DE20121709U1 - Heterogener Träger für Parallelsynthesen-Analysen - Google Patents
Heterogener Träger für Parallelsynthesen-AnalysenInfo
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Description
Beschreibung
Titel
Titel
Heterogener Träger für Parallelsynthesen- und Analysen
Hintergrund Einführung
Hintergrund Einführung
In der Biotechnologie und der Medizintechnik haben sich in den letzten Jahren Methoden etabliert, um parallel viele Proben zu untersuchen. Dazu bedient man sich sogenannter Mikrotiterplatten, die aus einer Vielzahl regelmäßig angeordneter Kavitäten, Vials gennannt bestehen. Des weiteren wurden auch sogenannte „spotted plates" entwickelt, dabei handelt es sich um in regelmäßigen Muster auf flache Untergründe (z.B. Glasplatten oder Membranen) aufgetragene Polymere, wobei die beschichteten Segmente durch nichtbeschichtete Bereiche voneinander getrennt sind.
Die Tendenz geht dabei zu immer größeren Anzahlen Proben pro Träger (statt 96, 386 oder 1536) bzw. zur Miniaturisierung zu Biochips.
Sowohl bei der Miniaturisierung als auch bei der Methode, mehr Proben auf einem Träger unterzubringen, sinkt der Abstand zwischen den einzelnen Proben. Somit steigt die Gefahr einer Querkontamination der Proben. Beim Befüllen und Entnehmen sind immer exakter zu positionierende und damit teure Dosiersysteme zu verwenden. Da solche Probenträger im Laufe automatisierter Prozesse auch manuell oder per Roboter bewegt werden, steigt die Gefahr, das Flüssigkeiten von einer Probe zur nächsten verspritzen oder schwappen und es zu Querkontaminationen kommt.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es daher, eine Lösung dafür zu finden, Probenträger mit hoher Probenzahl mit geringem Querkontaminationsrisiko zu realisieren.
Stand der Technik sind 1536 er Mikrotiterplatten, d.h. es befinden sich Öffnungen von ca. 2 mm Breite in einem Abstnd von Mitte zu Mitte von ca. 3 mm auseinander, um solche Anordnungen auf ca. 75 · 120 mm großen Trägern zu realisieren. Üblich ist, daß Dosierroboter mit Nadeln in die Öffnungen pipettieren, dabei jeweils in die Öffnung mittig eintauchen, dann seitlich zum Rand der Kavität geführt werden, und dort die Flüsigkeit abgeben, die dann am Rand abgestreift wird. Dieses mehrstufige Verfahren ist aufwendig, und Fehler führen zur Querkontamination, die oftmals auch nur durch das mehrfache Ausführen eines Experiments ausgeschlossen werden kann.
„Spotted plates" haben den Nachteil, das für eine Probeentnahme nach einem Prozeß eine Eluierung aus den Polymeren erfolgen muß, wofür ein Volumen größer als die Aufnahmefähigkeit des Polymers notwendig ist. Dies auf der „spotted plate" mit einem Dosierroboter durchzuführen birgt hohe Querkontaminationsrisiken (Verlaufen der Flüssigkeit).
Die einzelnen Punkte zur Eluierung zu trennen ist aufwendig. Eine parallele Eluierung mit einem aufgesetzten Apparat (Dichtung mit Lochmuster als Negativ zu spotted plate) stellt einen hohen Aufwand dar, erfordert ein zusätzliches Gerät und wenn Negativ-Positiv nicht exakt zueinander passen, kommt es zu Querkontamination.
Es sind auch Mikrotiterplatten bekannt, die eine dünne Beschichtung mit selektiv reagierenden Substanzen enthalten (Streptavidin, Fluoreszenzmarker o.a.). Diese Beschichtungen extrahieren selektiv aus den zupipettierten Proben Substanzen, sind aber nur in so geringen Mengen aufgebracht, daß sie nicht die komplette Probe binden, was somit auch die Kontaminationsprobleme nicht löst. Des weiteren ist, um die Funktionalität der technisch üblichen Beschichtungen zu gewährleisten, auch meist nur eine sehr geringe Schichtdicke zulässig (z.B. bei Fluoreszenzmessungen).
Die einfache technisch realisierbare aber teure Lösung, die Querkontamination durch aufwendigere Dosierroboter zu verhindern, löst nicht das Problem, das es beim späteren Handling oder Lagerung der Probeträger zur Querkontamination kommen kann. In einem weiteren Schritt müßten dann die Träger nach oben abgedichtet werden. Diese Dichtung müßte dann zum Probenehmen wieder entfernt oder durchstochen werden. Das Entfernen birgt das Risiko der Querkontamination, das Durchstechen ist aufwendig und teuer.
Ein weiteres Problem was dabei auftritt, ist das sich bei Prozessen wie z.B. der Polymerase Kettenreaktion evtl. Kondensat an einer solchen Abdichtung sammelt, was wieder zur Verschleppung von Substanzen aus einem Vial in das andere führen kann.
Befüllt man aber die einzelnen Kavitäten z.B. einer Mikrotiterplatte teilweise mit einem schwammartigen Material, so saugt dieser Schwamm Flüssigkeiten auf und hält sie fest, was dann dazu führt, daß die Querkontamination durch verspritzende Flüssigkeit deutlich minimiert wird. Die Anforderung an die Genauigkeit der Dosiervorrichtung sinken erheblich, da der Schwamm die Flüssigkeit wegsaugt, auch wenn die Flüssigkeit nicht am Rand abgestreift wird.
Ausführungsformen für einen solchen Schwamm sind in der einfachsten Form poröse Formkörper die im wesentlichen nicht mit der Flüssigkeit wechselwirken, und im Prinzip aus inertem Material bestehen. Denkbar sind hier z.B. offenporige Polyurethanschäume, Sinterglas, Glasschaum, oder sogar nur lose Schüttungen feiner Partikel.
Befüllt man aber die einzelnen Kavitäten z.B. einer Mikrotiterplatte teilweise mit einem schwammartigen Material, so saugt dieser Schwamm Flüssigkeiten auf und hält sie fest, was dann dazu führt, daß die Querkontamination durch verspritzende Flüssigkeit deutlich minimiert wird. Die Anforderung an die Genauigkeit der Dosiervorrichtung sinken erheblich, da der Schwamm die Flüssigkeit wegsaugt, auch wenn die Flüssigkeit nicht am Rand abgestreift wird.
Ausführungsformen für einen solchen Schwamm sind in der einfachsten Form poröse Formkörper die im wesentlichen nicht mit der Flüssigkeit wechselwirken, und im Prinzip aus inertem Material bestehen. Denkbar sind hier z.B. offenporige Polyurethanschäume, Sinterglas, Glasschaum, oder sogar nur lose Schüttungen feiner Partikel.
Denkbar sind aber auch poröse Formkörper, die nicht nur physikalisch Wasser aufnehmen, sondern aufgrund ihrer chemischen Struktur Wasser binden oder hygroskopisch sind. Die Poren können auch auf molekularer Ebene existieren, wie z.B. bei polymeren Gelen. Des weitern ist noch denkbar, daß funktioneile Verbindungen vorliegen, die Eigenschaften des porösen Körpers wie z.B. Porengröße oder Wasseraufnahme bedingen. Beispiele dafür wären Ionenaustauscher, die an sich hygroskopisch sind und Hydratwasser binden.
Von besonderem Vorteil ist es, wenn der poröse Formkörper so funktionalisiert ist, daß er der durchgeführten Reaktion förderlich ist (z.B. durch Einstellung des pH-.Werts, der lonenstärke,
Von besonderem Vorteil ist es, wenn der poröse Formkörper so funktionalisiert ist, daß er der durchgeführten Reaktion förderlich ist (z.B. durch Einstellung des pH-.Werts, der lonenstärke,
der Micellenbildung u.a.). Eine vorteilhafte Variante ist auch reaktive Komponenten für die Umsetzung physikalisch oder chemisch ind die Matrix des Formkörpers zu integrieren. Oder sogar selektive Rezeptoren wie Antikörper an die Polymermatrix zu binden.
Erstaunlicherweise kommt noch hinzu, daß je nach ausgewähltem Material für den Schwamm, eine wichtige Applikation - als Beispiel ohne hier einschränken zu wollen-, die Polymerase-Kettenreaktion mit höherer Ausbeute läuft, was möglicherweise auf eine Art Mycellenbildung im Material zurückgeführt werden könnte.
Erstaunlicherweise kommt noch hinzu, daß je nach ausgewähltem Material für den Schwamm, eine wichtige Applikation - als Beispiel ohne hier einschränken zu wollen-, die Polymerase-Kettenreaktion mit höherer Ausbeute läuft, was möglicherweise auf eine Art Mycellenbildung im Material zurückgeführt werden könnte.
Weitere Vorteile der Ausführung, die Kavitäten ganz oder teilweise mit einer Art Schwamm zu befüllen, ist das wenn der Schwamm die Flüssigkeit aufgenommen hat, je nach Art des Schwamms, der Träger auch gekippt werden kann, ohne das Flüssigkeit ausläuft. Somit ist ein Verkippen bei Transport und Lagerung, was auch, unbeabsichtigt passieren kann, nicht mehr unbedingt mit einer Vermischung der Proben verbunden. Übliche Lösungen dies zu verhindern sind bisher, die Vials mit einzelnen Deckeln zu versehen oder die Träger oben zu verschweißen.
Hinzu kommt, daß die Fixierung einer Lösung in einer Art Schwamm zu einer Stabilisierung sauerstoffempfindlicher Substanzen führt. Dies könnte auf die langsamere Diffusion von Sauerstoff vor allen in Gelnetzwerken in Vergleich zur freien Lösung zurückzuführen sein.
Eine besonder vorteilhafte Ausführungsform der Erfindung ist auch, einer flüssigen Probe Komponenten zuzugeben, die erst nach Einbringen der Probe den porösen Formkörper ausbilden. Besteht z.B. die Probe aus einem Makromolekül hoher Molmasse (z.B. DNA) kann diese in Poren des Polymers eingeschlossen werden, und dieses nicht verlassen. Kleinere Fragmente der DNA können aber vervielfältigt werden (z.B. mit der Polymerase-Kettenreaktion), die dazu notwendigen Substanzen in die Poren eindringen, und die Fragmente die Poren verlassen. Die Fragmente können dann aus dem porösen Formkörper eluiert werden, das Makromolekül verbleibt im Formkörper. Somit ist das Original quasi geschützt, und kann beliebig oft kopiert werden. Diese Methode ist für das Anlegen von DNA-Datenbanken (Populationsquerschnitte) eine ideale Methode.
Entsprechend lassen sich dann auch Diagnostikkits realisieren.
Der poröse Formkörper befüllt im Standardfall nur einen Teil des Volumen des Vials. Damit ist gewährleistet, das im Vial noch Produkte eluiert werden können. Faßt ein Vial z.B. 0,1 ml und enthält einen inerten poröser Formkörper von 0,05 ml Volumen mit einer Porosität von 50 %, so muß zum eluieren mehr als 0,025 ml Flüssigkeit verwendet werden.
Es ist aber auch vorstellbar, daß der Formkörper die ganze Kavität ausfüllt, und in den Formkörper zum absaugen eingestochen wird.
Eine besonder vorteilhafte Ausführungsform der Erfindung ist auch, einer flüssigen Probe Komponenten zuzugeben, die erst nach Einbringen der Probe den porösen Formkörper ausbilden. Besteht z.B. die Probe aus einem Makromolekül hoher Molmasse (z.B. DNA) kann diese in Poren des Polymers eingeschlossen werden, und dieses nicht verlassen. Kleinere Fragmente der DNA können aber vervielfältigt werden (z.B. mit der Polymerase-Kettenreaktion), die dazu notwendigen Substanzen in die Poren eindringen, und die Fragmente die Poren verlassen. Die Fragmente können dann aus dem porösen Formkörper eluiert werden, das Makromolekül verbleibt im Formkörper. Somit ist das Original quasi geschützt, und kann beliebig oft kopiert werden. Diese Methode ist für das Anlegen von DNA-Datenbanken (Populationsquerschnitte) eine ideale Methode.
Entsprechend lassen sich dann auch Diagnostikkits realisieren.
Der poröse Formkörper befüllt im Standardfall nur einen Teil des Volumen des Vials. Damit ist gewährleistet, das im Vial noch Produkte eluiert werden können. Faßt ein Vial z.B. 0,1 ml und enthält einen inerten poröser Formkörper von 0,05 ml Volumen mit einer Porosität von 50 %, so muß zum eluieren mehr als 0,025 ml Flüssigkeit verwendet werden.
Es ist aber auch vorstellbar, daß der Formkörper die ganze Kavität ausfüllt, und in den Formkörper zum absaugen eingestochen wird.
Oder das der Formkörper nur den oberen Teil der Kavität ausfüllt, und unten Flüssigkeit steht. Eine weitere Methode der Eluierung ist, die Kavitäten mit einem Gel oder einer Membran zu kontaktieren. Dies kann dadurch geschehen, das eine Platte auf ein Gel gestürzt wird.
Oder die Vials von unten zu perforieren und auf ein Gel aufzulegen oder einzustechen.
Eine Variante für die für die elektrophoretische Aufarbeitung interessant ist, ist einen Streifen verbundener Vials (z.B. nach Durchführung einer DNA-Amplifikation mittels Polymerase-
Oder die Vials von unten zu perforieren und auf ein Gel aufzulegen oder einzustechen.
Eine Variante für die für die elektrophoretische Aufarbeitung interessant ist, ist einen Streifen verbundener Vials (z.B. nach Durchführung einer DNA-Amplifikation mittels Polymerase-
Kettenreaktion) unten zu perforieren und diesen dann auf ein Gel aufzulegen oder in ein Gel einzustechen. Nach herausnehmen des Streifens kann die elektrophoretische Trennung des Eluats durchgeführt werden. Der Streifen kann wieder evtl. auch wieder verschlossen werden und später nochmals eluiert werden.
Eine Ausführungsform wäre den Träger als Kamm mit hohlen Zähnen, die mit einem porösen Formkörper befüllt sind, auszuführen. Diese Variante wäre eine manuelle schnelle Alternative zum eluieren mit Robotern.
Die Verwendung eines porösen Formkörpers als Füllung in Mikrotiterplatten hat noch weitere Vorteile.
Mit porösen Formkörpern in den Kavitäten lassen sich geringere Volumina realsieren. Das bedeutet einen geringeren Reagenzienverbrauch pro Experiment. Vor allem wenn der poröse Formkörper als hygroskopische Matrix ausgeführt ist, lassen sich kleinere Flüssigkeitsvolumina realisieren, ohne das gleich die ganze Menge verdunstet ist. Speziell trifft dies auf Verfahren der DNA Amplifikation zu, die bei Temperaturen von 50-96 "C arbeiten. Üblicherweise beträgt z.B. die Höhe der Vials ein vielfaches seines Durchmessers. Z.B. ist eine technische verfügbare 96er Mikrotiterplatte ca. 20 mm hoch, der Durchmesser des Vials oben beträgt ca. 4 mm, nach unten verjüngen sich die Vials. Eine solche Konstruktion (wie ein Reagenzglas) ist notwendig, damit geringe Flüssigkeitsmengen nicht entweichen.
Nachteil dieser Bauart ist desweitem, daß sich über jeder Probe ein großes Totvolumen befindet. Dieses enthält Sauerstoff (Alterung von Substanzen durch Oxidation) und ist eine potentielle Kontaminationsquelle. Die Ausführung mit porösen Formkörpern minimiert dieses Totvolumen.
Nachteil dieser Bauart ist desweitem, daß sich über jeder Probe ein großes Totvolumen befindet. Dieses enthält Sauerstoff (Alterung von Substanzen durch Oxidation) und ist eine potentielle Kontaminationsquelle. Die Ausführung mit porösen Formkörpern minimiert dieses Totvolumen.
Desweiteren eröffnet die Verwendung eines porösen Formkörpers noch die Möglichkeit, andere Geometrien mit flachen Böden zu realisieren, da die Flüssigkeiten sich nicht an einem Punkt sammeln müssen, sondern im Formkörper gebunden sind.
Die beschriebenen porösen Formkörper können in den Träger hergestellt werden. Z.B. lassen sich Polymerlösungen dort abdampfen und evtl. im gleichen Prozeßschritt vernetzen. Oder anorganische Träger im Sol-Gel-Verfahren herstellen.
Vorteilhafterweise kann die Suche nach den geeignesten Materialien für poröse oder auf molekularer Ebene poröse Substanzen direkt in den Trägern durchgeführt werden.
Vorteilhafterweise kann die Suche nach den geeignesten Materialien für poröse oder auf molekularer Ebene poröse Substanzen direkt in den Trägern durchgeführt werden.
Die Geometrie des Trägers kann auch so gewählt werden, daß dann Formkörper mit einer flachen Unterseite und einer flachen Oberseite enstehen.
Diese Proben sind dann aufgrund ihrer Geometrie für Charakterisierungsmethoden zugänglich, die quasi eindimensionale Geometrien erfordern, wie Transportmessungen, Wider-Standsmessungen und ähnliche.
Die Herstellung poröse oder auf molekularer Ebene poröser Formkörper in parallelisierten Trägern stellt deshalb auch eine ideale Methode des Materialscreening für Membranen, Dichtungsmaterialien, Isolatoren, Protonenleiter für Brennstoffzellen, Filter oder Absorbentien dar.
Sind die Träger idealerweise so ausgeformt, daß sich diese Materialien aus dem Träger trennen lassen, z.B. indem der Träger aus einem flexiblen, gummiartigen Material wie z.B. Silicon gefertigt ist, lassen sich hier große Mustermengen herstellen, die dann bzgl. Ihrer Eigenschaften charakterisiert werden können.
Sind die Träger idealerweise so ausgeformt, daß sich diese Materialien aus dem Träger trennen lassen, z.B. indem der Träger aus einem flexiblen, gummiartigen Material wie z.B. Silicon gefertigt ist, lassen sich hier große Mustermengen herstellen, die dann bzgl. Ihrer Eigenschaften charakterisiert werden können.
Wird auf den Boden einer solchen Form desweiteren eine Markierung angebracht, z.B. eine Zahl, z.B. als erhabenene oder eingravierte Zahl, so sind die Muster nach Entnahme einzeln identifizierbar.
I. Aus einem Polyurethanschaumformstück werden Stanzstücke erzeugt, die in die Wells einer Mikrotiterplatte eingebracht werden, und diese teilweise ausfüllen.
2. In die Wells einer Mikrotiterplatte werden nacheinander Komponente A und dann Komponente B eines schaumbildenden Polymers pipettiert. Die Komponenten werden reagieren lassen. Mann erhält eine Mikrotitertplatte, in der jedes Vial teilweise mit einem Polymerschaum befüllt ist.
3. Es wird nach Beispiel 2 verfahren, wobei Komponente A ein Diisocynat (oder Triisocyanat) ist und Komponente B ein zweiwertiger Alkohol (oder Polyol). Als Polymer erhält man ein Polyurethan.
4. Eine Mikrotitertplatte wird mit Formstücken aus Glasschaum befüllt.
5. Eine Mikrotiterplatte wird mit Silikatpartikeln und einem Bindemittel befüllt. Das Bindemittel wird aushärten lassen. In den einzelnen Vials enstehen poröse Formkörper aus Silikatpartikein.
6. Eine Platte für parallelisierte Synthesen wird mit einem anorganischen porösen Formkörper befüllt, der nach einem Sol-Gel-Verfahren in den einzelnen Kavitäten erzeugt wurde.
7. Mit einer mit einem Schwamm befüllten Mikrotitertplatte wird eine DNA-Amplifikation durchgeführt. Die verwendeten Volumina betragen 5 &mgr;&Igr;/ Probe.
8. In eine Mikrotiterplatte wird Diatomenerde in jedes Vial eingefüllt. Zu Fixierung wird ein Gel aus einem wasserlöslichen Polymer verwendet. Wie z.B. Polyacrylamid.
9. Eine Mikrotiterplatte wird mit einer 5 % Polyvinylalkohollösung in Wasser befüllt. In einem zweiten Schritt wird Glutardialdehyd (als Beispiel für ein Diaidehyd) zugegeben und eine Spur Säure, sodaß nach entfernen des Wassers 5 % der funktionellen Gruppen vernetzt werden.
Das entstehende Gel ist hygroskopisch.
10. In eine Mikrotiterplatte wird als Lösung eines nicht wasserlöslichen Polymers PAN in DMF zugegeben. Die Platte wird in ein Wasserbad eingetaucht. Das Polymer fällt dabei in den Wells in einer schwammartigen Struktur aus.
II. Eine Lösung eines ionenaustauschenden Polymers wird in eine Mikrotiterplatte pipettiert und das Lösemittel abgedampft.
12. Eine Mischung aus einem halogenfunktionalisiertem Polymer, Aminen und Diaminen, und anderen nicht reaktiven Polymeren in N-Methylpyrrolidon wird in eine Mikrotiterplatte aus Polypropylen gefüllt. Das Lösemittel wird bei 120 0C abgedampft. Dabei reagieren die Amine mit dem halogenfunktionalisieten Polymer, die Diamine unter Bildung von Vernetzungstellen. Man erhält eine Titerplatte, der en Kavitäten mit einem wasserquellbaren Anionenaustauscher befüllt sind. Abhängig von der Wiederholungsfrequenz der Halogenfunktion am Polymer und der Länge der Diamine lassen sich verschiedene Porengrößen einstellen. Abhängig von der Basenstärke der Amine die Basizität des Polymers.
13. Eine nach Bsp. 12 hergestellte Titerplatte wird mit allen Komponenten zur Durchführung der Polymerasekettenreaktion beaufschlagt, gefriergetrocknet, versiegelt und bei 4 0C gelagert. Vor Gebrauch wird die Platte dem Kühlschrank entnommen und die zu amplifizierende DNA einpipettiert. Nach Abschluß der Polymerasekettenreaktion wird die DNA eluiert.
Der Formkörper ist so ausgeführt, das er DNAse und RNAse hemmt.
14. Präparierte DNA Proben aus einer Population werden in eine Titerplatte dosiert. Anschließend wird eine gelbildende Polymerlösung zugegeben. Die Proben werden in dieser Form gelagert. Bei Bedarf werden die Platten mit den Proben entnommen, DNA Fragmente amplifiziert und die Fragmente eluiert.
Claims (24)
1. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, dadurch gekennzeichnet, daß seine einzelnen Kavitäten zumindest teilweise mit einem porösen, flüssigkeitsaufnehmenden Formkörper befüllt sind, der der Form der Kavität angepaßt ist.
2. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Formkörper um ein poröses Polymer handelt.
3. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Formkörper um einen poröses anorganischen Formkörper handelt.
4. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem bei dem Formkörper um ein wasserquellbares Gel handelt.
5. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Formkörper um einen Ionenaustauscher handelt.
6. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Formkörper um ein aminofunktionelles Polymer handelt.
7. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-6 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper im Träger hergestellt wird.
8. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 7 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper durch Abdampfen einer Lösung hergestellt wird.
9. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 7 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper durch eine Fällungsreaktion hergestellt wird.
10. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 7 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper durch eine chemische Reaktion im Träger, bevorzugt einer Vernetzungsreaktion hergestellt wird.
11. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-10 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper hygroskopisch ist.
12. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-11 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper die Polymerasekettenreaktion fördert.
13. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-12 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper DNA bindet.
14. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-13 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper DNAsen und RNAsen hemmt.
15. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-14 dadurch gekennzeichnet, daß der Formkörper nach der Beschickung des Trägers mit Probenmaterial hergestellt wird und das Probematerial in den Träger eingebunden wird.
16. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 15 dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Probematerial um DNA handelt.
17. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 15-17 dadurch gekennzeichnet, daß Teile das Abschnitte der DNA mit der Polymerasekettenreaktion amplifiziert werden, die Abschnitte aus der Probe eluiert werden.
18. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-17 dadurch gekennzeichnet, daß der Träger in eine Mikrotiterplatte eingebracht wird.
19. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-17 dadurch gekennzeichnet, daß der Träger in eine Platte mit Bohrungen oder Fräsungen eingebracht wird.
20. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 19 dadurch gekennzeichnet, daß die Platte aus Metall ist.
21. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 19 dadurch gekennzeichnet, daß die Platte aus einem gummiartigen Material besteht, vorzugweise Silikongummi.
22. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-21 dadurch gekennzeichnet, daß die einzelnen Vials erhabene oder eingravierte Markierungen enthalten, sodaß nach Entnahme der Formkörper sich ein Negativ dieser Markierung auf dem Formkörper befindet und dieser damit identifiziert werden kann.
23. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-21 dadurch gekennzeichnet, daß Reaktionsprodukte aus dem Träger durch Kontakt mit einem Gel eluiert werden, vorzugsweise nach Perforation des Boden des Trägers und das der Träger dabei vorzugsweise nur aus einer Reihe von Kavitäten besteht.
24. Träger für Parallelsynthesen und Analysen, nach Anspruch 1-24 dadurch gekennzeichnet, daß sich der Träger durch eine geringe Querkontamination der Proben gegeneinander auszeichnet.
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Cited By (2)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| WO2004014554A1 (en) * | 2002-08-07 | 2004-02-19 | International Business Machines Corporation | Discrete nano-textured structures in biomolecular arrays, and method of use |
| DE102008050424A1 (de) * | 2008-10-08 | 2010-04-15 | Universität Leipzig | Verfahren und Vorrichtung zur homogenen Verteilung einer zellulären Suspension in porösem Trägermaterial für das Tissue engineering |
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2001
- 2001-10-08 DE DE20121709U patent/DE20121709U1/de not_active Expired - Lifetime
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| DE102008050424A1 (de) * | 2008-10-08 | 2010-04-15 | Universität Leipzig | Verfahren und Vorrichtung zur homogenen Verteilung einer zellulären Suspension in porösem Trägermaterial für das Tissue engineering |
| DE102008050424B4 (de) * | 2008-10-08 | 2010-11-25 | Universität Leipzig | Verfahren und Vorrichtung zur homogenen Verteilung einer zellulären Suspension in porösem Trägermaterial für die Herstellung von vitalem biologischem Ersatzgewebe |
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