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Organische Displays (OLED, organic
light emitting diodes) haben ein großes Potential als Alternative
zur allgemein verwendeten LCD-Technologie. Die großen Vorteile
der OLED-Technologie
sind u. a. die große
Helligkeit und der Kontrast der Anzeige, keine Einschränkung des
Betrachtungswinkels, Sichtbarkeit auch von der Rückseite, niedriger Energieverbrauch,
Darstellung beliebiger Farben und eine schnelle Reaktionszeit.
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Organische Displays werden i. d.
R. auf einem Glas-Substrat aufgebaut, z. B. auf ITO (Indium Tin
Oxyde) (siehe z. B.: J. Huang, M. Pfeiffer, A. Werner, J. Blochwitz,
K. Leo, S. Liu: "Low-voltage
organic electroluminescent devices using pin structures", Applied Physics
Letters 80 (2002) 139–141
mit vielen weiteren Nachweisen). Sie können jedoch auch auf eine flexible
Folie aufgebracht werden. Auf dem Glas-Substrat wird eine Matrix
von leitenden Zeilen und Spalten aufgebracht. Diese aktivieren als
Anode bzw. Kathode die ausgewählten
Pixel. Zwischen Anode und Kathode werden drei organische Schichten aufgebracht:
oben und unten je eine Elektronen- bzw. Loch-leitende organische
Schicht; in der Mitte eine organische Leuchtschicht. Diese enthält spezielle Farbstoffe,
die durch die Rekombination der Elektronen und Löcher angeregt werden können. Bei
Anlegen einer Spannung zwischen Anode und Kathode auf dem jeweiligen
Pixel kommt es dadurch zur Lichtemission mittels Fluoreszenz bzw.
Phosphoreszenz durch die Farbstoffe in dem jeweiligen Pixel. Die
für OLEDs
verwendeten Farbstoffe sind häufig
Tripletemitter.
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Um ein farbiges Display zu erzeugen,
das beispielsweise auf der RGB-Technologie (rot, grün, blau)
basiert, müssen
in den einzelnen Pixeln bzw. Teilpixeln unterschiedliche Farbstoffe
enthalten sein. Es bedarf daher einer Technik, um die organischen Farbstoffe
gezielt auf kleine Spots entsprechend den einzelnen Pixeln zu deponieren.
Dieser Vorgang wird als "Spotting" bezeichnet.
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Das Spotting findet nicht nur bei
organischen Displays Anwendung, sondern seit vielen Jahren z. B.
auch bei der Herstellung von DNA-Arrays, RNA-Arrays, Protein-Arrays,
kurz allen Arten von Biochips, bei denen gezielt unterschiedliche
Oligo- bzw. Polynukleotide auf unterschiedlichen Spots eines Substrats
angeordnet werden müssen.
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Das Spotting kann prinzipiell mit
Hilfe von verschiedenen Techniken erfolgen.
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Substanzen, insbesondere im Bereich
der DNA-Arrays, können
in situ, d. h. auf dem Substrat, synthetisiert werden. Dies kann
etwa auf photochemischem Wege erfolgen (S. Wölfl, Laborwelt 3 (2000) 12–20) oder
nasschemisch durch sukzessives Aufbringen der benötigten Chemikalien
(S. K. Moore, IEEE Spectrum 3 (2001) 54–60). Letzteres kann beispielsweise
mit Hilfe der "Tintenstrahl-Technik" (WO 98/29736) oder
mit Hilfe von Stempeln erfolgen.
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Bereits vollständig synthetisierte Substanzen können beispielsweise
mit Hilfe von Nadeln oder Stempeln auf dem Substrat deponiert werden
(
US 5,807,522 EP 0 804 731 B1 ;
WO 95/35505;
US 6,024,925 ).
Ebenso können
Sie mit Hilfe der oben erwähnten
Tintenstrahl-Technik gespottet werden.
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Insbesondere die Tintenstrahl-Technik
hat den Nachteil, dass der Durchmesser der mit dieser Technik erzeugten
Spots bei etwa 120μm
liegt. Ferner sind durch Tintenstrahl-Technik erzeugte Spots im
Wesentlichen kreisförmig.
Wünschenswert
wäre es
hingegen, rechteckige Spots mit einer Kantenlänge von 30 × 60μm zu erzeugen. Rechteckige Spots haben
den Vorteil, dass sie bei einem Display ein subjektiv helleres und
kontrastreicheres Bild erzeugen können. Ferner hat die reduzierte
Spotgröße von 30 × 60μ bei einem
Display den Vorteil, eine höhere Auflösung zu
gewährleisten.
Bei einem DNA-Array können
durch kleinere Spots mehr unterschiedliche Oligo- bzw. Polynukleotide
auf einem Array platziert werden.
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Aufgabe der Erfindung ist es daher,
das Herstellen von Arrays mit unterschiedlichen Substanzen in unterschiedlichen
Spots zu verbessern.
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Diese Aufgabe wird durch die Erfindungen gemäß den Merkmalen
der unabhängigen
Ansprüche
gelöst.
Vorteilhafte Weiterbildungen der Erfindungen sind in den Unteransprüchen gekennzeichnet.
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Gemäß dem erfindungsgemäßen Verfahren zum
Aufbringen eines Stoffs auf ein Substrat wird zunächst eine
Kapillare mit einem substratseitigen und einem substratabgewandten
Ende gewählt.
Im Allgemeinen wird eine an beiden Seiten offene Kapillare gewählt. Der
Stoff wird in der Regel vom substratabgewandten Ende aus in die
Kapillare gefüllt,
etwa durch Pumpen. Oder der Stoff wird durch Kapillarkräfte in die
Kapillare gesogen (im Folgenden als "innerer Kapillareffekt" bezeichnet).
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Als Stoff kommen in der Regel Lösungsmittel bzw. Lösungsmittel
mit darin gelösten
Substanzen, die es auf das Substrat zu bringen gilt, in Frage.
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Wichtig ist, dass der Stoff das substratseitige Ende
der Kapillare erreicht und am substratseitigen Ende aus der Kapillare
austreten kann. In der Regel wird die Kapillare am substratseitigen
Ende planpoliert sein und somit eine ebene Kapillarendfläche bilden.
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Nach diesen Vorbereitungen wird die
Kapillare derart an das Substrat herangeführt wird, dass der Stoff das
Substrat benetzt. Dies kann prinzipiell auf zwei Weisen erreicht
werden. Erstens kann die Kapillare auf dem Substrat aufgesetzt werden.
Zweitens kann aber auch am substratseitigen Ende durch den Stoff
ein hängender
Meniskus gebildet werden, der einige Mikrometer über die Kapillarendfläche aus
der Kapillare hinausragt.
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Der Meniskus bildet sich aus aufgrund
einer Druck- und/oder Gravitationskraft, die das Ausfließen der
Flüssigkeit
aus der Kapillare begünstigt.
Dem gegenüber
stehen zum Zurückhalten
der Flüssigkeit
in der Kapillare zwei Effekte: der innere Kapillareffekt und der
kapillare Krümmungsdruck,
also eine Oberflächenspannung
durch die Krümmung
des Meniskus.
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Der Meniskus erlaubt, die Kapillare
genau so nahe an das Substrat heran zu führen, dass der Meniskus gerade
das Substrat benetzt. Diese zweite Möglichkeit kann "kontaktfrei" genannt werden.
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Hat eine Benetzung des Substrats
durch den Stoff stattgefunden, so füllt der Stoff – bei geeigneter Wahl
der Bedingungen – aufgrund
des Kapillareffekts im Wesentlichen ausschließlich den Raum zwischen Substrat
und Kapillarendfläche
aus, falls der Abstand zum Substrat kleiner ist als der Innendurchmesser der
Kapillare bzw. falls der äußere Kapillareffekt
den inneren überwiegt.
Dies wird durch die Kapillarkräfte erreicht,
die durch den engen Spalt zwischen Kapillarendfläche und Substrat entstehen
(im Folgenden als "äußerer Kapillareffekt" bezeichnet).
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Nach der Benetzung wird die Kapillare
vom Substrat entfernt. Eine kleine Menge des Stoffs bleibt aufgrund
der Benetzung auf dem Substrat zurück. Der gewünschte Effekt des Aufbringens
des Stoffs auf das Substrat wurde erreicht.
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Die Erfindung bietet eine ganze Reihe
von Vorteilen.
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Die Spotgröße ist exakt reproduzierbar
und frei wählbar
in Abhängigkeit
der Dimensionen der Kapillare. Dadurch sind Spotdurchmesser von
1 μm bis mehrere
Millimeter erzielbar. Derart kleine Spotgrößen sind mit herkömmlichen
Techniken kaum erreichbar.
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Ebenso ist das Volumen der aufgebrachten Stoffmenge
exakt reproduzierbar. Auch dieses Spotvolumen hängt u. a. von den Dimensionen
der Kapillare ab. Es kann im unteren Pikoliterbereich liegen. Durch
Anwenden eines leichten Überdrucks
auf die Kapillare können
auch reproduzierbar Spotvolumina im unteren, Nanoliterbereich eingestellt
werden.
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Auch höher viskose Lösungen,
z. B. Polynukleotidlösungen
mit DNA-Fragmenten von beispielsweise 20 kb Länge bei einer Konzentration
von 500 ng/μl,
wie sie für
den Aufbau von speziellen DNA-Arrays Verwendung finden, können zuverlässig aufgebracht
werden, indem die viskose Lösung
mit einem leichten Überdruck
in der Kapillare beaufschlagt wird.
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Auch kann Kontamination des Substrats
z. B. durch verschleppte Reste von Stoffen des letzten Spotvorgangs
weitestgehend vermieden werden, da die Kapillare auf einfache Weise
von Innen (Durchspülen)
und Außen
(Umspülen,
Abwaschen) gereinigt werden kann.
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Ferner gibt es nur einen geringen
Verlust des Stoffs während
des Spottings. Der Stoff bleibt entweder auf dem Substrat, wo er
aufgebracht werden sollte, oder er haftet noch an der Kapillare,
von wo aus er für
das nächste
Spotting verwendet werden kann. Dies ist besonders wichtig beim
Aufbau von DNA-Arrays,
bei denen der Stoff in der Regel eine DNA-Lösung ist, die wertvolle DNA-Proben
enthält
und nur in kleinen Mengen vorliegt. Auch ist die Verdunstung der
Probe gering, da der Innendurchmesser der Kapillare und daher die Öffnung klein
ist. Schließlich vermeidet
auch der kleine Außendurchmesser
der Kapillare höhere
Verluste, da an der kleinen Außenfläche nur
geringe Probenmengen haften können. Auch
kann das Glas der Kapillare inert beschichtet werden, um ein Haften
der Probe weiter zu vermeiden.
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Die für die Herstellung von organischen
Displays benötigten
Farbstoffe sind häufig
unpolar und daher nur in unpolaren Lösungsmitteln wie Xylol oder Toluol,
nicht jedoch in wässrigen,
also polaren Lösungsmitteln
löslich.
Entsprechend muss das Spotting der Farbstoffe aus diesen unpolaren
Lösungsmitteln
durchgeführt
werden, während
die Materialien der elektronen- und lochleitenden Schichten aus wässrigen
Lösungen
gespottet werden. Für
den Aufbau von DNA-Arrays werden Oligo- bzw. Polynukleotide in wässrigen,
also polaren Pufferlösungen
gespottet.
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Die bei Stempeltechniken verwendeten Druckmatrizen
sind häufig
der traditionellen Drucktechnik entlehnt. Solche Matrizen sind für unpolare Lösungsmittel
optimiert. Nur unpolare Lösungsmittel bilden
auf den Matrizen einen geschlossenen Film aus und führen daher
zu einem gleichmäßigen Druckbild.
Wässrige
Lösungen
hingegen neigen zur Tropfenbildung auf den Matrizen, sie perlen
also aus, was zu einem verschmierten Druckbild führt.
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Die Tintenstrahl-Technik wiederum
ist stark abhängig
von der Viskosität
des verwendeten Lösungsmittels.
Die genau definierte Ausbildung der Tropfen bedarf einer feinen
Abstimmung auf die Viskosität
des zu spottenden Lösungsmittels.
Gewisse Konzentrationen bzw. gewisse Lösungsmittel können mit
der Tintenstrahltechnik nicht zuverlässig gespottet werden.
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Demgegenüber hat das erfindungsgemäße Verfahren
den Vorteil, sowohl polare als auch unpolare Lösungsmittel spotten zu können. Ebenso
kann es sich an die Viskosität
des zu spottenden Stoffs leicht anpassen, indem z. B. ein leichter Überdruck, der
den Stoff in die Kapillare fördert,
variiert wird.
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Bei der Tintenstrahltechnik wird
die Probe auf das Substrat "geschossen", mit der damit verbundenen
Unsicherheit hinsichtlich der genauen Lage des Spots. Im Gegensatz
dazu wird bei der Erfindung die Kapillare definiert an einen Ort
geführt,
auf dem der Spot ausgebildet wird. Es ergibt sich dadurch eine hohe örtliche
Präzision
des Spottings.
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Um möglichst kleine Spots zu erzeugen, kann
das substratseitige Ende der Kapillare verjüngt werden. Dadurch wird die
Kapillarendfläche
entsprechend kleiner und damit auch der Spot.
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Der Außenwand der Kapillare bzw.
der Kapillarendfläche
kann eine beliebige, zum Beispiel rechteckige Form aufgeprägt werden.
Die benetzte Fläche kann
dann genau die durch die Kapillarendfläche vorgegebene Form annehmen.
Damit ist es möglich, beispielsweise
rechteckige Spots zu spotten bzw. mit dem Stoff zu belegen. Dies
ist für
viele Anwendungen von entscheidender Bedeutung, wie es eingangs
erläutert
wurde. Außer
einer rechteckigen Form können
viele andere Formen gewählt
werden. Häufig wird
man flächendeckende
Wabenmuster wählen, um
den Raum auf dem Substrat optimal zu nutzen. Denkbar ist z. B. eine
sechseckige Kapillarendfläche.
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Um eventuelle Höhenunterschiede auszugleichen,
kann die Kapillare vorteilhafterweise entweder federnd gelagert
werden oder sie kann derart gewählt
werden, dass sie im Falle einer Berührung des Substrats federnd
nachgibt.
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Zusätzlich zu dem erfindungsgemäßen Spotting
kann das Aufbringen des Stoffs bzw. der im Stoff gelösten Moleküle (Farbstoffe,
Oligo- bzw. Polynukleotide, etc.) durch das Anlegen elektrischer
Felder zwischen Substrat und Kapillare unterstützt werden. Aufgrund der angelegten
elektrischen Felder kommt es zu einer gerichteten Wanderung von
in Lösung
mit einer effektiven Ladung beladenen Moleküle. Auf diese Weise kann – bei geeigneter
Elektrodenform – eine
stärkere
Konzentration bzw. Lokalisierung der aufzubringenden Substanzen
erreicht werden. Durch eine solche Elektroosmose kann auch die Spotmenge
und -größe reguliert
werden. Speziell bei elektrisch geladenen Stoffen kann durch Messen
des Stromintegrals während
des Spottings die Menge des aufgebrachten Stoffs bzw. einzelner
Molekülarten
z. B. in einer Lösung
bestimmt bzw. gesteuert werden.
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Auch kann durch gezieltes Regeln
der Spannung zwischen Substrat und Stoff bzw. Kapillare die Höhe des Meniskus
im Detail gesteuert werden.
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Für
die Herstellung von organischen Displays werden beispielsweise rot,
grün und
blau emittierende Farbstoffe auf jeweils benachbarten Spots bzw.
Teilpixeln gespottet. Dazu ist es vorteilhaft, einen Dispenser für jede Farbe
zu verwenden, der die jeweilige Farbe auf die jeweiligen Teilpixel
spottet. Der Dispenser kann so groß gewählt werden, dass er alle Teilpixel
eines Displays mit einem Druckvorgang mit dem jeweiligen Farbstoff
belegt. Oder der Dispenser kann kleiner gewählt werden, wobei das Display für jede Farbe
durch mehrmaliges Aufbringen vollständig aufgebaut wird.
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Der Aufbau des Dispensers wird dabei
so gewählt,
dass er eine Sockelplatte und eine Vielzahl von Kapillaren aufweist.
Die Kapillaren haben jeweils ein substratseitiges und ein substratabgewandtes Ende
und eine substratseitige Kapillarendfläche. Die Kapillaren werden
derart durch die Sockelplatte gehalten, dass die Kapillarendflächen in
einer Ebene liegen, damit sie beim Aufbringen alle das Substrat berühren können.
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Der Dispenser kann ein Reservoir
für die
jeweilige Farbe bzw. den jeweiligen Stoff aufweisen, wobei das Reservoir
derart angeordnet ist, dass der Stoff mit den substratseitigen offenen
Enden der Kapillaren in Kontakt kommt. Ebenso kann im Dispenser für jede Kapillare
ein eigenes kleines Reservoir vorgesehen sein.
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Ferner ist es denkbar, einzelne Bereiche oder
jede einzelne Kapillare des Dispensers mit einem jeweils individuellen
Reservoir zu verbinden.
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Erfindungsgemäß ist es möglich, ein organisches Display
mit einer Mehrzahl Spots mit einer größten Ausdehnung von kleiner
als 150 μm
zu schaffen, die auf einer planaren Oberfläche aufgetragen sind. Die Spots
enthalten Farbstoffe, die sie zum Leuchten befähigen. Die Spots haben eine
von einem Kreis oder Rechteck abweichende, vorgegebene und reproduzierbare
Form, z. B. sind sie als flächendeckende
Sechsecke ausgebildet, was durch geeignete Wahl der Form der Spitze
der Kapillare erreicht werden kann. Aufgrund der erfindungsgemäßen Art
der Auftragung der Lösungen
ist es auch möglich,
hoch konzentrierte und damit hoch-viskose Lösungen aufzubringen. Damit
können
sehr hohe Konzentrationen von Farbstoffmolekülen in den Spots des organischen
Displays aufgebracht werden. Entsprechend steigt die Leuchtkraft
der organischen Displays. Mit dem erfindungsgemäßen Aufbringverfahren ist es
möglich,
eine mittlere Flächenbelegungsdichte
der Farbstoffe in den einzelnen Spots von mindestens 10^6 Farbstoffmoleküle pro μm^2 zu erreichen,
vorzugsweise mindestens 10^7 Farbstoffmoleküle pro μm^2.
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Im Folgenden wird die Erfindung anhand
von Ausführungsbeispielen
näher erläutert, die
in den Figuren schematisch dargestellt sind. Gleiche Bezugsziffern
in den einzelnen Figuren bezeichnen dabei gleiche Elemente. Im Einzelnen
zeigt:
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1 eine
schematische Darstellung des Aufbringens eines Stoffs auf ein Substrat;
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2 eine
schematische Darstellung zweier Möglichkeiten, die Kapillarendfläche zu verkleinern; und
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3 eine
schematische Darstellung eines Dispensers zum Aufbringen eines Stoffs
auf ein Substrat für
den Aufbau von organischen Displays.
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Zum gezielten Spotting unterschiedlicher Substanzen
auf unterschiedlichen Feldern wird eine Kapillare eingesetzt. Vorzugsweise
besteht die Kapillare aus Glas, z. B. Quarzglas, das aus Stabilitätsgründen eine
Polymerbeschichtung, z. B. aus Polyimiden, trägt.
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Das Innere der Kapillare lässt sich
mit polaren, wässrigen
Lösungen
benetzen, die äußere Polymerbeschichtung
hingegen nicht.
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Die Kapillare hat für Anwendungen
in der DNA-Chip-Technologie vorzugsweise einen Außendurchmesser
von 140 μm
und einen Innendurchmesser von 100 μm.
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Vor dem Spotting wird die Kapillare
auf einer Schleifvorrichtung in die gewünschte, vorzugsweise rechteckige
Form geschliffen. Außerdem
wird die Kapillarendfläche
plan poliert.
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Der Vorgang des Spottings setzt sich
aus verschiedenen Schritten zusammen. Grob gesprochen bedarf es
zunächst
eines Befüllens
der Kapillare, d. h. einer Aufnahme des Stoffs in die Kapillare. Erst
danach kann der eigentliche Vorgang des Spottings durch Abgabe des
Stoffs aus der Kapillare erfolgen.
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Zunächst wird der Stoff in ein
kleines, verschließbares
Gefäß gegeben.
Die Kapillare wird mit ihrem substratabgewandten, offenen Ende in
den Stoff getaucht.
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Zum Befüllen der Kapillare bieten sich
nun zwei Verfahren an.
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Wässrige,
polare Lösungen
benetzen das aktivierte Glas der Kapillarinnenwand und werden daher
ohne Zutun durch Kapillarkräfte
in die Kapillare gesogen.
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Lösungen,
die die Kapillarinnenwand schlecht benetzen, z. B. unpolare Lösungen,
werden durch einen leichten Überdruck
in die Kapillare gepumpt. Zum Aufbauen des Überdrucks wird das Fläschchen
mit dem Stoff verschlossen und mit Druck beaufschlagt. Es handelt
sich dabei um einen aktiven Vorgang, bei dem der innere Kapillareffekt eine
untergeordnete Rolle spielt.
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Zur Aufnahme kleinster Volumina eines
evtl. nur in geringen Mengen vorliegenden Stoffs, z. B, einer DNA-Lösung, kann
die Kapillare auch mit ihrem substratseitigen Ende in den Stoff
getaucht werden. Der Stoff kann dann wiederum entweder durch den inneren
Kapillareffekt aufgenommen werden oder durch dosiertes Aufsaugen,
indem ein Unterdruck auf der substratabgewandten Seite der Kapillare
beaufschlagt wird. Das substratabgewandte Ende der Kapillare steht
im letztgenannten Fall mit einem Pumpensystem in Verbindung, das
vorzugsweise eine Syringe-, Schlauch- oder Druckmediumpumpe ist, mit
den jeweils entsprechenden Ventilsystemen. Bedingung ist eine hinreichend
kleine Fördermenge
der Pumpe im Bereich weniger Nanoliter.
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Natürlich können prinzipiell auch größere Volumina
von vorne aufgesogen werden bzw. kleinste Volumina vom substratabgewandten
Ende der Kapillare zugeführt
werden.
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Vor dem Aufsaugen des Stoffs kann
die Kapillare noch mit einer Systemflüssigkeit gefüllt werden,
um den aufzunehmenden Stoff nicht einer Grenzschicht mit Luft auszusetzen
bzw. um einen inkompressiblen Kolben zu erzeugen.
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Als Systemflüssigkeit wird vorzugsweise
bidestilliertes, entgastes Wasser eingesetzt. Um kleine Druckschwankungen,
wie sie während
des Pumpvorgangs entstehen können,
abzufangen, ist ein Puffervolumen der Systemflüssigkeit nötig, das vorzugsweise durch
ein längeres
Schlauchstück
realisiert wird.
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Der Fall eines aufgesogenen Stoffs
ist in 1 dargestellt. 1 zeigt eine Kapillare 10,
in der sich eine Systemflüssigkeit 12 befindet.
Die Kapillare 10 hat den zu spottenden Stoff 14 aufgesogen. Zwischen
dem Stoff 14 und der Systemflüssigkeit 12 bildet
sich eine Mischzone 16 aus. Unterhalb der Kapillare bildet
sich ein hängender
Meniskus 18 aus dem Stoff aus.
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Eine Kapillare hat im Regelfall kein
speziell ausgebildetes Reservoir. In einer glatten, rohrartigen Kapillare
mit 100 μm
Innendurchmesser kann auf diese Weise auf 10 mm Länge ein
Stoffvolumen von circa 100 nl kontrolliert aufgenommen werden, was nach
Abzug der Mischzone etwa 200 Volumenportionen bei der Benetzung
eines Substrats entspricht.
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Durch die kleinen Oberflächen der
Kapillare und die hydrophobe Beschichtung der Außenseite der Kapillare mit
Polymeren, an denen nach dem Eintauchen der Kapillare in die Lösung kaum
wässrige Lösung haften
bleibt, ist der Verlust an Stoff bei dem geschilderten Aufnehmen
von Stoff in die Kapillare sehr gering. Er liegt unter 1 nl pro
Aufnahmevorgang, was die Ausbeute z. B. einer DNA-Lösung deutlich erhöht.
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Bei dem im Folgenden zu schildernden
Spotting haben die - folgenden beiden Herangehensweisen die reproduzierbarsten
Spots ergeben, wobei die Kapillare jeweils vom substratabgewandten
Ende her befüllt
wurde:
- a) Bei polaren Lösungsmitteln
wird die gefüllte
Kapillare zum Spotting an ihrem substratabgewandten Ende nicht mit
Druck beaufschlagt, sondern offen an der Atmosphäre gehalten, ohne Kontakt zum
evtl. von der substratabgewandten Seite her aufgenommenen Stoff.
Die Kapillare wird z. B. senkrecht gehalten und der Stoff bildet
aufgrund der Gravitation einen hängenden
Meniskus am substratseitigen Ende der Kapillare.
- b) Bei unpolaren Lösungsmitteln
wird die gefüllte
Kapillare zum Spotting an ihrem substratabgewandten Ende kurzzeitig
mit Druck beaufschlagt. Sie wird jedoch nicht offen an der Atmosphäre gehalten,
sondern in Kontakt zum von der substratabgewandten Seite her aufgenommenen
Stoff.
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Diese beiden Herangehensweisen werden im
Folgenden stets unterstellt.
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Im Folgenden wird wiederum auf 1 Bezug genommen. Zur gezielten
Abgabe des Stoffs auf das Substrat 20 wird die Kapillare 10,
die zum Substrat 20 hin offen ist, so ausgerichtet, dass
die Kapillarendfläche 22 parallel
zur Substratoberfläche
ausgerichtet ist.
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In der Regel wird die Kapillare 10 parallel zum
Gravitationsfeld gehalten. Der Stoff 14 in der Kapillare 10 wird
durch die Gravitationskraft soweit nach unten aus der Kapillare 10 heraus
gefördert,
bis der kapillare Krümmungsdruck
ein Kräftegleichgewicht herstellt.
Es bildet sich damit an der unteren bzw. substratseitigen Kapillarendfläche 22 ein
hängender Meniskus 18 – von außerhalb
der Kapillare 10 betrachtet ein konvexer Meniskus. Außer durch
das Eigengewicht kann der Meniskus 18 beispielsweise auch
durch den durch eine Pumpe erzeugten Überdruck erzeugt werden. Der
hängende
Meniskus 18 ragt bei Kapillaren von einigen Mikrometern
Innendurchmesser nur wenige Mikrometer über die Kapillarendfläche 22 hinaus.
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In 1 ist
ganz links mit der Zeitangabe t = 0 s der Zustand nach Befüllen der
Kapillare 10 unmittelbar vor dem eigentlichen Spotting
bezeichnet.
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Im Folgenden wird auf die zweite
Darstellung von links in
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1 mit
der Zeitangabe t = 0.2 s Bezug genommen. Wird durch Bewegung der
Kapillare 10 – oder
des Substrats 20 – der Abstand
zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche
verringert, kommt es bei einem hinreichend geringen Abstand durch
den eingestellten hängenden
Meniskus 18 zu Grenzflächenkontakt.
Der Pfeil in 1 gibt
die Bewegungsrichtung der Kapillare an.
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Im Folgenden wird auf die dritte
Darstellung von links in 1 mit
der Zeitangabe t = 0.3 s Bezug genommen. Wird die Kapillare 10 dann
so weit in Richtung auf das Substrat 20 bewegt, dass der
Abstand zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substrat 20 beispielsweise kleiner wird als der Innendurchmesser
der Kapillare, so wird der äußere Kapillareffekt (siehe
oben) stärker
als der innere Kapillareffekt und der Stoff fließt in den Raum zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche,
wie es in der vierten Darstellung von links in 1 mit der Zeitangabe t = 0.4 s gezeigt
ist.
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Ob und wie weit der Stoff fließt, wird
durch die Kapillarkräfte
zwischen Substrat 20 und Kapillarendfläche 22, also durch
die beteiligten spezifischen Oberflächenspannungen bestimmt. Bringt
eine Benetzung der beteiligten Oberflächen zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche
einen energetischen Gewinn, so wird der Stoff genau bis zum Rand
der Kapillarendfläche 22 fließen, aber
nicht darüber
hinaus.
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Da in der Regel sowohl die Kapillare 10 aus Glas
bzw. polymerbeschichtetem Glas als auch das Substrat 20 aus
Glas besteht, sind die beteiligten spezifischen Oberflächenspannungen
etwa gleich groß.
Damit kommt es für
das Fließen
des Stoffs 14 in den Raum zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche
nur noch entscheidend auf den Abstand zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche
an.
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Die benetzte Fläche nimmt genau die durch die
Form der Kapillarendfläche 22 vorgegebene Form
an, mit einem scharf definierten Rand. Damit ist es möglich, beispielsweise
rechteckige Spots zu benetzen bzw. mit Stoff zu belegen. Dies ist
für viele
Anwendungen von entscheidender Bedeutung, darunter die Herstellung
von organischen Displays, bei denen die Pixel des Displays Idealerweise
rechteckig sein sollten.
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Ganz exakt betrachtet, findet Folgendes statt:
Ein polares Lösungsmittel
benetzt in der Regel die Kapillarinnenwand, nicht aber die Polymerbeschichtung
der Kapillaraußenwand.
Fließt
ein polares Lösungsmittel
in den Raum zwischen Kapillarendfläche 22 und Substratoberfläche, so
fließt
es bis zum Rand der Glaskapillare, jedoch nicht in den Bereich unterhalb
der Polymerbeschichtung. Die Dimensionen der Glaskapillare ohne
Beschichtung bestimmen also die Größe des Spots.
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Somit lässt sich durch die Wahl des
Kapillaraußendurchmessers
sehr genau die Spotgröße einstellen.
Weiterhin ist es möglich,
durch Bearbeitung, z. B. konisches, quadratisches oder rechteckiges
Anschleifen des substratseitigen, offenen Kapillarendes die Spotgröße zu verkleinern.
Dies ist beispielhaft in 2 dargestellt.
Im rechten Teil der 2 ist
das Ende der Kapillare 10 konisch angeschliffen, wodurch
die Kapillarendfläche 22 und
damit die Spotgröße verkleinert
wurde. Im linken Teil der 2 wurde
das Kapillarende stufenförmig
angeschliffen, um die Kapillarendfläche 22 zu verkleinern. Es
können
somit Spotdurchmesser von wenigen Mikrometer Durchmesser erreicht
werden. Der Hauptanwendungsbereich liegt jedoch zwischen 10 μm und 1000 μm.
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Der geeignete Substrat-Kapillar-Abstand
für eine
vollständige
Benetzung des Raums unterhalb der Kapillarendfläche 22 hängt im Wesentlichen
vom Kapillarinnendurchmesser ab. Wird die Kapillare parallel zum
Gravitationsfeld gehalten, so bildet sich am substratseitigen, offenen
Ende der Kapillare ein hängender
Meniskus 18, wie er in 1 zu
sehen ist. Die Höhe
bzw. Tiefe dieses hängenden
Meniskus 18 hängt
vom Innendurchmesser der Kapillare 10 ab. Je größer der
Innendurchmesser ist, desto tiefer hängt der Meniskus 18.
In der Regel ist dabei die Höhe
bzw. Tiefe des hängenden
Meniskus 18 kleiner als der Innendurchmesser der Kapillare 10.
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Zur Benetzung der Substratoberfläche muss daher
die Kapillare 10 bis auf einen Abstand an das Substrat 20 herangeführt werden,
der kleiner ist als die Höhe
des hängenden
Meniskus 18. Für
eine Kapillare 10 mit einem Innendurchmesser von 5 μm muss z.
B. ein Abstand von 2 μm
eingehalten werden, was sich technisch über große Flächen nur schwer realisieren
lässt.
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Damit es zu einer vollständigen Benetzung des
Raums unterhalb der Kapillarendfläche 22 kommt, muss
die Kapillare eine bestimmte Mindestzeit in dem geeigneten kleinen
Abstand zur Substratoberfläche
verweilen. Der Grund dafür
besteht darin, dass das Benetzen der Substratoberfläche und
der Kapillarendfläche 22 durch
den Stoff nicht instantan erfolgt. Vielmehr bedarf es eines Fließens der
nötigen
Substanzmenge durch die Kapillare 10 in den Raum zwischen
Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche.
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Nun ist es zwar theoretisch möglich, praktisch
jedoch recht schwierig, eine Kapillare 10 eine vorgegebene
Zeit in beispielsweise einem Abstand von 2 μm zur Substratoberfläche zu halten
und dies gar über
eine ganze Fläche
mit einem Kapillararray zu erreichen.
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In der Praxis ergibt sich daher ein Übergang zu
dem eingangs erwähnten
Kontakt-Verfahren. Die Kapillare 10 wird langsam an die
Oberfläche
herangeführt,
bis sie diese berührt
(Zeiten t = 0 s bis 0.3 s). Die Kapillare ist dabei federnd gelagert
oder federt selbst.
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Im Folgenden wird auf die fünfte Darstellung von
links in 1 mit der Zeitangabe
t = 0.8 s Bezug genommen. Anschließend wird die Kapillare 10 wiederum
von der Substratoberfläche
entfernt. Beim Heranführen
und Entfernen durchläuft
die Kapillare 10 auch die gewünschten kleinen Abstände von
beispielsweise 2 μm
zur Substratoberfläche.
Wird die Kapillare entsprechend langsam bewegt, so hat der Stoff
genügend
Zeit, in den Raum zwischen Kapillarendfläche 22 und Substratoberfläche zu fließen und diesen
zu benetzen.
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Die geeignete Geschwindigkeit ergibt
sich aus dem gewünschten
Abstand (beispielsweise 2 μm)
und der Zeitdauer, die der Stoff benötigt, um in den Raum zwischen
Substratoberfläche
und Kapillarendfläche 22 zu
fließen.
Diese Zeit hängt
im Wesentlichen vom Kapillarinnendurchmesser und von der Viskosität des Stoffs
ab. In 1 sind beispielhafte
Zeiten angegeben, also etwa eine halbe bis eine Sekunde. In einem
solchen Fall läge
eine geeignete Geschwindigkeit für
die Bewegung der Kapillare 10 daher im Bereich von einigen
Mikrometern pro Sekunde.
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Bei der Vergrößerung des Abstandes zwischen
Substratoberfläche
und Kapillarendfläche 22 fließt der Stoff
von dem Raum zwischen Substratoberfläche und Kapillarendfläche 22 teilweise
in die Kapillare zurück.
Auch dieses Fließen
wird durch die Viskosität
des Stoffs und den Kapillarinnendurchmesser – sowie in der Regel durch
die Gravitation – in
seiner Geschwindigkeit begrenzt. Wird die Kapillare vollständig von
der Substratoberfläche
entfernt, so reißt
ein Teil des Stoffs von der Kapillare ab und bleibt als Tropfen
auf der Substratoberfläche
zurück.
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Bestand das Ziel lediglich darin,
einen einzigen, in seiner Form wohl definierten Spot auf die Substratoberfläche zu bringen,
so kann Schlichtweg die Verdunstung des zurückbleibenden Tropfens abgewartet
werden. Aufgrund des großen
Krümmungsradius
des extrem kleinen Tropfens verdunstet dieser innerhalb etwa einer
Sekunde, abhängig
vom exakten Krümmungsradius
und dem Lösungsmittel,
aus dem er gebildet ist. Die Verdunstungsrate kann durch Temperieren
des Substrats gesteuert und der jeweiligen Anwendung angepasst werden.
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Sollen mehrere Schichten übereinander
auf dem Substrat deponiert werden, so wird man ebenfalls vor dem
Aufbringen der nächsten
Schicht das vollständige
Verdunsten des zurückbleibenden
Tropfens abwarten. Andernfalls käme
es zu einer Vermischung der hintereinander aufgetragenen Stoffe,
was in Spezialfällen
kontrolliert von Bedeutung sein kann.
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Wesentlich für das aufgetragene Volumen
ist daher die Hin- aber
vor allem die Wegfahrgeschwindigkeit der Kapillare von der Substratoberfläche. Wird
die Kapillare insgesamt zu kurz in der Nähe der Substratoberfläche gehalten,
so fließt
nicht genügend
Stoff in den Raum zwischen Substratoberfläche und Kapillarendfläche. Der
aufzubringende Spot ist dann unvollständig und nicht reproduzierbar.
Es müssen
also Zeiten eingehalten werden, die ein Aus- und Zurückfließen des
Mediums gewährleisten.
Auch muss die umgebende Atmosphäre
einen geeigneten Dampfdruck aufweisen, um die Verdunstung zu kontrollieren,
damit sich der Meniskus stabil ausbilden kann.
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Um ein regelmäßiges Array zu spotten wird die
Kapillare von einem x-y-z-Roboter mit hoher Genauigkeit um eine
vorgegebene Entfernung, z. B. 150 μm, weiter bewegt. Dies wird
solange wiederholt, bis die gewünschten
Zeilen und Spalten von Spots für das
Array erzeugt wurden. Auf diese Weise können sehr regelmäßige Arrays
erzeugt werden, bei denen sich in jedem einzelnen Spot etwaige Unregelmäßigkeiten
der Kapillarendflächen 22 wiederholen
bzw. erkennen lassen.
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Wichtig für den Erfolg des Verfahrens
ist auch eine benetzbare Substratoberfläche. Eine gute Vorbenetzung
wird z. B. bei Befeuchtung des Raums erreicht, in dem sich das Substrat
befindet. Hierbei wählt
man die relative Feuchte z. B. über
35% .
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Die präzise, reproduzierbare Stoffvolumenabgabe
im Pikoliterbereich wird also durch den äußeren Kapillareffekt, der zwischen
Kapillarendfläche 22 und
Substratoberfläche
auftritt, und ggf. einem kleinen Vordruck im Puffervolumen erreicht.
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Mit einer erfindungsgemäß präparierten
Kapillare bzw. einem erfindungsgemäß vorbereiteten Kapillararray
lassen sich auch Volumina von mehr als 5 nl in Form von Tropfen
auf ein Substrat aufbringen. Hierbei wird vorwiegend das Nicht-Kontakt-Verfahren verwendet.
Das gewünschte
Volumen wird durch eine Pumpe vorgegeben und bildet einen hängenden Tropfen
am Kapillarende. Durch einen kurzen Oberflächenkontakt wird der Tropfen
zum Abreißen
gebracht. Die maximale Tropfengröße hängt von
der benetzbaren Kapillarendfläche 22 ab.
Für sehr
große Tropfen
(im μ1-Bereich)
ist diese Technik nicht mehr nutzbar. Stattdessen wird zunächst der
Tropfen mit dem Substrat 20 in Berührung gebracht. Anschließend wird
bei dem sich ergebenden Substrat-Kapillarabstand Stoff in den Raum
zwischen Kapillarendfläche 22 und
Substrat 20 gepumpt, bis das gewünschte Volumen erreicht ist.
Bei diesem Verfahren lässt sich
die Spotgröße und Spotform
nicht genau reproduzieren; es sind der gewünschten Volumenmenge jedoch
keine Grenzen gesetzt.
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Im Folgenden wird die Anwendung des
geschilderten Verfahrens auf die Herstellung organischer Displays
geschildert.
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Organische Displays werden i. d.
R. auf einem Glas-Substrat aufgebaut, z. B. auf ITO (Indium Tin
Oxyde). Auf dem Glas-Substrat
wird eine Matrix von leitenden Zeilen und Spalten aufgebracht. Diese aktivieren
als Anode bzw. Kathode die ausgewählten Pixel. Zwischen Anode
und Kathode werden drei organische Schichten aufgebracht: oben und
unten je eine Elektronen- bzw. Loch-leitende organische Schicht,
die homogen auf dem ITO-Substrat aufgebracht werden. In der Mitte
befindet sich eine organische Leuchtschicht. Diese enthält die erwähnten Farbstoffe.
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Um ein farbiges Display zu erzeugen,
das beispielsweise auf der RGB-Technologie (rot, grün, blau)
basiert, müssen
in den einzelnen Pixeln die jeweiligen Farbstoffe enthalten sein.
Mit Hilfe des geschilderten Verfahrens können die Farbstoffe, nachdem
sie in unpolaren Lösungsmitteln
gelöst
wurden, gezielt in dem benötigten
Raster auf die leitende organische Schicht gespottet werden. Dazu
werden nacheinander die drei Farben gespottet.
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Anschließend wird die leitende organische Deckschicht
aufgebracht, gefolgt von der leitenden ITO-Schicht.
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Für
die Herstellung von organischen Displays werden beispielsweise rote,
grüne und
blaue Farbstoffe auf jeweils benachbarten Spots bzw. Teilpixeln
gespottet. Dazu wird ein Dispenser für jede Farbe verwendet, der
die jeweilige Farbe auf die jeweiligen Teilpixel spottet. Der Dispenser
ist so groß, dass
er alle Teilpixel eines Displays mit einem Druckvorgang mit dem
jeweiligen Farbstoff belegt.
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Im Folgenden wird auf 3 Bezug genommen. Der Dispenser 24 besteht
aus einer Sockelplatte 26, die eine Vielzahl von Kapillaren 28 hält. Die
Sockelplatte 26 und die Kapillaren sind einstückig hergestellt.
Die Kapillaren 28 haben eine Länge von wenigen Millimetern
und einen Innendurchmesser von 100 μm. Möglich ist auch eine rechteckige
Form der Kapillaren mit äußeren Abmessungen
von 30 × 60 μm. Die Kapillaren 28 haben
jeweils ein substratseitiges und ein substratabgewandtes Ende und
eine substratseitige Kapillarendfläche 30. Die Kapillaren 28 werden
derart durch die Sockelplatte 26 gehalten bzw. sind derart
zusammen mit der Sockelplatte 26 ausgebildet, dass die
Kapillarendflächen 30 in
einer Ebene liegen, damit sie beim Aufbringen alle gleichzeitig
das Substrat berühren.
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Der Dispenser 24 trägt auf der
substratabgewandten Seite ein Reservoir 32 für die jeweilige
Farbe bzw. den jeweiligen Stoff, wobei das Reservoir mit den substratseitigen
offenen Enden der Kapillaren 28 in Kontakt steht. Das Reservoir
wird durch eine nicht gezeigte Pumpe mit einem leichten Überdruck
beaufschlagt.
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Der Dispenser ist aus einem Feld
von 1000 × 1000
Kapillaren gebildet, um ein organisches Display von 1000 × 1000 Pixeln
aufzubauen.
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Der Dispenser kann z. B. auf Silizium-Basis aufgebaut
werden. Dazu bietet sich ein photolithographisches Verfahren an,
bei dem zunächst
eine Maske erzeugt wird, die die Lage der Kapillaren definiert.
Die einzelnen Kapillaren werden dann durch so genanntes Trench-Etching
im Siliziumblock ausgebildet. Denkbar ist auch der Einsatz eines
Erodierverfahrens zum Ausbilden der Kapillaren in Silizium.
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Anschließend kann das Silizium in einem Plasma
behandelt werden, wodurch die Oberfläche zu Siliziumdioxid, also
Quarzglas, oxidiert wird. Damit hat der Silizium-Dispenser die gleichen
Oberflächeneigenschaften
wie eine Glas-Kapillare.
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In gleicher Weise kann der Dispenser
aus photobeschichtetem Glas (Foturan) oder anderen Materialien geschaffen
werden.
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- 10
- Kapillare
- 12
- Systemflüssigkeit
- 14
- aufzubringender
Stoff
- 16
- Mischzone
- 18
- hängender
Meniskus
- 20
- Substrat
- 22
- Kapillarendfläche
- 24
- Dispenser
bzw. Kapillararray
- 26
- Sockelplatte
des Dispensers 24
- 28
- kurze
Kapillaren des Dispensers 24
- 30
- Kapillarendflächen der
kurzen Kapillaren 28
- 32
- Reservoir
des Dispensers 24