr gegeben wird. An den Tagen 7–9 ist die Fütterung zweimal täglich noch annehmbar, aber ab Tag 9 beginnen die Phyllosoma-Larven, mehr zu fressen. Die regelmäßige Überwachung der restlichen Futtermenge wird bevorzugt; um das Verhungern der Phyllosoma-Larven zu verhindern, kann, falls erforderlich, 3-mal täglich gefüttert werden. An den Tagen 9–10 wird noch viel gefüttert, sogar vor der Häutung. Vorzugsweise wird sichergestellt, dass während der Nacht genügend Nahrung verfügbar ist, um Kannibalismus am Morgen zu vermeiden.
Larven häuten sich gewöhnlich am frühen Morgen (4.00–5.00 Uhr) in das dritte Larvenstadium und deshalb wird vorzugsweise sichergestellt, dass vor und während des Stadiums der Häutung ausreichend Nahrung verfügbar ist. Eine zusätzliche Fütterung vor der Häutung ist wünschenswert, sollte keine Nahrung im Tank übrig sein.
Larven im Stadium nach der Häutung fressen 3–6 Stunden lang keine Nahrung und deshalb sollte die Morgenfütterung minimiert und am Nachmittag erhöht werden. Ab den Tagen 12–16 können die Larven dreimal täglich gefüttert werden, vorzugsweise alle 8 Stunden, so dass ständig Nahrung verfügbar ist. Hungrige Phyllosoma-Larven verursachen viel Kannibalismus, wenn sie sich vom dritten in das vierten Phyllosoma-Larvenstadium häuten.
Phyllosoma-Larven im vierten Stadium (Tag 15–27) können während Tag 15–17 dreimal täglich gefüttert werden, vorzugsweise wird sichergestellt, dass immer Nahrung verfügbar ist. An Tag 18–21 ist die Futtermenge der Phyllosoma-Larven auf ihrem Höchststand. Die Larven können dreimal täglich oder öfter gefüttert werden, vorzugsweise ohne, dass die drei Fütterungen um mehr als 2 Stunden verschoben werden. Ab Tag 21–30 beginnen die Phyllosoma-Larven mit der Metamorphose in das Nisto-Stadium und deshalb sollte die Futtermenge bei reduzierter Anzahl an Phyllosoma-Larven im vierten Stadium verringert werden. Wenn die Phyllosoma-Larven um Tag 25–26 nicht fressen, kann die Fütterung auf nur zweimal täglich reduziert werden.
Unter optimalen Zuchtbedingungen (physikalisch und ernährungstechnisch) finden die Häutungsperioden der Phyllosoma-Larven vorzugsweise gleichzeitig statt. Der Zeitpunkt dieser Häutungen hängt von den Zuchtbedingungen (Temperatur, Futterbedingung, Lagerdichte und so weiter) ab und deshalb werden vorzugsweise optimale Zuchtbedingungen während aller Larvenstadien beibehalten.
Entsprechend der vorliegenden Erfindung können Larven unter Verwendung nur eines Aufzuchttanks gezüchtet werden, wobei kein Auswechseln des Tanks erforderlich ist. Wenn sich Phyllosoma-Larven im vierten Stadium in das Nisto-Stadium verwandeln, sollten Phyllosoma-Larven, die sich vor der Metamorphose befinden, in den Nisto-Tank umgesetzt werden. Metamorphose findet immer am späten Abend kurz nach Sonnenuntergang statt. Phyllosoma-Larven, die sich vor der Metamorphose befinden, können durch veränderte äußere Morphologie erkannt werden: das Auftreten W-förmiger Spalten am Antennenansatz (aus diesen entstehen Augenhöhlen), kleinen Tupfen auf dem Panzer und an der Veränderung der Körperfarbe zu weiß. Phyllosoma-Larven, die sich vor der Metamorphose befinden, sollten mit Meerwasser in den Nisto-Tank übergesiedelt werden.
Zur Vermeidung bakterieller Verunreinigung muss menschlicher Kontakt mit dem Larvenaufzuchtwasser vermieden werden. Zum Beispiel sollten vor der Behandlung der Larven die Hände mit einer antibakteriellen Seife gewaschen werden. Kunststoffgeräte sollten beispielsweise in einem 0,01%igen Chlorwasserbad aufbewahrt werden, solange sie nicht benutzt werden. Vorzugsweise sollte das Wasser alle 3–4 Tage komplett ausgetauscht werden. Geräte aus Glas können vorsichtig mit frischem Wasser gespült und nach dem Trocknen auf einem Regal aufbewahrt werden.
Phyllosoma-Larven können sofort nach dem Schlüpfen mit dem Fressen beginnen, dies hängt jedoch von der Eigelb-Retention der Larven und der Temperatur ab. Im Allgemeinen beginnen die Phyllosoma-Larven, 6–12 Stunden nach dem Schlüpfen zu fressen, können aber bis zu 72 Stunden ohne Nahrung überleben. Hungerzeiten von bis zu 48 Stunden bei 27°C haben keinen Einfluss auf Überleben und Häutung. Die 50%-Rate des Point of No Return (PNR₅₀) ist gewöhnlich 72 Stunden nach dem Schlüpfen, aber das wechselt abhängig von der Eigelb-Retention der Larven. Die Verzögerung der ersten Fütterung verlängert die Dauer des ersten Larvenstadiums. Nach der Häutung in das zweite Larvenstadium hat das anfängliche Hungern keinen weiteren Einfluss auf das Wachstum.
Phyllosoma-Larven fressen weniger Nahrung während der Stadien vor und nach der Häutung (±12 Stunden der Häutung) als während der Häutungsperioden. Während der Häutungsperiode fressen Phyllosoma-Larven ständig, Tag und Nacht. Obwohl Phyllosoma-Larven ein großes Hungervermögen besitzen und mehr als 72 Stunden ohne Nahrung überleben können, führen langfristiges Hungern und niedrigere Futtermengen zu einem erhöhten Risiko für MDS zum Zeitpunkt der Häutung.
Phyllosoma-Larven sind keine passiven Futteraufnehmer, sie nähern sich der Beute und greifen sie an. Die Phyllosoma-Larven greifen die Nahrung an (nehmen sie auf), indem sie die Periopoden (Laufbeine) benutzen und sie an die Mundpartien weiterreichen, die sich am mittleren Teil des Panzers (Bauchseite) befinden. Die Mundpartien umfassen das Gelenk, paarweise Paragnathen, die Kiefer und die ersten Maxillen. Gelenk und Paragnathen bedecken den oberen Teil der Mandibeln. Die Futterpartikel werden durch die ersten Maxillen auf die Paragnathen gedrückt und grob in kleine Futtermengen geschnitten. Dann zerlegen die Mandibeln, die an der vorderen Spitze eine scherenähnliche Struktur haben, die Nahrung in noch kleinere Stücke. Deshalb können Phyllosoma-Larven nur weiche Futtermengen mit einem hohen Wassergehalt fressen.
Nachdem Phyllosoma-Larven Futterstoffe in das Darmsystem aufgenommen haben, verändert sich die Farbe der Mitteldarmdrüse von durchsichtig in weiß aufgrund des Auftretens lipidreicher Globuli im Zellplasma der Mitteldarmdrüsen-Zellen. Nur ein Teil der aufgenommenen Futterstoffe gelangt in den Bereich der Mitteldarmdrüse, wo der Hauptteil der Verdauung stattfindet. Der Großteil der Futterstoffe passiert das Mitteldarmrohr und wird 5 bis 10 Minuten nach dem Fressen durch den Darmausgang ausgeschieden. Fäkalien der Phyllosoma-Larven sind lipidreiche Pseudofäkalien.
Phyllosoma-Larven sind Plankton und schwimmen gewöhnlich in dieselbe Richtung wie die Wasserströmung. Jedoch sind Phyllosoma-Larven auch stark photopositiv und können durch eine Wasserströmung von 10–15 m pro Minute einer Lichtquelle entgegenschwimmen. In der Brutstätte sammeln sich die Phyllosoma-Larven tagsüber an der Stelle, wo die Lichtintensität am stärksten ist, aber während der Nachtzeit verteilen sie sich gleichmäßig in der Wassersäule. Phyllosoma-Larven weisen starke photopositive Fototaxis, sogar bei einer Lichtintensität von unter 0,5 μEm^–2sec^–1, auf. Phyllosoma-Larven können auch auf dem Tankboden gegen eine Wasserströmung von 10–15 m pro Minute schwimmen und Futterstoffe aufsammeln. Wenn Phyllosoma-Larven gesund sind, schwimmen sie durch die Rotation ihrer Körper.
Die Häutung findet gewöhnlich nur am frühen Morgen, etwa zur Zeit des Sonnenaufgangs, statt. Das Stadium vor der Häutung (bei dem sich die innere chemische Zusammensetzung verändert) beginnt 2–3 Stunden vor der eigentlichen Häutung. Larven, die vor der Häutung stehen, können durch die Veränderung der Körperfarbe (durchsichtig bis weiß-rosa) und das Anschwellen des Panzers erkannt werden. Nach der Häutung sind Phyllosoma-Larven für 2–3 Stunden sehr weich und verletzlich. Die Bewegungen der Phyllosoma-Larven hängen im Stadium nach der Häutung von der Wasserströmung ab. Kannibalismus tritt nur während der Häutungsphase auf, wenn sich häutende Larven Phyllosoma-Larven fressen, die vor oder nach dem Häutungsstadium stehen. Phyllosoma-Larven im Stadium nach der Häutung beginnen 2–4 Stunden nach der Häutung Nahrung zu fressen.
Metamorphose findet nur am späten Abend, etwa zur Zeit des Sonnenuntergangs, statt, wobei der Vorgang nur 10–20 Minuten dauert. Phyllosoma-Larven, die vor der Metamorphose stehen, können durch ihre äußere Morphologie unterschieden werden: kleine Tupfen auf der Mitte des Panzers (diese werden nach der Metamorphose zum oberen Rand des Panzers) und W-förmige Spalten am Ansatz der Antennen (aus diesen entstehen die Augenhöhlen). Der gesamte Körper der Phyllosoma-Larven, die vor der Metamorphose stehen, ist dick und meist leuchtend weiß.
Kannibalismus der Phyllosoma-Larven kann nur zur Zeit der Häutung beobachtet werden, wenn Phyllosoma-Larven im Häutungsstadium Phyllosoma-Larven, die im Stadium vor oder nach der Häutung stehen, fressen. Wenn jedoch der Nährstoffbedarf der Phyllosoma-Larven während der Häutungsphase zufriedenstellend ist, sollte das Ausmaß des Kannibalismus minimiert werden.
Die Ursachen für Krankheiten der Phyllosoma-Larve können in bakterielle, pilzbedingte, nährstoffbedingte, virale und umgebungsbedingte oder stressbedingte unterteilt werden. Verunreinigung durch Bakterien ist das Hauptproblem beim Züchten von Phyllosoma-Larven. Die verbreitetsten Ursachen bakterieller Verunreinigung sind Starterkultur (Eier), zufließendes Wasser und Futtermittel. Die Sterilisation von Meerwasser durch physikalische Verfahren wie Filtration, UV, und/oder chemische Verfahren wie Chlorieren und Ozonierung sind wirksam zur Vorbeugung von Krankheiten bakteriellen Ursprungs. Es gibt eine Anzahl von schwerwiegenden Krankheiten, die von Bakterien ausgehen.
Gegen Ende der Larvenaufzucht (im vierten Stadium der Phyllosoma-Larven), führt eine Infektion mit Vibrio zu Verstopfung. Das Symptom ist die Ansammlung von Nährstoffen im Mitteldarmrohr (Darmträgheit). Die Larve stirbt 6–12 Stunden später. Der Mitteldarmtrakt ist mit Vibrio infiziert und der Darminhalt wird nicht mehr vom Mitteldarmrohr ausgeschieden. Diese Krankheit ist nicht ansteckend. Es wird vermutet, dass eine Ansammlung von Bakterien auf der Bodenfläche des Aufzuchttanks diese Krankheit verursacht. Tägliche Instandhaltung, besonders der Bodenfläche, ist ein bedeutender Faktor bei der Vorbeugung. Alternativ kann das Auswechseln des Aufzuchttanks die Sterblichkeitsrate bei dieser Krankheit senken.
Die paarweisen Antennendrüsen sind ein Ausscheidungsorgan und befinden sich am Ansatz der Antennen. Die Antennendrüsen sind von einer Einzellschicht, genannt Blase, umschlossen, in der Ammoniak aus der Hämolymphe selektiv transportiert wird. Die Blase ist mit der Öffnung an der Panzeroberfläche verbunden und Ammoniak wird durch die Öffnung abgesondert. Der Durchmesser dieser Öffnung ist kleiner als 5 μm. Wegen eines hohen Ammoniakgehalts um die Öffnung der Antennendrüsen können fadenförmige Bakterien leicht wachsen und die Öffnung der Antennendrüsen abdunkeln, was die Nekrose einer Zellschicht verursacht. Gesunde Antennendrüsen sind durchsichtig aber ihre Farbe verändert sich nach der Nekrose in braun/schwarz. Wenn beide Antennendrüsen infiziert sind, sterben die Larven nach 24–48 Stunden. 10 ppm Streptomycin kann das Bakterienwachstum verhindern, aber die Nekrose der Antennendrüsen kann nicht geheilt werden. Das tägliche Reinigen des Larventanksystems ist ein wichtiges Mittel, um die Sterblichkeitsrate durch Krankheiten dieser Art zu vermindern.
Auf der Oberfläche des Exoskelettes kann eine Infektion mit fadenförmigen (Leucothrix sp) Bakterien beobachtet werden. Unzureichendes Qualitätsmanagement bezüglich des Wassers ist die Ursache. Obwohl Streptomycinsulfat bei 10 ppm eine wirksame Vorbeugungsmaßnahme ist, sollte die ständige Verwendung von Antibiotika vermieden werden.
Durch Pilze verursachte Krankheiten können Infektionen mit Meerespilzen einschließen, die im Allgemeinen im Meerwasser vorhanden sind und gelegentlich auf der Oberfläche des Larvenexoskelettes wachsen, besonders auf den Exopodenhärchen der Periopoden. Meerespilze beginnen 3–4 Tage nach dem Schlüpfen und Häuten zu wachsen. Das Pilzwachstum auf den Stäbchen der Exopodenhärchen zieht Futterpartikel an, was zur Folge hat, dass die Larven „zusammengeklebt" werden. Diese Larven sterben nicht sofort, jedoch schaden Füttern und Schwimmen und verursachen zwei oder drei Tage nach Auftreten der Pilze eine hohe Sterblichkeit. Formalin bei 20 ppm zweimal täglich kann das Wachstum der Meerespilze verhindern, wirkt aber nicht gegen die Pilze, die bereits auf der Oberfläche des Larvenexoskelettes sind.
Ernährung ist ein bedeutender Faktor, nicht nur um optimales Wachstum zu erzielen sondern auch zur Vorbeugung jeder Art von Krankheit. Phyllosoma-Larven sollten in einem gewissen Ausmaß resistent gegen Krankheiten bakteriellen Ursprungs sein, wenn ihr Nährstoffbedarf entsprechend gedeckt ist. Das Moult Death Syndrome (MDS) ist ein katastrophales Syndrom, das zur Zeit der Häutung beobachtet werden kann. Die Larven stellen einfach mitten während des Vorgans die Häutung ein und sterben. Das Syndrom kann vor der Zeit der Häutung nicht vorausgesehen werden. Während der Häutungsphase sind das Überleben und die Aktivität immer hoch und Häutungsphasen verlaufen normalerweise gleichzeitig. Jahreszeitlich bedingte Veränderungen des Nährstoffgehalts natürlicher Nahrung (zweischalige Weichtiere, neuseeländische Herzmuscheln) werden als Hauptursache für MDS gesehen. Während des Frühlingsbeginns (September) bis zum Hochsommer (Dezember) kann bei der Fütterung mit nicht angereicherten neuseeländischen Herzmuscheln eine hohe Rate an MDS beobachtet werden. Die MDS-Raten sind zwischen Hochsommer (Januar) und Herbst (Juni) viel niedriger.
Die Anreicherung der neuseeländischen Herzmuscheln (Erhöhung des Nährwerts) wie oben beschrieben, ist eine wirksame Möglichkeit, diesem Syndrom vorzubeugen. Jedoch kann MDS gelegentlich selbst dann auftreten, wenn die Phyllosoma-Larven mit angereicherten neuseeländischen Herzmuscheln gefüttert werden. Offensichtlich stehen einige andere Faktoren, wie eine hohe Dichte (weniger individuelle Fütterung) und uneinheitliche Umgebungsbedingungen (inkonsequente Nährstoffaufnahme) in gewisser Weise mit MDS in Zusammenhang.
Krankheiten, die von umgebungsbedingtem (physikalischem und chemischem) Stress herrühren, sind nicht ansteckend. Umgebungsbedingter Stress kann sich in Form weißer Tupfen manifestieren, wobei Partikel in der Hämolymphe verklumpen. Ein hoher Grad chemischer Verunreinigung (Chlor, Formalin u.s.w.) und physikalischer Stress (hohe Lagerdichte, Frischwassertropfen von der Abdeckung) sind die wahrscheinlichen Ursachen. Phyllosoma-Larven sterben innerhalb 24 Stunden nach Auftreten dieser weißen Tupfen. Es gibt keine Behandlungsmöglichkeit.
AUFZUCHT NACH DEM LARVENSTADIUM (NISTO)
Nach der Metamorphose in das Nisto-Stadium werden Nistos in einem Nisto-Tank gezüchtet. Das Exoskelett der Nistos ist durchsichtig und nicht verkalkt. Die Farbe der Nistos verändert sich von durchsichtig-weiß in orangefarben aufgrund der Entwicklung der Pigmentierung unter dem Exoskelett. Die Wasserqualität im Nistoaufzuchttank ist dieselbe wie bei der Phyllosoma-Larvenaufzucht. Nistos können bei einer hohen Dichte (> 100 Nistos pro l) gezüchtet werden. Während des Nisto-Stadiums ist keine Fütterung erforderlich. Die Dauer des Nisto-Stadiums beträgt etwa 7 Tage, wobei die Temperatur bei 26–27°C gehalten wird. Zur Vermeidung von Kannibalismus werden Phyllosoma-Larven, die vor der Metamorphose stehen, von den anderen, in der Häutung stehenden Phyllosoma-Larven getrennt. Für die Nistos kann dieselbe Ausführung wie für den Larvenaufzuchttank verwendet werden, wie zum Beispiel der in eine Richtung zirkulierende Tank. Das Wasser im Metamorphose-Tank sollte auf dieselbe Art und Weise behandelt werden wie das im Larvenaufzuchttank. Es ist keine Fütterung erforderlich. Es ist keine Belüftung erforderlich.
JUVENILE KULTUR
Nach 7 Tagen häuten sich die Nistos in das juvenile Stadium. Die Häutung in das juvenile Stadium ereignet sich immer während der Nacht. Das Exoskelett juveniler Tiere ist verkalkt und pigmentiert. Frisch gehäutete juvenile Tiere sollten am nächsten Morgen aus dem Nisto-Tank gesammelt und in den Aufbewahrungstank für juvenile Tiere verlegt werden.
Juvenile Tiere sind nachtaktiv. Vorzugsweise wird einmal täglich am Abend gefüttert, und am nächsten Morgen werden die Futterreste und Fäkalien ausgeputzt. Die Futtermenge ist der Menge an Futterresten anzupassen. Die Futtermenge für juvenile Tiere im ersten Juvenilstadium ist ähnlich der Menge im zweiten oder dritten Stadium der Phyllosoma-Larven. Gehacktes Fleisch aus angereicherten neuseeländischen Herzmuscheln ist mindestens bis zum vierten Juvenilstadium geeignet, dann können nicht angereicherte neuseeländische Herzmuscheln, Tintenfische, Jakobsmuscheln und Miesmuscheln verwendet werden. Die optimale Temperatur für die Kultivierung der juvenilen Tiere beträgt 26–27°C.
BRUTBESTAND
Nach dem Fang können lebende Eier tragende Weibchen in einem Tank innerhalb des Behälters gelagert werden, der vorzugsweise mit einer leichten Belüftung und/oder einem Wasseraustauscher ausgestattet ist. Fütterung ist nicht erforderlich. Die Umgebungsbedingungen, besonders die Temperatur und der Salzgehalt des Wassers, sollten während der Lagerung der lebenden Tiere konstant gehalten werden.
Die Eier tragenden Weibchen sollten dann im Wasser transportiert werden. Obwohl Eier tragende Weibchen etwa 30 Stunden lang ohne Wasser überleben können, ist es physischer Stress, wenn sie langfristig der Luft ausgesetzt werden, und gelegentlich kratzen die Eier tragenden Weibchen einige Tage nach Anlieferung beim Züchter die Eier von ihren Abdomen ab.
Kleine Mengen Eier tragender Weibchen (< 6) können in Kunststoffbeuteln, gefüllt mit Wasser (10–20 l) und reinem Sauerstoff, transportiert werden. Der Kunststoffbeutel wird dann in eine Kühlbox gestellt und an den Züchter geschickt. Eier tragende Weibchen und ihre Eier können zwischen 24–36 Stunden in den Beuteln reisen, ohne Schaden zu nehmen.
Für größere Mengen Eier tragender Weibchen (> 6) empfiehlt sich ein Fischtransporter. Mehr als 10 l Meerwasser pro Tier sind eine angemessene Menge. Während des Transports sollte reine Luft oder Sauerstoff bei mehr als 2 l pro Minute zugeführt werden. Mit diesem Verfahren haben bis zu 24 Stunden Reisezeit keine nachteiligen Auswirkungen auf die Eier tragenden Weibchen oder Eier.
Die Eier tragenden Weibchen werden vorzugsweise in einem Aufbewahrungstank mit einem Meerwasseraustausch von mehr als 100% pro Stunde und mit Belüftung (> 2 l Luft pro Minute) gehalten. Mindestens 30 l Meerwasser pro Tier sind erforderlich. Das Meerwasser wird vorzugsweise vor Verwendung durch UV sterilisiert. Der Tank wird vorzugsweise mit einer schwarzen Kunststofffolie oder ähnlichem abgedeckt. Die Wassertemperatur im Aufbewahrungstank wird vorzugsweise zwischen 20–29°C gehalten, wobei es besonders von Vorteil ist, sie bei 26–27°C zu halten. Der tägliche Temperaturunterschied sollte nicht größer als 1°C sein.
Die Weibchen können einmal täglich am Abend gefüttert werden, und vorzugsweise werden die Futterreste am nächsten Morgen entfernt. Vorzugsweise wird die Nahrung aus Fleisch von Muscheln, wie neuseeländischen Herzmuscheln, Tintenfischen und Miesmuscheln gewählt. Die Nahrung wird vorzugsweise mit 0,1%iger Chlorlösung für mindestens eine halbe Stunde sterilisiert und dann vorsichtig mit UV-sterilisiertem Meerwasser gewaschen, bevor sie verfüttert wird.
AUFBEWAHRUNGSSYSTEM FÜR BRUTBESTAND
Das Aufbewahrungssystem für Brutbestand kann einen runden oder eckigen Tank mit einem Fassungsvermögen von mehr als 200 l umfassen. Vorzugsweise wird eine schwarze Abdeckfolie auf dem Aufbewahrungstank bereitgestellt, um Stress in der Brutstätte zu minimieren. Leichte Belüftung kann bereitgestellt werden, üblicherweise bei etwa > 2 l Luft pro Minute. Meerwasser kann von einem Ende des Tanks, vorzugsweise vom Tankboden aus, zugeführt werden und vom anderen Ende, vorzugsweise am oberen Ende des Tanks, abgeleitet werden.
Der Wasserzufluss beträgt vorzugsweise 1–5 μm gefiltertes und UV-sterilisiertes Wasser bei einem Minimum von 30 l Meerwasser pro Tier. Ein Austauschverhältnis von > 100% pro Stunde wird bevorzugt, bei einer Temperatur zwischen 20–28°C und vorzugsweise bei 26–27°C.
Weibchen werden vorzugsweise einmal täglich am Abend gefüttert, und das Futter wird am nächsten Morgen entfernt, zum Beispiel durch Absaugen und durch Abschaben des Bodens mit einem Schwamm. Es wird bevorzugt, den Tank alle 10–15 Tage durch einen neuen sauberen Tank auszutauschen.
BRUTSYSTEM
Das Brutsystem kann einen runden oder eckigen Tank mit einem Fassungsvermögen von üblicherweise 100–200 l umfassen. Meerwasser kann von einem Ende des Tanks, vorzugsweise dem Boden, zugeführt werden. Das Wasser kann durch ein 500-μm-Sieb abgeleitet werden, um ein Entkommen der Larven zu verhindern. Vorzugsweise ist eine schwarze Abdeckfolie mit einer 15–20 cm großen Öffnung auf dem Aufbewahrungstank. Es ist wünschenswert, langsame Belüftung von etwa 2 l pro Minute um den Auslass herum bereitzustellen. Die Wasserzufuhr sollte 0,5–1 μm gefiltertes und UV-sterilisiertes Wasser sein. Vorzugsweise wird ein Austauschverhältnis von etwa 100% pro Stunde angewandt, wobei die Temperatur vorzugsweise bei 26–27°C gehalten wird.
Der Bruttank sollte am Nachmittag vorbereitet werden und die Weibchen sollten am späten Nachmittag in ihn verlegt werden. Im Bruttank ist keine Fütterung erforderlich. Der Bruttank sollte nach dem Einsammeln der Larven mit 0,1% Chlor für einen Zeitraum von 6 Stunden sterilisiert werden. wenn die Larven bis zum nächsten Morgen nicht geschlüpft sind, sollten die Weibchen in den Aufbewahrungstank zurückgebracht werden und ein weiterer Bruttank sollte aufgestellt werden.
Wenn die Embryos zusehends bernstein- bis braunfarben werden, kann das einzelne Eier tragende Weibchen in einen 100–200-l-Bruttank verlegt werden. Der Bruttank sollte am Nachmittag vorbereitet werden und die Weibchen sollten am späten Nachmittag, vor dem Schlüpfen der Larven, verlegt werden. Zuvor gefiltertes und UV-sterilisiertes Meerwasser kann bei einem Austauschverhältnis von etwa 100% pro Stunde zugeführt werden, und aus einem Tank durch ein 500 μm-Sieb abgeleitet werden, um ein Entkommen der Larven zu verhindern. Vorzugsweise wird eine langsame Belüftung mit etwa 2 l pro Minute um den Auslass herum zugeführt.
Das Schlüpfen findet immer ungefähr zur Zeit des Sonnenaufgangs statt. Wenn die Eier schlüpfen, bewegt das Weibchen ihren Schwanz mehrmals ruckartig und die Larven werden ins Wasser gestreut. Dies dauert etwa 10 bis 20 Minuten. Das Schlüpfen findet nur am Morgen statt, und gelegentlich verteilt es sich auf zwei oder drei Morgen. Um Stress für die Weibchen zu minimieren, sollte Beleuchtung vermieden werden.
Nach dem Schlüpfen sind die Larven sehr weich und verletzlich und können nicht schwimmen, deshalb sollte starke Belüftung vermieden werden. Das Exoskelett der Larven wird hart, und sie beginnen 20–30 Minuten nach dem Schlüpfen einer Lichtquelle entgegenzuschwimmen. Das Einsammeln der Larven ist möglich, wenn sie sich an der Wasseroberfläche (Lichtquelle) sammeln.
Larven können nur mit Wasser verlegt werden. Ein Glasbecher oder eine Glasschale sind geeignete Gefäße für das Einsammeln.
Um diese Erfindung besser zu verstehen und in die Praxis umsetzen zu können, wird nun auf die beigefügten Zeichnungen und Beispiele Bezug genommen, die eine bevorzugte Ausführungsform der Erfindung darstellen, wobei:
1 eine Seitenansicht einer teilweise rezirkulierenden Vorrichtung entsprechend der vorliegenden Erfindung ist;
2 ein Grundriss der Vorrichtung aus 1 ist,
3 ein detaillierter Grundriss eines Larvenaufzuchttanks, geeignet für die Verwendung im Zusammenhang mit der Vorrichtung aus den 1 und 2 ist;
4 ein Aufriss des Tanks aus 3 ist;
5 ein Grundriss einer Durchflussvorrichtung entsprechend der vorliegenden Erfindung ist;
6 eine nicht maßstabsgetreue Ansicht des Tankteils aus 5 ist;
7 eine alternative Ausführungsform eines teilweise rezirkulierenden Systems zu dem in 1 dargestellten ist;
8 eine alternative Ausführungsform eines Durchflusssystems zu dem in 5 dargestellten ist; und
9 eine Darstellung eines komplett rezirkulierenden Larvenaufzuchtsystems entsprechend der vorliegenden Erfindung ist.
In den Figuren haben, falls erforderlich, gleiche Elemente die gleiche Nummerierung.
BEISPIEL
BRUTBESTAND-AUFBEWAHRUNGSSYSTEM
Meerwasser wird kontinuierlich einem 1 μm-Filter zugeführt und von dort einem UV-Sterilisator zugeführt. Die Wasserzufuhr wird auf 30 l Meerwasser pro Tier mit einem Austauschverhältnis von 100% pro Stunde festgesetzt. Die Temperatur wird zwischen 26–27°C gehalten. Das sterilisierte Wasser wird in einen runden Tank mit einem Fassungsvermögen von 200 l geleitet. Eine schwarze Kunststoffabdeckfolie wird auf dem Aufbewahrungstank bereitgestellt, um Stress in der Brutstätte zu minimieren. Der Tank wird mit > 2 l Luft pro Minute leicht belüftet. Das Wasser wird kontinuierlich an ein Ende des Tankbodens zugeführt und aus dem anderen, oberen, Ende des Tanks abgeleitet.
Die Eier tragenden Weibchen werden in den Tank eingebracht und einmal täglich am Abend gefüttert. Am nächsten Morgen werden Futterreste entfernt und der Tank gereinigt. Die Nahrung besteht aus neuseeländischen Herzmuscheln, die durch eine 0,1%ige Chlorlösung für mindestens eine halbe Stunde sterilisiert und dann vorsichtig mit UV-sterilisiertem Meerwasser gewaschen wurden, bevor sie verfüttert werden.
Wenn die Embryos zusehends bernstein- bis braunfarbig werden, wird das einzelne Eier tragende Weibchen in den Bruttank transportiert.
BRUTSYSTEM
Wasser wird zuvor gefiltert und sterilisiert und kontinuierlich bei einem Austauschverhältnis von etwa 100% pro Stunde zugeführt, die Temperatur wird bei 26–27°C gehalten. Das Wasser wird in einen runden Tank mit einem Fassungsvermögen von 200 l geleitet. Das behandelte Wasser wird vom einen Ende des Tankbodens zugeführt. Wasser wird durch ein 500-μm-Sieb ausgelassen, um das Entkommen der Larven zu verhindern. Eine schwarze Abdeckfolie bedeckt den Tank und hat eine Öffnung von 15–20 cm. Langsame Belüftung bei 2 l pro Minute wird um den Auslass herum zugeführt.
Der Bruttank wird am Nachmittag vorbereitet und die Weibchen werden am späten Nachmittag verlegt. Fütterung ist im Bruttank nicht erforderlich. Der Bruttank wird mit 0,1% Chlor über einen Zeitraum von 6 Stunden nach dem Einsammeln der Larven sterilisiert. Wenn die Larven bis zum nächsten Morgen nicht geschlüpft sind, werden die Weibchen in den Aufbewahrungstank zurückgegeben und ein weiterer Bruttank wird aufgestellt.
Das Schlüpfen ereignet sich immer ungefähr zur Zeit des Sonnenaufgangs. Wenn die Eier schlüpfen, bewegen die Weibchen ihren Schwanz mehrmals ruckartig und Larven werden in das Wasser verstreut. Dies dauert ungefähr 10 bis 20 Minuten. Das Schlüpfen findet nur am Morgen statt und gelegentlich verteilt es sich über zwei bis drei Morgen. Um Stress für die Weibchen zu minimieren wird Beleuchtung vermieden.
Nach dem Schlüpfen sind die Larven sehr weich und verletzlich und können nicht schwimmen, deshalb wird starke Belüftung vermieden. Das Exoskelett der Larven wird hart, und sie beginnen, 20–30 Minuten nach dem Schlüpfen einer Lichtquelle entgegenzuschwimmen. Das Einsammeln der Larven ist möglich, wenn sie sich an der Wasseroberfläche, der Lichtquelle entgegen, ansammeln.
Larven können nur mit Wasser verlegt werden und dementsprechend wurde eine Glasschüssel benutzt, um die geschlüpften Larven zu verlegen.
LARVENAUFZUCHT
Bezug nehmen auf 1 und 2 stützt eine unterstützende Basis, welche Pfeiler 10 umfasst, einen Tankrahmen 12, einschließlich Tank tragende Abschnitte 13, die angepasst sind, um eine wünschenswerte Arbeitshöhe bereitzustellen. Ein Aufzuchttank 14 wird auf den tragenden Abschnitten gestützt und ist mit einer schwarzen Kunststoffabdeckfolie 15 zur Verwendung tagsüber versehen.
Es ist eine Reihe von drei Nebentanks 16 bereit gestellt, wobei die Nebentanks durch eine gefilterte Meerwasserzuführung von einem Mikron (nicht dargestellt) versorgt werden. Das Fassungsvermögen jedes Nebentanks 16 ist dasselbe wie im Larvenaufzuchttank 14.
Eine Tauchpumpe und eine Filteranordnung 17 sind angepasst, um gezielt von einem Nebentank 16 in die anderen bewegt werden zu können. Jeder Nebentank ist mit einer thermostatgesteuerten Heizung 18 ausgestattet. Jeder Nebentank 16 hat einen mit einem Hahn versehenen Ablass 20, der mit einem Abfallablass 21 verbunden ist.
Die Tauchpumpe und die Filteranordnung 17 haben einen Auslass, der an ein flexibles Rohr angeschlossen ist, welches Wasser einem UV-Sterilisator 23 zuführt. Der UV-Sterilisator 23 führt sterilisiertes Wasser über Schlauch 24 in den Tank 14. Durch die Höhe der oben offenen Standrohre 25, die durch den Boden des Tanks 14 nach oben verlaufen und mit einem Ablassverteiler 26, der das Wasser durch den Ablass 27 in die Nebentanks 16 zurückführt, verbunden ist, wird die Wassertiefe im Tank 14 auf 15 cm gehalten. Der Tank 14 hat eine Siebanlage 30, welche die Standrohre 25 umschließt und vom Tankboden bis über die Standrohre 25 verläuft.
Bezugnehmen auf 3 und 4 führt der Wasserzuführschlauch 24 Wasser zu einem Verteiler 32, der angepasst ist, um die Verteilung an eine ringförmige Einflussdüsenöffnung 33 auszugleichen, die um die periphere Innenfläche des Tankbodens 14 bereitgestellt wird. An der Einflussdüsenöffnung 33 sind mehrere Düsen 34 angelegt, wobei alle Düsen so ausgerichtet sind, dass eine in eine Richtung verlaufende ununterbrochene Zirkulation im Tank 14 ausgelöst wird. Die Flussgeschwindigkeit der Düsen wird während des ersten Stadiums der Phyllosoma-Larven auf 5 m pro Minute gesteuert und im vierten Stadium stufenweise auf 15–30 m pro Minute erhöht.
Bei der Anwendung wird das Wasser in einem Nebentank 15 unter Verwendung der Tauchpumpe 17 für 24 Stunden in den Larvenaufzuchttank 14 zirkuliert. Nach 24 Stunden wird die Pumpe 17 in den anderen Nebentank 16 verlegt, wobei das Wasser bei derselben Temperatur (±0,5°C) gehalten wird. Dann wird wieder Wasser in den Larvenaufzuchttank 14 zirkuliert. Die Flussgeschwindigkeit ist dieselbe wie bei dem in eine Richtung verlaufenden Durchflusssystem.
Während das Wasser in einem Nebentank verwendet wird, wird der andere Nebentank geleert und getrocknet. Das Aufzuchtwasser, das in die Nebentanks 16 geführt wird, wird mit 10% Chlor für einen Zeitraum von 12 Stunden sterilisiert und dann mit 10% Natriumthiosulfat neutralisiert. Die Chlorneutralisierung wird vor dem Einlass in das Aufzuchtsystem durch den Palintest^® (DPD No 1) bestätigt.
Bei der in 5 und 6 dargestellten Ausführungsform ist ein Absaugrohr 35 mit einem außen befindlichen Überlauftank 36 verbunden und hält so den Wasserpegel aufrecht. In dieser Ausführungsform wird Wasser von einem groben Wassereinlass 37 durch einen Filter zum Haupttank 41 zu dem UV-Sterilisator 23 geführt. Der Haupttank 41 hat eine Heiz- und Thermostatanlage 42. Der Haupttank füllt den UV-Sterilisator 23 durch das Zuflussrohr 43.
Im Gebrauch wird das Wasser am Einlass 37 durch den 0,5-μm-Filter 40 gefiltert und in den Haupttank 41 geführt. Nach der Zufuhr zum Haupttank 42 wird das gefilterte temperaturgesteuerte (26–27°C) Wasser zum Sterilisator 23 weitergeleitet, wo es einer UV-Bestrahlung von 10 l/Stunde/Watt ausgesetzt wird. Der Salzgehalt wird im Bereich zwischen 34–36 ppt gehalten, wobei der Salzgehaltunterschied innerhalb ±1 ppt pro Tag gehalten wird. Um tagsüber das Ansammeln der Larven an der Oberfläche zu vermeiden wird das Aufzuchtsystem mit einer schwarzen Kunststofffolie abgedeckt. Der pH-Wert wird bei zwischen 8,2–8,5 (pH-Wert des natürlichen Meerwassers) gehalten. Der Sauerstoffgehalt des Aufzuchtwassers wird durch die Zirkulation des Aufzuchtwassers ohne Belüftung bei mehr als 7 ppm beibehalten.
Aufzuchtdichte
Bei dem Durchflusssystem aus 5 und 6 beträgt die maximale Aufzuchtdichte für Phyllosoma-Larven:
40 Larven pro l im ersten Larvenstadium
25 Larven pro l im zweiten Larvenstadium
10 Larven pro l im dritten Larvenstadium
5 Larven pro l im fünften Larvenstadium.
Bei der in 7 dargestellten Ausführungsform wird ein teilweise rezirkulierendes System einer alternativen Konstruktion zu dem aus 1 bereitgestellt, in der ein ringförmiger Larvenaufzuchttank 50 eine Anlage aus modularen geraden Kanalabschnitten 51 und eckigen Kanalabschnitten 52 umfasst. Die Kanalabschnitte 51 und 52 sind aus im Wesentlichen lichtundurchlässigem Kunststoffmaterial geformt und haben quer durch den Kanal eine Wandhöhe und Breite von jeweils 30 cm. Die geformten Abschnitte sind angepasst um zusammengeschraubt zu werden und den Tank 50 zu bilden, und werden dann mit Silikon abgedichtet.
Es sind zwei Nebentanks 53, 54 bereitgestellt, jeder mit demselben oder einem größeren Fassungsvermögen als dem des Larvenaufzuchttanks 50. Ein UV-Sterilisationsgerät 55 und eine Tauchpumpe 56 zirkulieren das Medium, das bei 0,5–1,0 μm gefiltert und mit 10% Chlor über einen Zeitraum von 12 Stunden vorsterilisiert wurde und dann mit 10% Natriumthiosulfat neutralisiert wurde. Um sicherzustellen, dass kein Chlor zurückbleibt, wird das neue Aufzuchtwasser mit dem Palintest^® (DPD No 1) getestet, bevor es in das Aufzuchtsystem zugeführt wird.
Das Medium wird durch den UV-Sterilisator 55 geleitet und einer UV-Strahlung von 10 l/Stunde/Watt ausgesetzt. Der Sterilisator 55 enthält Temperatursteuerungsmittel, die einen Heiz-/Kühl-Thermostat umfassen, um die Temperatur bei ±0,5°C zu halten. Das Medium gelangt über zu Tank 50 durch das Zuflussrohr 57, das über ein Verteilerrohr 60 zu Leitungen am inneren 61 und äußeren 62 Ring verteilt wird, welche sich am oberen Rand der Außen- und Innenwände des Tanks 50 befinden.
Von den Ringleitungen 61 und 62 verlaufen die entsprechenden Wände hinunter in Richtung des Bodens des Tanks 50 mehrere Hänger 63, wobei jeder Hänger in einer Düse 64 endet und in die Richtung der Zirkulation und weg von den jeweiligen Wänden ausgerichtet ist.
Ein Ablass mit einem 1-mm²-maschigen Sieb 65 ermöglicht die Rezirkulation zum Nebentank, der im Gebrauch ist, und die Pegelsteuerung im Tank 50.
Grundarbeitsvorgang des Systems ist, dass Wasser in einem Nebentank in den Larvenaufzuchttank für 24 Stunden unter Verwendung der Tauchpumpe zirkuliert wird. Nach 24 Stunden wird die Pumpe in den anderen Nebentank verlegt, wobei die Wassertemperatur so gesteuert wird, dass dieselbe Temperatur (±0,5°C) beibehalten wird. Das Wasser wird dann wieder in den Larvenaufzuchttank zirkuliert. Während in einem Nebentank Wasser verwendet wird, wird der andere Nebentank von Abfällen geleert und getrocknet und somit zum Wiederfüllen mit dem vorbehandelten Medium vorbereitet.
Die Ausführungsform in 8 ist im Wesentlichen wie die in 7 außer, dass ein in eine Richtung verlaufendes System, das zur Verwendung von Meerwasserzufluss angepasst ist, dargestellt ist. Dieses System führt Meerwasser, das auf mindestens 1,0 μm und vorzugsweise auf 1,0 μm gefiltert wurde, zum UV-Sterilisator/zur Temperatursteuerungsanlage 55 und von dort zum Zuflussrohr. Das Sieb 65 führt den Fluss durch das System direkt zum Abfall.
Bei der Ausführungsform aus 9 wird ein komplett rezirkulierendes System mit Regenerierung des Mediums dargestellt. In dieser Ausführungsform sind mehrere Tanks 50 dargestellt, die über ein Mehrfachverteilungsrohr 60 mit Medium versorgt werden. Es ist ein Sammelbecken 66, dessen Volumen der Summe der Fassungsvermögen der Tanks entspricht, bereit gestellt. Im Sammelbecken ist ein Sickergrubenabschnitt 67 angepasst, um das Medium aus den Ablässen 65, die in die Sickergrube 67 verteilt wurden, aufzufangen. Eine Pumpe 70 leitet das Medium zu einem Biofilter 71, einem Schaumfraktionierer 72 und einer Verarbeitungseinheit 73, welche die Funktionen eines UV-Sterilisators, eines Ozonerzeugers und eines Antriebskopfmischers mit Venturi sowie eine Temperatursteuerung beinhaltet.
Larvenfutter
Um einen Standard bei der Futterqualität zu erzielen, ist die Anreicherung von Zweischalern erforderlich. Die grünen Mikroalgen Nannochloropsis spp. werden neben den lebenden neuseeländischen Herzmuscheln bei einer beibehaltenen Temperatur im Bereich zwischen 25–28°C gezüchtet. Die Zelldichte wird bei über 20 × 10⁷ pro ml gehalten. Die Algenkultur wird in einem Verhältnis von 1 kg neuseeländischen Herzmuscheln (Nassgewicht) je 40 l Algenwasser verwendet, und das Wasser wird alle 12 Stunden ersetzt. Der Ammoniakgehalt im Algenwasser wird bei unter 1 ppm gehalten. Der Anreicherungsprozess wird für 48 Stunden fortgesetzt. Die neuseeländischen Herzmuscheln ergeben 20% Herzmuschelfleisch basierend auf dem Nassgewicht der neuseeländischen Herzmuscheln in der Muschelschale.
Die angereicherten neuseeländischen Herzmuscheln werden mit einem gebogenen „Dick-Messer" auf einem Schneidebrett grob gehackt. Die Stücke werden abhängig vom Larvenstadium, das gefüttert wird, durch ein großmaschiges Sieb mit 0,5 bis 2,0 mm und dann durch ein kleinmaschiges Sieb mit 0,5 mm, gewaschen. Die Maschengröße, die für das erste Larvenstadium verwendet wurde, betrug 1,0 mm, 1,5 mm für das zweite Larvenstadium und 2,0 mm für das dritte und vierte Larvenstadium. Die gehackten Fleischstücke, die zwischen dem großmaschigen und dem kleinmaschigen Sieb zurückblieben, wurden beiseite gelegt. Die Fleischstücke, die im großmaschigen Sieb zurückblieben, wurden noch einmal gehackt und der obige Vorgang wurde wiederholt.
Die verarbeitete Nahrung wurde vor der Fütterung durch das vorsichtige Waschen des Fleisches in UV-sterilisiertem Meerwasser und anschließender Bestrahlung in 0,1% Chlormeerwasserlösung für einen Zeitraum von 30 Minuten sterilisiert. Die gewaschenen Futterpartikel wurden wieder mit UV-sterilisiertem Meerwasser durch das kleinmaschige Sieb gewaschen, bevor sie an die Larven verfüttert wurden.
Die mit sterilisiertem Meerwasser zubereiteten Futtermittel wurden unter Verwendung einer Pipette gleichmäßig in das Aufzuchtwasser verteilt. Futterpartikel sinken auf den Boden des Aufzuchttanks. Die nach der Fütterung im Aufzuchttank verbliebenen Futterpartikel wurden entfernt, bevor die nächste Futtermenge gegeben wurde.
Die Futtermenge verändert sich abhängig vom Wachstumsstadium und Häutungsstadium. Die Futtermenge wurde angepasst, indem festgestellt wurde, wie viel Futter von der vorigen Fütterung übrig blieb. Nachfolgend ist die tägliche Futtermenge, normalisiert auf 1000 Phyllosoma-Larven in einem 1-t-Tank, angegeben.
Erstes Larvenstadium (Tag 1–Tag 5)
(Tag 1)
Phyllosoma-Larven begannen in der Nacht des Schlüpfens zu fressen (50 ml gehackte Fleischpartikel). Um gleichzeitige Häutung der Larven zu erzielen, wurde am Morgen des Tages 1 nicht gefüttert.
(Tage 2–4)
Phyllosoma-Larven begannen mehr zu fressen, folglich wurde die Futtermenge abhängig von der Menge übrig gebliebener Nahrung angepasst. Gefüttert wurde zweimal täglich (50–70 ml am frühen Morgen und späten Abend).
(Tage 5–6)
Phyllosoma-Larven begannen sich auf die Häutung vorzubereiten, folglich wurde die Futtermenge ab dem Abend des Tages 5 verringert (50–70 ml am Morgen und 30–40 ml am späten Nachmittag). Zweites Larvenstadium (Tag 6–Tag 10)
(Tage 6–7)
Phyllosoma-Larven im ersten Larvenstadium häuten sich am frühen Morgen in das zweite Larvenstadium, folglich wurde die Futtermenge am Morgen minimiert, wobei am späten Abend etwas mehr gegeben wurde (50–60 ml am Morgen und 60–80 ml am Nachmittag).
(Tage 7–9)
Es wurde zweimal täglich gefüttert (50–60 ml), aber gegen Tag 9 begannen die Phyllosoma-Larven mehr zu fressen, und eine Fütterung dreimal täglich wurde erforderlich.
(Tage 9–10)
Futtermengen waren immer noch hoch, sogar vor der Häutung. Während der Nächte wurde ausreichend Nahrung (70–80 ml) zur Verfügung gestellt, um Kannibalismus am Morgen zu vermeiden.
Drittes Larvenstadium (Tage 10–16)
(Tage 10–12)
Die Larven häuteten sich am frühen Morgen (4.00–5.00 Uhr), und deshalb wurde sichergestellt, dass ausreichend Nahrung vor und während dem Häutungsstadium verfügbar ist. Vor der Häutung gab es eine zusätzliche Fütterung (20–30 ml), da keine Nahrung im Tank übrig war. Die Larven fraßen im Stadium nach der Häutung 3–6 Stunden lang kein Futter, und deshalb wurde die Fütterung am Morgen minimiert (50–60 ml), und eine größeren Menge wurde am Nachmittag (100 ml–120 ml) gefüttert.
(Tage 12–16)
Die Larven wurden dreimal täglich gefüttert (70–80 ml, alle 8 Stunden), und es wurde sichergestellt, dass immer Futter verfügbar ist.
Viertes Larvenstadium (Tage 15–27)
(Tage 15–17)
Es wurde dreimal täglich gefüttert (60–70 ml) und sichergestellt, dass immer Futter verfügbar ist.
(Tage 18–21)
Die Futtermenge für die Phyllosoma-Larven erreichte nun ihren Höchststand. Die Larven wurden dreimal täglich gefüttert (100–120 ml).
(Tage 21–30)
Die Phyllosoma-Larven begannen die Metamorphose in das Nisto-Stadium, und deshalb wurde die Futtermenge angesichts der abnehmenden Anzahl an Phyllosoma-Larven im vierten Larvenstadium verringert. Wenn die Phyllosoma-Larven zwischen den Tagen 25–26 nicht fraßen, wurde die Fütterung auf zweimal täglich (60–80 ml) reduziert. Um Kannibalismus zu vermeiden, wurden Phyllosoma-Larven, die vor der Metamorphose standen, von den anderen Phyllosoma-Larven, die in der Häutung standen, getrennt.
NISTO
Die Nistos werden in einem baugleichen Tank wie dem für Larven gezüchtet, wobei das Wasser auf dieselbe Art und Weise behandelt wird.
Nach der Metamorphose in das Nisto-Stadium werden Nistos in einem Nisto-Tank gezüchtet. Die Wasserqualität im Nistoaufzuchttank ist dieselbe wie in dem bei der Phyllosoma-Larvenzucht. Nistos können bei hoher Aufzuchtdichte (> 100 Nistos pro l) gezüchtet werden. während des Nisto-Stadiums ist keine Fütterung erforderlich. Die Dauer des Nisto-Stadiums beträgt etwa 7 Tage, wobei die Temperatur bei 26–27°C gehalten wird.
JUVENILE KULTUR
Nach 7 Tagen häuten sich Nistos in das juvenile Stadium. Die Häutung in das juvenile Stadium findet immer während der Nacht statt. Das Exoskelett der juvenilen Tiere ist verkalkt und pigmentiert. Frisch gehäutete juvenile Tiere sollten am nächsten Morgen aus dem Nisto-Tank gesammelt werden und in den Aufbewahrungstank für juvenile Tiere verlegt werden.
Juvenile Tiere sind nachtaktiv. Nur einmal täglich am Abend füttern und die verbliebene Nahrung und die Fäkalien am nächsten Morgen entfernen. Futtermengen entsprechend der Menge der Futterreste anpassen. Die Futtermenge für juvenile Tiere im ersten Stadium ist ähnlich der Menge im zweiten oder dritten Stadium der Phyllosoma-Larven. Gehacktes Fleisch von angereicherten neuseeländischen Herzmuscheln ist mindestens bis zum vierten Juvenilstadium geeignet, dann können nicht-angereicherte neuseeländische Herzmuscheln, Tintenfische, Jakobsmuscheln und Miesmuscheln verwendet werden. Die optimale Temperatur für die Juvenilen-Kultur beträgt 26–27°C.
Es ist selbstverständlich, dass während obige Beschreibung als veranschaulichende Beispiele dieser Erfindung gegeben wurde, alle ähnlichen und andere Modifikationen und Abweichungen davon, die einem Fachmann offensichtlich wären, ebenfalls als im Umfang dieser Erfindung enthalten zu verstehen sind, wie in den hier beigefügten Ansprüchen definiert.

Claims

Verfahren zur Aufzucht von Langusten- oder Bärenkrebslarven der Artengruppe Thenus spp., einschließlich der folgenden Schritte: Bereitstellen eines ringförmigen Tanks (14), der angepasst ist, um bis zu einer Tiefe von mindestens 10 cm bis weniger als 1 Meter ein Larvenaufzuchtmedium zu enthalten; Kontinuierliches Zuführen eines im Wesentlichen sterilisierten, gefilterten Larvenaufzuchtmediums in den Tank durch mehrere Auslässe (34), die um eine ringförmige Seitenwand des Tanks (14) angelegt sind und angepasst sind, um eine waagerechte Zirkulation des Mediums zu verursachen, und mit einer Auslassflussgeschwindigkeit, die so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird; Kontinuierliches Ablassen des Mediums durch eine die Tanktiefe regulierende Ablassanordnung (25), einschließlich eines Larvensiebs (31), wobei die hindurch gerichtete Flussgeschwindigkeit des Mediums so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird; und Halten des Mediums bei einer Temperatur, die so gewählt ist, dass ermöglicht wird, die Larvenarten durch Steuerung der Temperatur des im Wesentlichen sterilisierten, gefilterten Larvenaufzuchtmediums aufzuziehen.
Vorrichtung zur Aufzucht von Langusten- oder Bärenkrebslarven der Artengruppe Thenus spp., umfassend: eine Zufuhr von im Wesentlichen sterilisiertem, gefiltertem Larvenaufzuchtmedium; einen ringförmigen Tank (14), der angepasst ist, um bis zu einer Tiefe von mindestens 10 cm bis weniger als 1 Meter ein Larvenaufzuchtmedium zu enthalten; mehrere Auslässe (34) an einer ringförmigen Seitenwand des Tanks, die mit der Zufuhr verbunden und angepasst sind, um eine waagerechte Zirkulation des Mediums in dem Tank bereit zu stellen und zu verursachen; Ablassmittel (25), umfassend ein Larvensieb (31), wobei die hindurch gerichtete Flussgeschwindigkeit des Mediums so gewählt ist, dass eine Verletzung der Larven verhindert wird, und so eingestellt ist, dass ein ausgewählter Füllstand in dem Tank erhalten bleibt; und Temperatursteuerungsmittel für die Mediumzufuhr.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 2, wobei der Larvenaufzuchttank ein ringförmiges Langstrombecken mit geraden Abschnitten umfasst, die von im Wesentlichen teilweise runden Endabschnitten geschlossen werden.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 3, wobei das Langstrombecken eine modulare Konstruktion der Abschnitte mit im Wesentlichen teilweise runden Enden und der geraden Abschnitte umfasst, wobei die linearen Abmessungen und damit die Haltekapazität auswählbar sind.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 3 oder Anspruch 4, wobei die Eckabschnitte und geraden Abschnitte aus Kunststoffmaterial geformt und angepasst sind, um in einer Anordnung verschraubt zu werden, um das Langstrombecken zu bilden.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 5, wobei die Mediumtiefe zwischen 10 und 20 cm gehalten wird.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 6, wobei der Tank angepasst ist, um in Stapeln angeordnet zu werden.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 7, wobei die Wasserauslässe mehrere Düsen aufweisen, die so gerichtet sind, dass sie die kontinuierliche, in einer Richtung verlaufende Zirkulation mit einheitlichem Fluss in dem Kreislauf fördern.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 8, wobei die Düsen in Betrieb eine Flussgeschwindigkeit von weniger als 6 m pro Minute aufweisen.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 9, wobei die Flussgeschwindigkeit die Mindestflussgeschwindigkeit ist, die der Erhaltung der Zirkulation des Mediums im Tank entspricht.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 10, wobei die mehreren Auslässe durch einen linearen oder ringförmigen Zufuhrverteiler (33) an die kontinuierliche Zufuhr angeschlossen sind.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 11, wobei der lineare oder ringförmige Zufuhrverteiler um einen oberen Abschnitt des Tanks oberhalb des ausgewählten Niveaus des Mediums angelegt ist, wobei sich die Auslässe in dem Bereich des Bodens des Tanks befinden und durch Hänger mit dem Verteiler verbunden sind.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 12, wobei der Tank ein ringförmiger Tank ist und wobei jeweils ein Verteiler auf jedem der oberen Abschnitte der Innen- und Außenwände des Tanks angelegt ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 13, wobei die mehreren Auslässe Düsen aufweisen und die waagerechte Zirkulation erreicht wird, indem die Düsen in eine Richtung ausgerichtet werden, die eine Komponente in Richtung der gewünschten Zirkulation und eine Komponente in einer Richtung zum Inneren einer Seitenwand des Tanks aufweisen.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 14, wobei die Mediumzufuhr eine kontinuierliche Zufuhr ist, die aus einer rezirkulierenden, nicht rezirkulierenden und teilweise rezirkulierenden Zufuhr ausgewählt ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 15, wobei das Medium auf eine Partikelgröße von weniger als 1 μm gefiltert ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 16, wobei das Medium durch ein oder mehrere Mittel gewählt aus physikalischen, chemischen oder radioaktiven Mitteln sterilisiert ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 17, wobei die Sterilisation durch eines oder mehrere gewählt aus UV-Sterilisation, Filtration im Submikronbereich, Chlorierung/Neutralisierung, Ansäuerung/Neutralisierung und Ozonierung erfolgt.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 18, wobei das Ablassmittel mit einer mit einem Sieb versehenen Ablassöffnung versehen ist, mit einer Maschenweite von etwa 1 mm.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 19, wobei die mit einem Sieb versehene Ablassöffnung so ist, dass eine Ausflussgeschwindigkeit erreicht wird, die geringer als die Auslassflussgeschwindigkeit durch die sich in Gebrauch befindenden Auslässe gewählt ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 19 und 20, wobei das Ablassmittel einen Oberflächenablass aufweist, der auf ein mittleres Niveau von 10 bis 20 cm eingestellt ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 21, wobei der Oberflächenablass auf einem Standrohr angebracht ist, dessen Länge einstellbar ist.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 22, wobei des Weiteren Abdeckmittel für den Tank bereitgestellt sind, wobei die Abdeckmittel und der Tank so gewählt sind, dass sie im Betrieb gegenüber Umgebungslicht im Wesentlichen lichtundurchlässig sind.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach einem der Ansprüche 2 bis 23, wobei das Temperatursteuerungsmittel einen Thermostaten und eine Heiz- und/oder eine Kühlvorrichtung umfasst.
Vorrichtung zur Aufzucht von Krustentierlarven nach Anspruch 24, wobei das Temperatursteuerungsmittel so gewählt ist, dass die Temperatur des Mediums bei einer ausgewählten Temperatur ±0,5°C gehalten wird.
Verfahren nach Anspruch 1, wobei die Larven Phyllosoma-Larven von Tieren aus der Moreton Bay sind, und wobei der Temperaturbereich des Mediums zwischen 26–27°C aufrecht erhalten wird.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 und 26, wobei die Temperatur kontrolliert wird, um im Wesentlichen dieselbe Temperatur ±0,5°C wie der Herkunftsort der in den Tank eingeführten Larven aufzuweisen.
Verfahren nach einem der Ansprüche 26 und 27, wobei der Salzgehalt des Mediums im Bereich zwischen 25–40 ppt gehalten wird.
Verfahren nach Anspruch 28, wobei der Salzgehalt pro Tag um weniger als ±1 ppt variiert.
Verfahren nach einem der Ansprüche 26 und 27, wobei der pH-Wert zwischen 7–9 gehalten wird.
Verfahren nach einem der Ansprüche 26 und 27, wobei die Zirkulation und Lagerdichte ausgewählt sind, wobei der Sauerstoffgehalt des Aufzuchtwassers bei mindestens 7 ppm bei 26–27°C gehalten wird.
Verfahren nach Anspruch 31, wobei die maximalen Aufzuchtdichten der Phyllosoma-Larven Folgende sind: – 40 Larven pro l im ersten Larvenstadium – 25 Larven pro l im zweiten Larvenstadium – 10 Larven pro l im dritten Larvenstadium – 5 Larven pro l im vierten Larvenstadium.