MXPA06014671A

MXPA06014671A - Microcapsulas de liberacion activada del material contenido en su nucleo.

Info

Publication number: MXPA06014671A
Application number: MXPA06014671A
Authority: MX
Inventors: Michael E Seitz; Ronald J Brinker
Original assignee: Monsanto Technology Llc
Priority date: 2004-06-14
Filing date: 2005-06-07
Publication date: 2007-03-12
Also published as: EP1755384A1; WO2005122758A1; US20050277549A1; CA2570254A1; AU2005253972A1; BRPI0512102A; AR050163A1

Abstract

La presente invencion se refiere a microcapsulas que tienen cubiertas polimericas que poseen grupos de bloqueo (por ejemplo, grupos amina-bloqueo), el retiro o rompimiento de los cuales actua para iniciar la liberacion en las mismas de material de nucleo o incrementar la velocidad en la cual se libera dicho material de nucleo; la presente invencion se refiere ademas a la formulacion de dichas microcapsulas en dispersiones acuosas, a la preparacion de dichas microcapsulas y al uso de dichas microcapsulas y dispersiones de las mismas.

Description

MICROCAPSULAS DE LIBERACIÓN ACTIVADA DEL MATERIAL CONTENIDO EN SU NÚCLEO ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN La presente invención está dirigida en general a la liberación controlada de materiales encapsulados. Más particularmente, esta invención está TJir?gida a microcápsulas con recubrimientos poliméricos que poseen grupos bloqueadores (por ejemplo, grupos bloqueadores de amina), cuya eliminación o escisión inicia la liberación del material contenido en el núcleo de las mismas o incrementa la velocidad a la cual tiene lugar la liberación de dicho material del núcleo. La presente invención está dirigida además a la formulación de dichas microcápsulas en dispersiones acuosas, a la preparación de dichas microcápsulas y al uso de dichas microcápsulas, y dispersiones de las mismas. Durante muchos años se han utilizado microcápsulas para encapsular pesticidas y otros ingredientes activos de interés agronómico. Sin embargo, la relación entre las características de liberación de la microcápsula para lograr una bioeficacia óptima y las características necesarias para la estabilidad de almacenamiento a largo plazo aún constituye un desafío para las técnicas de microencapsulamiento. Por ejemplo, se ha encontrado que es extremadamente difícil incluir muchas de dichas sustancias biológicas en microcápsulas por el período de almacenamiento de 1 a 2 años que en general se observa en el negocio de la agricultura. Además, las sustancias biológicas activas con frecuencia poseen una significativa solubilidad en agua o una gran volatilidad. Estas características incrementan la difusión de los ingredientes activos del núcleo de la microcápsula hacia el vehículo transportador de las mismas, que habitualmente es agua, después de lo cual se perdieron los beneficios del microencapsulamiento. La forma física de los ingredientes activos también puede agravar este problema. Por ejemplo, se sabe que los sólidos de bajo punto de fusión, cuando son encapsulados en caliente, sufren un "superenfriamiento" dentro de la microcápsula, por lo cual no cristalizan de una manera normal dentro de la misma. Sin embargo, no hay nada que inhiba la cristalización de dichos ingredientes activos fuera de las microcápsulas. Este cambio de estado puede incrementar la velocidad de difusión de los ingredientes activos desde el interior de la microcápsula. Fuera de la microcápsula, los ingredientes activos cristalizan a partir del vehículo acuoso saturado, estimulando así una mayor difusión, seguido de más cristalización y así sucesivamente. De hecho, el producto que contiene las microcápsulas puede llenarse con cristales hasta tal grado que su viscosidad incrementa hasta alcanzar un nivel inservible. La presencia de estos cristales también genera problemas en la aplicación, por ejemplo por atascamiento de las toberas de los rociadores. Dichos ingredientes activos requieren por lo tanto de una microcápsula con una pared de recubrimiento impermeable, con el fin de impedir la liberación de los ingredientes activos en el envase.

A diferencia de las consideraciones de envasado o almacenamiento, una buena bioeficacia requiere que los ingredientes activos puedan ser liberados fácilmente de la microcápsula en un momento determinado o sobre un período bien definido. El ciclo de vida de un blanco particular, sea una maleza o una plaga, determina el perfil de liberación de los ingredientes activos, si se quiere maximizar la eficacia. Por ello es que sería necesario poder ajustar la velocidad de liberación desde la microcápsula, pudiendo "afinar" esta velocidad a través de varias repeticiones de pruebas a campo con el fin de proveer el perfil de liberación óptimo para la eficacia. La cápsula de la pared de recubrimiento que surge de dichas pruebas es a menudo la antítesis de la pared de recubrimiento diseñada para la estabilidad del envase. El microencapsulamiento de dichas sustancias biológicas activas representa entonces un serio dilema para el formulador. Las microcápsulas que se hicieron esencialmente impermeables con el fin de lograr estabilidad durante el almacenamiento a largo plazo invariablemente reducen o eliminan la bioeficacia del producto. Los requerimientos de permeabilidad de la pared de recubrimiento para la estabilidad durante el almacenamiento a largo plazo rara vez se corresponden con los requerimientos de permeabilidad o liberación necesarios para un rendimiento óptimo de los ingredientes activos en el campo. El problema se complica aún más con los mecanismos de liberación que están pobremente definidos o que son poco confiables en la práctica. La liberación es habitualmente el resultado de una porosidad inducida en la pared de recubrimiento debido al estrés excesivo que surge por la reacción de la pared o debido al estrés mecánico experimentado durante la manipulación o en el campo. Normalmente se observa un efecto de ráfaga en el perfil de liberación como consecuencia de una fracción pobremente encapsulada, seguido después de una liberación mucho más lenta. Esta fase de liberación secundaria está afectada fuertemente por las condiciones de humedad en el campo de una manera antagónica. El estrés mecánico debido a ciclos de humedad y sequía acelera la liberación, pero las condiciones consistentemente húmedas o secas retardan severamente la liberación. Esto a menudo da como resultado una velocidad de liberación en esta fase secundaria inferior a la necesaria para un control adecuado de malezas. La dependencia del estrés mecánico debido al medio ambiente hace que la liberación en el campo sea impredecible y rara vez confiable. El estrés mecánico que tiene lugar durante la manipulación debido al bombeo, cernido y rociado también puede causar fisuras en la pared de recubrimiento y una liberación prematura de los ingredientes activos en el envase o en el campo.

BREVE DESCRIPCIÓN DE LA INVENCIÓN Brevemente, por ello la presente invención está dirigida a una microcápsula que comprende (i) un material del núcleo sustancialmente inmiscible en agua que comprende un compuesto biológicamente activo y (ii) una pared de recubrimiento que encapsula el material del núcleo, donde dicha pared de recubrimiento está formada por la polimerización interfacial de un monómero de isocianato con un monómero de amina en un encapsulamiento por polimerización formadora del recubrimiento y donde dicho esqueleto polimérico de la pared de recubrimiento además comprende una unidad repetida que contiene nitrógeno y al menos un grupo bloqueador sobre el mismo, donde la ruptura de un enlace con dicho grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad a la cual la microcápsula libera el compuesto biológicamente activo. La presente invención está dirigida además a un método para incrementar la velocidad de liberación de un compuesto biológicamente activo encapsulado desde una microcápsula que comprende una pared de recubrimiento formada por polimerización interfacial de un monómero de isocianato con un monómero de amina en un encapsulamiento por polimerización formadora de recubrimiento, donde dicho esqueleto polimérico de la pared de recubrimiento comprende una unidad repetida que contiene nitrógeno que posee al menos un grupo bloqueador sobre el mismo. El método comprende poner dicha microcápsula en contacto con un agente de escisión, donde se selecciona un agente de escisión capaz de escindir el enlace con dicho grupo bloqueador. La presente invención está dirigida además a un método de preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas. El método comprende (i) crear una emulsión de aceite-en-agua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde dicha fase externa comprende agua, un agente emulsionante y un primer monómero de amina que comprende un grupo bloqueador de amina, donde dicha fase interna comprende un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; y (¡i) hacer reaccionar el primer monómero de amina con el monómero de isocianato a través de una polimerización interfacial para encapsular a un núcleo que comprende al compuesto biológicamente activo sustancialmente inmiscible en agua en un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción de dicho primer monómero de amina con el monómero de isocianato, donde dicho polímero comprende un esqueleto y un grupo bloqueador unidos a una amina en dicho esqueleto y donde dicho grupo bloqueador es eliminado, siendo dicha eliminación del grupo bloqueador eficaz para incrementar la velocidad de liberación del compuesto biológicamente activo de las microcápsulas. La presente invención se refiere además a un método de preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas. El método comprende (i) crear una emulsión de aceite-en-agua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde dicha fase externa comprende agua, un agente emulsionante, un primer monómero de amina y un agente bloqueador eficaz para bloquear el grupo funcional amina de dicho primer monómero de amina, donde dicha fase interna comprende un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; (ii) hacer reaccionar dicho primer monómero de amina y dicho agente bloqueador para formar un grupo funcional amina bloqueado; y (iii) hacer reaccionar el primer monómero de amina y el monómero de isocianato a través de una polimerización interfacial para encapsular un núcleo sustancialmente inmiscible en agua que comprende al compuesto biológicamente activo en un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción del monómero de amina y el monómero de isocianato, donde dicho polímero comprende un esqueleto y un grupo bloqueador unido a una amina contenida en el mismo y donde la ruptura de un enlace en el grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad de liberación del compuesto biológicamente activo de las microcápsulas. La presente invención está dirigida además a un método de preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas. El método comprende (i) crear una emulsión de aceite-en-agua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde dicha fase externa comprende agua, un agente emulsionante, un primer monómero de amina; donde dicha fase interna comprende un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; (¡i) hacer reaccionar el primer monómero de amina y el monómero de isocianato a través de una polimerización interfacial para encapsular el núcleo sustancialmente inmiscible en agua que comprende al compuesto biológicamente activo dentro de un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción del monómero de amina con el monómero de ¡socianato; y, (iii) hacer reaccionar dicho polímero con un agente bloqueador eficaz para bloquear grupos funcionales de amina en dicho polímero para formar un polímero que comprende un esqueleto y un grupo bloqueador unido al mismo, donde la ruptura de un enlace con el grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad de liberación del compuesto biológicamente activo de las microcápsulas.

DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LAS MODALIDADES PREFERIDAS De acuerdo con la presente invención, se ha descubierto que el material del núcleo que incluya o comprenda una sustancia activa, tal como un pesticida, puede ser encapsulado en la forma de una microcápsula que posee una pared de recubrimiento polimérica que comprende o ha incorporado en la misma un mecanismo de conmutación o liberación que, con la activación (por ejemplo, exposición a algún conjunto favorable de condiciones ambientales una vez fuera del envase en que estaba guardado), que permite que la pared de recubrimiento sufra una transición controlada desde un estado de impermeabilidad sustancial (o no porosidad) a uno de permeabilidad medida. Más específicamente, la presente invención está dirigida en parte a una microcápsula con una pared de recubrimiento que comprende un polímero que a su vez contiene un esqueleto de nitrógeno (por ejemplo, un nitrógeno en la cadena principal, o esqueleto, del polímero, por ejemplo, como parte de una unidad que se repite en el mismo). A dicho nitrógeno está unido o ligado un grupo protector de amina o bloqueador de amina que, frente a la exposición o cuando es sometido a algún conjunto favorable de condiciones, puede ser escindido o eliminado del mismo, causando así un incremento en la velocidad de liberación del material desde el interior de la microcápsula. En este sentido cabe destacar que, tal como se utiliza en la presente invención, los términos "sustancialmente impermeable" o "sustancialmente no poroso", así como variaciones de los mismos, pueden hacer referencia, por ejemplo, a la pared de recubrimiento de una microcápsula que, antes de la activación o de la escisión de los grupos bloqueadores, presenta una vida media de al menos aproximadamente 6 meses, aproximadamente 12 meses, aproximadamente 18 meses o aún aproximadamente 24 meses. Cabe destacar además que, tal como se utiliza en la presente invención, un agente de amina o "bloqueador" de amino o "protector" de amino en general se refiere a un reactivo que reacciona con el átomo de nitrógeno para, en una modalidad, impedir que participe en una reacción para la cual no está considerado (por ejemplo, una reacción durante el proceso de polimerización por el cual se forma la microcápsula). Además, el grupo bloqueador o protector se refiere en general a aquella porción o grupo del agente que está unido o ligado al nitrógeno "bloqueado" o "protegido" del grupo amina, donde la ruptura de un enlace con el grupo o la eliminación del grupo, desencadena la liberación, o el incremento de la velocidad de liberación, del material del núcleo contenido en la microcápsula. El recubrimiento de microcápsula de la presente invención puede comprender preferentemente un polímero de poliurea; es decir, un polímero que incluye una unidad repetida que presenta, por ejemplo, la siguiente fórmula: donde X generalmente representa alguna porción, o porciones, de las unidades repetitivas que, como se definirán más adelante en la presente invención, se pueden seleccionar independientemente entre numerosas de entidades diferentes (por ejemplo, diferentes ligadores de hidrocarbileno). El recubrimiento encapsula al material del núcleo que contiene al pesticida de modo tal que, una vez iniciada, la difusión molecular del pesticida a través de la pared de recubrimiento constituye preferentemente el mecanismo de liberación predominante (como se describirá en otra parte en la presente invención). Así, el recubrimiento está preferentemente estructuralmente intacto; es decir, el recubrimiento preferentemente no está dañado mecánicamente o erosionado químicamente lo cual permitiría la liberación del pesticida mediante un mecanismo de flujo. Además, preferentemente el recubrimiento está sustancialmente libre de defectos, tal como microporos y fisuras, de un tamaño que permitiría que el material del núcleo fuera liberado por flujo. Se pueden formar microporos y fisuras si se genera gas durante una reacción de formación de la pared de la microcápsula. Por ejemplo, la hidrólisis de un ¡socianato genera dióxido de carbono. Por consiguiente, las microcápsulas de la presente invención se forman preferentemente en una reacción de polimerización interfacial en la cual se controlan las condiciones con el fin de minimizar la hidrólisis in situ de reactivos de isocianato. Las variables de reacción que preferentemente se pueden controlar para minimizar la hidrólisis de isocianato incluyen, a modo de ejemplo: selección de los reactivos de isocianato, temperatura de reacción, reacción en presencia de un exceso de reactivos de amina y espesor de la pared de recubrimiento. ?n este sentido cabe destacar que, tal como se utiliza en la presente invención, el "flujo" del material del núcleo de la microcápsula se refiere en general a una corriente del material que drena o escapa a través de una abertura estructural en la pared del recubrimiento. Por el contrario, la "difusión molecular" se refiere en general a una molécula de, por ejemplo, un pesticida, que es absorbida por la pared de recubrimiento en la superficie interior de dicha pared y desorbida por la pared de recubrimiento en la superficie exterior de dicha pared. El polímero de poliurea es preferentemente el producto de una reacción entre reactivos que comprenden una amina, incluyendo una amina principal y opcionalmente una amina auxiliar, con al menos un poliisocianato que contiene dos o más grupos isocianato por molécula. La amina principal y la amina auxiliar pueden ser aminas polifuncionales (es decir, que poseen dos o más grupos amina por molécula). Preferentemente, ni la amina principal o la amina auxiliar son productos de una reacción de hidrólisis en la que participe ninguno de los poliisocianatos con los cuales reaccionan para formar el polímero de poliurea al que se hizo referencia previamente. Más preferentemente, la pared de recubrimiento está sustancialmente libre del producto de reacción de un isocianato con una amina generada por la hidrólisis de dicho isocianato. Esta es una polimerización in situ de un isocianato y su derivado amina es menos preferido por diversas razones que se describen en otra parte de la presente invención. Como se describirá más adelante, el mecanismo de conmutación o liberación se introduce en la pared de recubrimiento de la microcápsula de la presente invención mediante, por ejemplo, el uso de un agente bloqueador dirigido a aminas con los precursores de pared empleados en el proceso de microencapsulamiento por polimerización ¡nterfacial. En una modalidad, la pared de recubrimiento puede comprender un polímero de amina-isocianato polifuncional tal como los que se describen en la Patente de E.U.A. No. 5,925,595 y la Solicitud de Patente de E.U.A. No. 10/728,654 (presentada el 5 de diciembre, 2003), cuyos contenidos se incorporan por completo en este documento a modo de referencia para todo propósito relevante. Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que, cuando la microcápsula es expuesta a condiciones que escinden un enlace con el grupo bloqueador, la pérdida de masa (tal como cuando una porción o todo el grupo bloqueador es escindido o eliminado del esqueleto polimérico) y/o la mayor movilidad segmentaria del esqueleto polimérico (tal como cuando una porción o todo el grupo bloqueador es escindido o eliminado del esqueleto polimérico o, como alternativa, cuando se escinden o rompen los enlaces unidos al grupo bloqueador que actúa entrecruzando una o más cadenas de polímero) debido o asociado con un evento tal, actúa incrementando la permeabilidad de la pared de recubrimiento. Esta mayor permeabilidad permite que el material del núcleo difunda a través de la pared de recubrimiento a una velocidad que, al menos en parte, es una función del polímero que compone dicha pared de recubrimiento. Se considera que la presente invención es ventajosa, al menos en parte, porque actúa mejorando la bioeficacia de la sustancia activa microencapsulada, por ejemplo, demorando su liberación hasta que exista un determinado conjunto de condiciones ambientales favorables. La liberación de un pesticida volátil o inestable en el medio ambiente, por ejemplo, cuyo mecanismo de transporte hacia la planta requiere de agua, puede ser demorada hasta el momento en que hay humedad. En ausencia de lluvia o irrigación después de la aplicación, el pesticida, que fuera aplicado en una forma no encapsulada o en microcápsulas con paredes permeables, es liberado prematuramente y se pierde por volatilización, biodegradación o fotodegradación durante este período no funcional. Las microcápsulas de la presente invención, que presentan una liberación activable de sus contenidos, son entonces deseables para dichos ingredientes activos porque retienen o contienen al pesticida volátil o inestable en el medio ambiente, reduciendo así inicialmente las pérdidas hacia el medio ambiente, en tanto conservan su capacidad para liberar los ingredientes activos de una manera controlada cuando existan las condiciones de humedad apropiadas para su eficacia, tal como cuando llueve. Además, o como alternativa, la presente invención se puede emplear para activos líquidos, no volátiles, donde el grupo bloqueador forma parte de una pared de recubrimiento semipermeable de la microcápsula de modo tal que, con la escisión del mismo, el contenido del núcleo es liberado a alguna velocidad biológicamente eficaz. Por ejemplo, la pared de recubrimiento semipermeable puede liberar el material del núcleo siguiendo una cinética de primer orden, siendo dicha liberación prácticamente constante después de la aplicación hasta un 50% y disminuyendo luego exponencialmente. Si en algún momento después de la aplicación se escinde al grupo bloqueador, es posible acelerar dicha liberación. De esta manera, el usuario puede evitar la disminución en la velocidad de liberación que normalmente se observa a medida que se va vaciando el núcleo de la cápsula. AI permitir la degradación de la cápsula para liberar el contenido restante de la misma a una velocidad biológicamente significativa al final del ciclo de vida de la cápsula, es posible reducir la pérdida y el arrastre. El efecto neto puede ser una mayor eficacia por un período de tiempo más prolongado en comparación con las paredes de recubrimiento que tienen permeabilidades inicialmente iguales pero fijas. En este sentido cabe destacar que, tal como se utiliza en la presente invención, el término "semipermeable" generalmente se refiere a una microcápsula que posee una vida media que es intermedia entre la liberación desde una microcápsula sustancialmente impermeable (definida en otra parte en la presente invención) y una microcápsula que permite esencialmente una liberación intermedia de material del núcleo (es decir, una microcápsula que tiene una vida media menor de aproximadamente 24 horas, aproximadamente 18 horas, aproximadamente 12 horas o aún aproximadamente 6 horas). Por ejemplo, una microcápsula "semipermeable" puede tener una vida media que comprende entre aproximadamente 5 y aproximadamente 150 días, entre aproximadamente 10 y aproximadamente 125 días, entre aproximadamente 25 y aproximadamente 100 días o entre aproximadamente 50 y aproximadamente 75 días. Cabe destacar que, tal como se utiliza en la presente invención, el término "pesticida" generalmente comprende o se refiere a las sustancias químicas usadas como ingredientes activos para controlar plagas y enfermedades de cultivos y de jardín, ectoparásitos de animales y otras plagas para la salud pública. El término también comprende o se refiere a reguladores del crecimiento de plantas, repelentes para plagas, sinergistas, protectores de pesticidas (que reducen la fitotoxicidad de los pesticidas para las plantas de cultivo) y conservadores, cuya administración a los blancos puede exponer tejidos dérmicos y en especial oculares al pesticida. 1. Aminas A. Aminas principales Los polímeros que contienen nitrógeno, con los cuales se prepara o forma la pared de recubrimiento de la microcápsula, pueden comprender aminas o un precursor de aminas polifuncionales (por ejemplo, un monómero). Entre las aminas o las aminas polifuncionales que se pueden emplear para preparar la microcápsula preferida de la presente invención se pueden mencionar, por ejemplo, alquilaminas lineales o polialquilaminas, que se pueden representar, por ejemplo, con la siguiente estructura: H2N-X-NH2 donde "X" se selecciona del grupo formado por -(CH2)a- y -(C H )-Y-(C2H4)-; "a" es un número entero con un valor entre aproximadamente 2 y aproximadamente 6 o entre aproximadamente 3 y aproximadamente 5; e "Y" se selecciona del grupo formado por -S-S-, -(CH2)b-Z-(CH2)b-y -Z-(CH2)a-Z-, donde "b" es un número entero con un valor entre aproximadamente 0 y 4 o entre aproximadamente 1 y aproximadamente 3; "a" es como se definió precedentemente y "Z" se selecciona del grupo formado por -NH-, -O- y -S-. Los ejemplos de dichas aminas o aminas polifuncionales que típicamente se pueden empelar en la presente invención incluyen polietilenaminas sustituidas y no sustituidas, tal como dietilentriamina y trietilentetramina, así como polipropileniminas sustituidas y no sustituidas. Sin embargo, cabe destacar que otras aminas polifuncionales similares sustituidas y no sustituidas también pueden ser de utilidad, incluyendo por ejemplo iminobispropilamina, bis(hexametilen)tr¡amina, cistamina, trietilenglicol diamina (por ejemplo, Jeffamine EDR-148 de Huntsman Corp., Houston, TX) y las alquil diaminas, triaminas y tetraminas cuya cadena alquilo principal tiene entre aproximadamente 2 y aproximadamente 6 o entre aproximadamente 2 y aproximadamente 4 carbonos de longitud (por ejemplo, desde etilendiaminas hasta hexametilendiaminas, triaminas o tetraminas, siendo preferido típicamente unos pocos carbonos y/o típicamente siendo preferidas las tetraminas frente a las triaminas). Entre las aminas preferidas se incluyen, por ejemplo, polietilenamina, polipropilenamina, dietilentriamina y trietilentetramina sustituidas o no sustituidas.

B. Aminas auxiliares Cabe destacar que es posible controlar la permeabilidad de la pared de recubrimiento, o la velocidad de liberación del material del núcleo, en principio, por ejemplo, variando las cantidades relativas de 2 o más de las aminas usadas en la reacción de polimerización formadora de la pared de recubrimiento (véase, por ejemplo, la Solicitud de Patente de E.U.A. No. 10/728,654 (presentada el 5 de diciembre, 2003), cuyo contenido se incorpora por completo en este documento a modo de referencia). Por consiguiente, además de las aminas principales descritas precedentemente, las aminas auxiliares, tal como una polialquílenamina o un aducto de epoxi-amina, pueden ser de utilidad para proveer microcápsulas con valores predeterminados de permeabilidad o velocidad de liberación de la pared de recubrimiento, además de la permeabilidad debida a la activación de la microcápsula (por ejemplo, por escisión del grupo bloqueador del esqueleto polimérico). Esta permeabilidad, o velocidad de liberación, puede cambiar (por ejemplo, aumentar) a medida que aumenta la relación de amina auxiliar a amina principal. Sin embargo, se debe tener en cuenta que, como alternativa o además, como se describirá con mayor detalle en otra parte en la presente invención, se puede alterar la permeabilidad, por ejemplo, (i) ajustando la cantidad y/o el tipo de isocianato empleado, (ii) usando una mezcla de isocianatos y/o (iii) usando una amina con la longitud apropiada de cadena hidrocarbonada entre los grupos amino, determinada, por ejemplo, experimentalmente empleando los medios estándares en la técnica. En algunas modalidades, la amina que altera la permeabilidad o auxiliar puede ser una polialquilenamina preparada por reacción de un óxido de alquileno con un diol o triol para producir un intermediario de óxido de polialquileno terminado con hidroxilo, seguido de aminación de los grupos hidroxilo terminales. Como alternativa, la amina auxiliar puede ser una poliéteramina (como alternativa denominada polioxialquilenamina, tal como por ejemplo polioxipropilentri- o diamina y polioxietilentri- o diamina) que tiene la siguiente fórmula: donde: c, g y h son independientemente entre sí un número cuyo valor puede ser O ó 1 ; "R1" se selecciona del grupo formado por hidrógeno y CH3(CH2)d; "d" es un número cuyo valor varía entre aproximadamente 0 y 5 o entre aproximadamente 1 y aproximadamente 4; "R2" y "R3" son respectivamente; "R4" se selecciona del grupo formado por hidrógeno y donde "R5", "R6" y "R7" se seleccionan independientemente del grupo formado por hidrógeno, metilo y etilo; y "x", "y" y "z" son números cuyos valores totales varían en un intervalo entre aproximadamente 2 y aproximadamente 40 o entre aproximadamente 5 y aproximadamente 30 o entre aproximadamente 10 y aproximadamente 20. En algunas modalidades, el valor de x+y+z preferentemente no es mayor de aproximadamente 20 o más preferentemente no mayor de aproximadamente 15 o aún aproximadamente 10. Los ejemplos de compuestos de aminas auxiliares útiles que poseen esta fórmula incluyen aminas de la serie Jeffamine ED (Huntsman Corp., Houston, TX). Una de dichas aminas preferidas es JéTfámine"T^Ü3^Hüñtsman Corp., Houston, TX), que es un compuesto acorde con esta fórmula, donde c, g y h son, cada uno, 0, R1 es CH3CH2 (es decir, CH3(CH2)d, donde d es 1), R5, R6 y R7 son cada uno un grupo metilo y el valor de x+y+z comprende entre aproximadamente 5 y aproximadamente 6. Se ha encontrado que la reacción de la amina polifuncional con un compuesto epoxi funcional produce un aducto de epoxi-aminas que también son de utilidad como aminas auxiliares. Los aductos de epoxi-aminas son conocidos en general en la técnica. (Véase, por ejemplo, Lee, Henry y Neville, Krís, Aliphatic Primary Amines and Their Modifications as Epoxy-Resin Curing Agents en Handbook of Epoxi Resins, págs. 7-1 a 7-30, McGraw-Hill Book Company (1967).) Preferentemente, el aducto tiene la solubilidad en agua descrita para aminas en otra parte en la presente invención. Preferentemente, la amina polifuncional que se hace reaccionar con un epoxi para formar el aducto es una de las aminas mencionadas precedentemente. Más preferentemente, la amina polifuncional es dietilentriamina o etilendiamina. Los epoxis preferidos incluyen óxido de etileno, óxido de propileno, óxido de estireno y óxido de ciciohexano. El diglicidiléter de bifenol A (CAS No. 1675-54-3) es un aducto precursor de utilidad cuando se hace reaccionar con una amina, con una relación de grupo amina a epoxi que preferentemente comprende al menos entre aproximadamente 3 y 1. Sin embargo, se debe tener en cuenta que en algunos casos la permeabilidad también se puede disminuir con la adición de una amina auxiliar. Por ejemplo, se sabe que la selección de determinadas aminas que contienen anillos como la amina que altera la permeabilidad o auxiliar es de utilidad para proveer microcápsulas con velocidades de liberación que disminuyen a medida que aumenta la cantidad de dicha amina, con relación a la o las demás aminas principales. Preferentemente, la amina auxiliar es un compuesto seleccionado del grupo formado por aminas cicloalifáticas y arilalquilaminas. Es posible que las aminas aromáticas, o las que tienen al nitrógeno de un grupo amina unido al carbono del anillo aromático, no siempre sean adecuadas. Los ejemplos, y de algunas modalidades preferidas, de aminas cicloalifáticas incluyen 4,4'-diaminodiciclohexilmetano, 1 ,4-ciclohexanbis(metilamina) e isoforondiamina. Los ejemplos, y de algunas modalidades preferidas, de arilalquilaminas presentan la estructura de la siguiente fórmula: donde "e" y "f son números enteros con valores que varían independientemente en un intervalo entre aproximadamente 1 y aproximadamente 4 o entre aproximadamente 2 y aproximadamente 3. La meta-xilendiamina, de Mitsubishi Gas Co., Tokio, JP, constituye un ejemplo preferido de una arilalquilamina. Cabe destacar que los términos "amina auxiliar" y "amina principal" son términos relativos según se utilizan en la presente invención. Por ejemplo, un componente de amina principal y un componente de amina auxiliar que incrementa la permeabilidad podrían redenominarse arbitrariamente como una amina que disminuye la permeabilidad y una amina principal, respectivamente. El efecto que un par de aminas a relaciones variables tiene sobre la permeabilidad es más importante que la marca unida a una estructura de amina dada.

C. Propiedades de las aminas Preferentemente, la amina, o al menos una amina cuando se emplea más de un tipo de amina, contiene al menos aproximadamente 3 grupos o funcionalidades amino. Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que en la polimerización interfacial descrita en la presente invención, la funcionalidad efectiva de una amina polifuncional se limita típicamente a tan sólo ligeramente más de aproximadamente 2 y menos de aproximadamente 4. Se cree que esto se debe a factores esféricos, que habitualmente impiden significativamente que más de aproximadamente 3 grupos amino en el precursor de amina polifuncional de la pared de recObTimiéñto participen en lá reacción de polimerización. Una funcionalidad de aproximadamente 3 o más ayuda entonces a asegurar que al menos un grupo amino demás está presente invención para la reacción de bloqueo (es decir, la unión de un grupo bloqueador, por reacción de la amina con un agente bloqueador, como se describirá en otra parte en la presente invención). Sin embargo cabe destacar que también se pueden usar aminas bifuncionales, por ejemplo con un agente bloqueador bi- o trifuncional (que se describirá más adelante en la presente invención). En estos casos se cree que un agente tal sirve como agente de acoplamiento escindible para la amina, produciendo un aducto polifuncional. Se debe considerar además que el peso molecular del o de los monómeros de amina, que pueden contener, o no, un grupo bloqueador de amina, es preferentemente menor de aproximadamente 1000 g/mol y en algunas modalidades es más preferentemente menor de aproximadamente 750 g/mol o aún 500 g/mol. Por ejemplo, el peso molecular del o de los monómeros de amina, que pueden contener, o no, una o más funcionalidades bloqueadores de amina, puede variar en un intervalo que comprende entre aproximadamente 100 y menos de aproximadamente 750 g/mol, o entre aproximadamente 200 y menos de aproximadamente 600 g/mol o entre aproximadamente 250 y menos de aproximadamente 500 g/mol. Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que el impedimento esférico constituye aquí un factor limitante, dado que las moléculas más grandes posiblemente no pueden difundir a través de la proto-pared en formación temprana para alcanzar, y reaccionar por completo con, el monómero de isocianato en el núcleo durante la polimerización interfacial. Además se debe tener en cuenta que es posible que no se bloqueen todas las funcionalidades amina. Por consiguiente, el polímero de la pared de recubrimiento se puede preparar, por ejemplo, a partir de una mezcla de aminas, que pueden ser, por ejemplo, sustancialmente las mismas (que solamente difieran por la presencia de un grupo bloqueador) o diferentes, donde sólo una porción de las funcionalidades amina contenidas está bloqueada. En esta modalidad, la relación de aminas bloqueadas a no bloqueadas, o funcionalidades amina, que se debe usar con el fin de lograr la velocidad de liberación deseada, o un cambio en la velocidad de liberación, luego de la escisión o la eliminación de los grupos bloqueadores, se determina experimentalmente usando los medios estándares en la técnica. 2. Bloqueo de aminas y agentes bloqueadores A. Bloqueo de aminas Como se indicó previamente, hay un mecanismo de conmutación o liberación en la pared de recubrimiento de la microcápsula de la presente invención que, luego de la escisión de la misma, desencadena la liberación del material del núcleo contenido en la misma y/o incrementa la velocidad a la cual es liberado este material del núcleo. Dicho mecanismo de conmutación puede ser introducido en la pared de recubrimiento, por ejemplo, mediante el uso de un grupo bloqueador dirigido a amina presente en un precursor de amina de la pared de recubrimiento que se emplea en el proceso de microencapsulamiento por polimerización interfacial. Más específicamente, como se ilustra más adelante en el esquema (donde, por ejemplo, n comprende entre aproximadamente 1 y aproximadamente 6, x comprende entre aproximadamente 1 y aproximadamente 3, R es un enlace hidrocarbileno que contiene uno o más grupos ¡socianato, biuret o uretano, y los enlaces con forma ondulada que se extienden desde R en la pared de recubrimiento indican las porciones de la pared que no se ilustran aquí; y, para una mayor simplicidad, no se hace ninguna distinción entre la reactividad de aminas primarias y secundarias), precursores monoméricos de la pared de recubrimiento (por ejemplo, monómeros de poliamina y poliisocianato o precursores de los mismos) se seleccionan con relaciones que permitan obtener las características de permeabilidad inherente y/o propiedades de manipulación iniciales deseadas. A continuación se agrega un "interruptor de permeabilidad" al componente poliamina en el esquema de reacción de la pared de recubrimiento haciéndolo reaccionar, empleando medios conocidos en la técnica, con el agente bloqueador dirigido a aminas, en una modalidad preferentemente antes o concurrente con la reacción de polimerización interfacial que formará la pared de recubrimiento. En una modalidad alternativa (no se muestra), el bloqueo de aminas se puede realizar una vez completada la polimerización para formarla micfócápsulá~(lá microcápsula se hace reaccionar con el agente bloqueador para unir al grupo bloqueador a la misma).

Poliamina Poliamina bloqueada o "ariurío ß «trina" Pared de rocubrinicntc do la poliurea ©n la int?'fae? Cuando la reacción de bloqueo se efectúa antes de la reacción de polimerización formadora de la pared, y como se indicó previamente, la amina a bloquear (por ejemplo, uno o mas monómeros de poliamina) típicamente tendrá al menos un grupo amina que no es necesario para que tenga lugar la reacción de polimerización interfacial; es decir, al agente bloqueador se hace reaccionar con un exceso de grupos amina. Una vez formada la amina bloqueada (o "aducto de amina" en el esquema anterior), es sustituido por todo, o una porción, de la amina no bloqueada que de lo contrario se usaría en el paso de polimerización interfacial, con el fin de producir una microcápsula con una pared de recubrimiento que contiene grupos amino bloqueados.

El grado de bloqueo de aminas se puede expresar de numerosas maneras diferentes. Por ejemplo, si el monómero de amina contiene típicamente entre aproximadamente 3 y aproximadamente 5 grupos amino, aproximadamente 1 , 2 ó 3 de ellos pueden permanecer sin bloqueo; es decir, se puede bloquear entre aproximadamente un 20% y aproximadamente un 70%, o entre aproximadamente un 30% y aproximadamente un 60%, de los grupos amino. Como alternativa, o además, el grado de bloqueo dentro de la pared de recubrimiento polimérica se puede expresar en términos de porcentaje en peso (% en peso) del grupo bloqueador en la pared de recubrimiento; por ejemplo, el grupo bloqueador puede comprender entre aproximadamente un 10% en peso y aproximadamente un 50% en peso, o entre aproximadamente un 20% en peso y aproximadamente un 40% en peso, de la pared de recubrimiento. Aún otra alternativa o manera adicional de expresar el grado de bloqueo es en términos de los moles totales de equivalente de amina, o número total de grupos amino que potencialmente se pueden bloquear, con respecto a los moles de agente bloqueador; por ejemplo, esta relación puede variar en un intervalo que comprende entre aproximadamente 4:0.25 y aproximadamente 4:1, o entre aproximadamente 4:0.5 y aproximadamente 4:0.75. En este sentido cabe destacar que, a medida que se incorpora más agente bloqueador en la pared de recubrimiento (es decir, a medida que se bloquean más grupos amina), se logrará un mayor grado de movilidad o flexibilidad en el esqueleto polimérico de la pared de recubrimiento, una vez eliminados o escindidos los grupos bloqueadores. Esta mayor movilidad o flexibilidad produce un incremento proporcional en la permeabilidad de la pared de recubrimiento, y por consiguiente la liberación del material del núcleo de la microcápsula. Por consiguiente, a medida aumenta que la cantidad de agente bloqueador en la pared de recubrimiento, o cantidad de grupos amina bloqueados en la misma, (i) aumenta la liberación del material del núcleo, después de la activación de la microcápsula (es decir, de la escisión de los grupos bloqueadores), (ii) disminuye la vida media de liberación de la microcápsula y (iii) disminuye la longevidad del control de maleza, y viceversa. Además, cabe destacar que si la cantidad de agente bloqueador, o la cantidad de grupos amina bloqueados, es demasiado baja, la liberación del material del núcleo de las microcápsulas puede ser demasiado lenta como para administrar la cantidad mínima de activo necesario por unidad de tiempo con el fin de lograr el control deseado de las malezas. El grado de reacción entre al agente bloqueador y la amina tiene efecto sobre el grado de bloqueo que logrará, y por último sobre el perfil de liberación de la microcápsula. Por ejemplo, como queda ¡lustrado con los Ejemplos más adelante en la presente invención, a medida que se permite un mayor tiempo de reacción entre el agente bloqueador (por ejemplo, lactosa) y una amina (por ejemplo, trietilentetramina o TETA), se observa un incremento en la velocidad de liberación (disminuye la vida media de liberación, como se describirá más adelante en la presente invención). Sin embargo, la experiencia hasta la fecha sugiere que si el período de reacción es demasiado prolongado, habrán reacciones secundarias que volverán no funcional a la amina polifuncional. Esto sugiere que para cada reacción de bloqueo, puede existir un tiempo óptimo de reacción o de permanencia que producirá el efecto máximo, que varía con la naturaleza y la reacción del agente bloqueador y, por ello, puede determinarse experimentalmente usando medios estándares en la técnica. Por consiguiente, con el fin de obtener los resultados deseados y consistentemente reproducibles, puede ser conveniente un monitoreo cuidadoso del tiempo de reacción, tal como por medio de un monitor durante el proceso, para cada reacción de bloqueo con el fin de determinar el grado de terminación antes de usar la amina bloqueada en un proceso de encapsulamiento. Con respecto al bloqueo de los grupos amino presentes en una microcápsula ya formada, cabe destacar que cuando la pared de recubrimiento se forma con un exceso de grupos amino (por ejemplo, 4 equivalentes de amino por cada 3 equivalentes de isocianato), habrá un grupo amino en la pared de recubrimiento que puede participar en una reacción de bloqueo de post-curado (con, por ejemplo, agentes tales como gluteraldehído, glioxal, dextrosa, vainillina o salicilaldehído). Sin embargo, la magnitud de la liberación, o la permeabilidad resultante después de eliminar el grupo bloqueador, así como las diferencias en la sensibilidad de pH a cambios en las mismas que causan la eliminación o separación del grupo bloqueador, pueden ser pequeñas entre los distintos tratamientos o agentes bloqueadores. De hecho, como se ilustra en los Ejemplos, la experiencia hasta la fecha sugiere que, al menos en algunos casos, los valores absolutos de la velocidad de liberación y de pH para escindir el grupo bloqueador, reflejan estrechamente los resultados de las muestras no tratadas (es decir, no bloqueadas). Por consiguiente, estos resultados sugieren que, en tales casos, el tratamiento o bloqueo de después de la polimerización no constituye el método preferido para introducir un sitio activable en la pared de recubrimiento. Esto es porque, en tales casos, el comportamiento de liberación puede ser atribuido simplemente a la dependencia del pH observado cuando hay grupos amino libres en la pared de recubrimiento (como se ilustra con mayor detalle en los ejemplos).

B. Agentes bloqueadores Los agentes protectores dirigidos a aminas, también denominados agentes bloqueadores o modificadores químicos, así como las formas en que pueden reaccionar para unirse y/o separarse (es decir, "activarse") de un grupo amina, son bien conocidas en la síntesis química. (Véase, por ejemplo, Chemistry of Protein Conjugation and Crosslinking, S. S. Wong, CRC Press (1991), cuyo contenido se incorpora en este documento a modo de referencia.) En términos generales, estos agentes reaccionan con un grupo funcional amina de una molécula de amina dada para formar un derivado o aducto "condicionalmente" estable; condicional en el sentido que existen condiciones específicas bajo las cuales este derivado o aducto puede volver a descomponerse en la amina y el agente bloqueador. Como se indicó previamente, el agente puede ser monofuncional o polifuncional (es decir, puede tener más de un grupo funcional por molécula que reacciona con la amina). En aquellos casos donde el agente contiene más de un grupo funcional (por ejemplo, bifuncional o trifuncional), dicho agente puede actuar como entrecruzador entre dos poliaminas y/o entre dos posiciones o puntos diferentes de unión dentro de la misma poliamina. Esencialmente, se puede emplear, seleccionar y usar potencialmente cualquier agente bloqueador de amina de una manera estándar en la técnica. Preferentemente, sin embargo, dichos agentes tienen comúnmente un peso molecular menor de aproximadamente 1000 g/mol o más preferentemente menor de aproximadamente 750 g/mol o más preferentemente aún menor de aproximadamente 500 g/mol. Por ejemplo, el peso molecular del agente bloqueador puede variar en un intervalo que comprende entre aproximadamente 100 y menos de aproximadamente 750 g/mol o entre aproximadamente 200 y menos de aproximadamente 600 g/mol o entre aproximadamente 250 y menos de aproximadamente 500 g/mol. Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que, al igual que en el caso del monómero de amina, el impedimento estérico constituye un factor limitante, dado que la difusión de moléculas bloqueadoras más grandes puede (i) limitar su capacidad para reaccionar con un monómero de amina a medida que avanza la reacción formadora de la pared de recubrimiento, (ii) limitar la capacidad de una amina bloqueada para difundir y/o reaccionar en la reacción de formación de la pared. Más específicamente, en vista del potencial límite de la difusión por el tamaño durante la reacción de polimerización interfacial, cabe destacar que, si el agente bloqueador debe unirse, o reaccionar, con la amina antes, entonces se debe tener en cuenta el tamaño del agente bloqueador, el tamaño de la amina y el tamaño del aducto de amina bloqueado resultante. Por ejemplo, cuando una amina bloqueada formará parte de la reacción de polimerización, entonces el agente bloqueador es preferentemente de un tamaño tal que, después de su reacción con la amina para formar el aducto de amina bloqueado, dicho aducto será menor de aproximadamente 1000 g/mol. Los agentes protectores o de bloqueo que se pueden emplear en la presente invención incluyen, por ejemplo, compuestos que contienen cabonilo o imina tal como: mono y dialdehídos de alquilo (tal como formaldehído, glioxal, (1 ,2,3,6-tetrahidrobenzaldehído)); mono y dialdehídos aromáticos (tal como salicilaldehído, vainillina y tereftaldicarboxaldehído); una alquil cetona o una cetona aromática; hemiacetales y azúcares reductores (tal como glucosa, fructosa, lactosa y maltosa); oxazolidinas (tal como 5-hidroximetil-1 -aza-3,7-dioxabiciclo[3,3,0]octano y 5-etil-1 -aza-3,7-dioxabiciclo[3,3,0]octano, que presentan las siguientes estructuras respectivamente, así como los agentes comercialmente disponibles Amina CS-1246 y Zoldine ZT-55, de Angus Chemical de Northbrook, IL); dichos agentes reaccionan, en términos generales, con la amina de manera similar a un aldehido (por ejemplo, una condensación con formaldehído reactivo); imidoésteres (tal como acetimidato de metilo o etilo, que poseen las siguientes estructuras respectivamente), los clorhidratos de dichos reactivos sufren una reacción sensible o dependiente del pH con una amina para formar una amina bloqueada como se ilustra en el siguiente ejemplo de esquema de reacción: (clorhidrato de acetimidato de etilo) y esteres activados (es decir, un éster R'(C=O)O" que se vuelve más reactivo con medios conocidos en la técnica, tal como por selección de un buen grupo saliente para R", del cual se muestra un ejemplo a continuación, o por modificar R' para obtener un efecto similar).

Succinimidil éster Como alternativa, se pueden usar los aductos de adición de formaldehído o glioxal con urea o melamina para bloquear las aminas sin polimerización, donde dichos aductos se forman bajo, y son estables con la exposición a, condiciones básicas. Cabe destacar que se puede emplear más de un tipo o forma de agente bloqueador para una microcápsula dada. Por ejemplo, en algunas aplicaciones puede ser preferible tener múltiples "activadores" de liberación (por ejemplo, ácido y luz ultravioleta), tal como cuando se necesita un primer activador para iniciar la liberación de esencialmente todo el material del núcleo y luego un segundo activador para incrementar la velocidad de liberación del material del núcleo cuando comienza a disminuir (por ejemplo, cuando la liberación ya no sigue una cinética de primer orden). Como alternativa, o además, se pueden usar diferentes grupos bloqueadores para ayudar a asegurar que tenga lugar la activación de la microcápsula, donde un agente bloqueador actúa como un refuerzo para el otro. Por consiguiente, en vista de lo mencionado también se debe tener en cuenta que, al seleccionar el agente bloqueador apropiado, hay que considerar no sólo la capacidad del agente para reaccionar eficazmente, y por consiguiente bloquear efectivamente, con el grupo amina deseado, sino también las condiciones bajo las cuales se puede escindir o separar el grupo bloqueador resultante. 3. Isocianatos Cuando se forma una pared de recubrimiento de poliurea, se puédéTTemplear uno o más poliisócianatos en la reacción de polimerización formadora de dicha pared de recubrimiento. Por ejemplo, los poliisocianatos que se pueden emplear en la reacción de polimerización interfacial incluyen, entre otros, los que comprenden aductos trifuncionales de isocianatos alifáticos lineales; es decir, los productos de la reacción de un diisocianato que contiene "n" grupos metileno y que presenta la siguiente fórmula: O=C=N-(CH2)n-N=C=O donde n es un número entero que tiene un valor promedio entre aproximadamente 4 y aproximadamente 18, entre aproximadamente 6 y aproximadamente 16 o entre aproximadamente 8 y aproximadamente 14, y a reactivo de acoplamiento, tal como agua o un triol de bajo peso molecular como trimetílolpropano, trimetiloletano, glicerol o hexantriol. Los ejemplos de compuestos, donde n es aproximadamente 6, son los aductos que contienen biuret (es decir, trímeros) de hexametilen-1 ,6-diisocianato correspondientes a la siguiente fórmula: (por ejemplo, Desmodur N3200 (Miles) o Tolonate HDB (Rhone-Poulenc)); un triisocianato de hexametilen-1 ,6-diisocianato correspondiente a la siguiente fórmula: (por ejemplo, Desmodur N3300 (Miles) o Tolonate HDT (Rhone-Poulenc)); y un aducto de triisocianato de trimetilolpropano y hexametilen-1 ,6-diisocianato correspondiente a la siguiente fórmula: donde en las estructuras anteriores R es (CH2)n, siendo n igual a aproximadamente 6. En la presente invención también se pueden emplear diisocianatos alifáticos que contienen una porción de un anillo cicloalifático o aromático, incluyendo por ejemplo un diisocianato de meta-tetrametilxileno de la siguiente fórmula: un ~4-74'-diisocianato-diciclohexilmetano tal como Desmodur W (Miles), y diisocianato de isoforona. Finalmente, los isocianatos que contienen un grupo aromático también son de utilidad en la presente invención, incluyendo por ejemplo los que contienen o comprenden metilen-bi-difenildiisocianato ("MDI") que presentan la siguiente fórmula: un MDI polimérico (CAS No 9016-87-9), diisocianato de tolueno, aductos de diisocianato de tolueno con trimetilolpropano y polioles terminados con MDI. Cabe destacar que la selección del isocianato, o de una mezcla de isocianatos, que se usará puede determinarse experimentalmente usando medios conocidos en la técnica (véase, por ejemplo, la Patente de E.U.A. No. 5,925,595, cuyo contenido se incorpora por completo en este documento para todo propósito). Se debe considerar además que los isocianatos con un grupo aromático pueden presentar una cierta tendencia a sufrir hidrólisis in situ en un mayor grado que los isocianatos alifáticos. Dado que el grado de hidrólisis disminuye a temperaturas má T&ajás, los reactivos de isocianato se guardan preferentemente a temperaturas no mayores de aproximadamente 50°C y los reactivos de isocianato que contienen un grupo aromático se guardan preferentemente a temperaturas no mayores de aproximadamente 20°C y aproximadamente 25°C, y bajo una atmósfera seca. 4. Composición del material del núcleo En términos generales, los materiales del núcleo que son de utilidad incluyen los que son líquidos de una sola fase a temperaturas menores de aproximadamente 80°C. Preferentemente, el material del núcleo es líquido a temperaturas menores de aproximadamente 65°C. Más preferentemente, el material del núcleo es líquido a temperaturas menores de aproximadamente 50°C. El material del núcleo también puede comprender sólidos en una fase líquida. Ya sean líquidos o sólidos en una fase líquida, el material del núcleo posee preferentemente una viscosidad tal que le permita fluir fácilmente con el fin de facilitar el transporte por bombeo y facilitar la creación de una emulsión de aceite en agua como parte del método de preparación de microcápsulas descrito en la presente invención. Por lo tanto, el material del núcleo tiene preferentemente una viscosidad menor de aproximadamente 1000 centipoise (por ejemplo, menor de aproximadamente 900, 800, 700, 600 o aún 500 centipoise). Preferentemente, el material del núcleo es sustancialmente inmiscible en agua, una propiedad que promueve el encapsulamiento por polimerización interfacíal. En una modalidad preferida, el material del núcleo comprende uno o más pesticidas. Como se indicó previamente, el término "pesticida", tal como se utiliza en la presente invención, incluye por ejemplo sustancias químicas usadas como ingredientes activos de productos destinados al control de plagas y enfermedades de cultivos y jardines, ectoparásitos de animales y otras plagas para la salud pública. El término también incluye reguladores del crecimiento de plantas, repelentes para plagas, sinergistas, protectores de herbicidas (que reducen la fitotoxicidad de los herbicidas para las plantas de cultivo) y conservadores, cuya administración al blanco de interés puede comprender la exposición de tejidos dérmicos y en especial oculares al pesticida. El material del núcleo comprende preferentemente, por ejemplo, una acetanilida, tal como por ejemplo acetoclor, alaclor, butaclor, trialato o una combinación de los mismos. Sin embargo, se debe tener en cuenta que el material del núcleo puede comprender múltiples compuestos para su liberación (por ejemplo, un pesticida y uno o más aditivos compatibles con el mismo que actúan mejorando su bioeficacia). Por ejemplo, una combinación útil de compuestos es un herbicida y su correspondiente protector (por ejemplo, acetoclor y 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina 95%, comercialmente disponible por Monsanto Corp.). Se debe considerar además que el material del núcleo puede comprender opcionalmente un diluyente. Se puede agregar un diluyente para cambiar las características del parámetro de solubilidad del material del núcleo para incrementar o disminuir la velocidad de liberación de los ingredientes activos de la microcápsula, una vez que ha comenzado la liberación. Por ejemplo, el material del núcleo puede comprender entre aproximadamente 0% y aproximadamente 10% en peso de un diluyente, por ejemplo entre 0.1 y aproximadamente 8% en peso, entre aproximadamente 0.5% y aproximadamente 6% en peso o entre aproximadamente 1% y 5% en peso. Sin embargo, en algunas modalidades puede ser conveniente minimizar la cantidad de diluyente presente en el material del núcleo optimizando el recubrimiento de poliurea para obtener la velocidad de liberación del activo deseada. Además se debe considerar que el diluyente se puede seleccionar esencialmente entre cualquiera de los diluyentes conocidos en la técnica, determinándose la compatibilidad del diluyente con el material del núcleo (por ejemplo, los ingredientes activos) y/o la pared de recubrimiento, por ejemplo, experimentalmente usando medios estándar en la técnica (véase, por ejemplo, la Solicitud de Patente de E.U.A. No. 10/728,654 presentada el 5 de diciembre, 2003 y la Patente de E.U.A. No. 5,925,595, cuyos contenidos se incorporan por completo en este documento para todo propósito). Los ejemplos de diluyentes incluyen, entre otros: compuestos de bifenilo sustituido con alquilo (por ejemplo, SureSol 370, comercialmente disponible por Koch Co.); aceite de parafina normal (por ejemplo, Norpar 15, comercialmente disponible por Exxon); aceite mineral (por ejemplo, Orchex 629, comercialmente disponible por Exxon); aceites de isoparafina (por ejemplo, Isopar V," comercialmente disponible por Exxon); líquidos o aceites alifáticos (por ejemplo, Exxsol D110, comercialmente disponible por Exxon); acetatos de alquilo (por ejemplo, Exxate 1000, comercialmente disponible por Exxon); líquidos o aceites aromáticos (A 200, comercialmente disponible por Exxon); esteres de citrato (por ejemplo, Citroflex A4, comercialmente disponible por Morflex); y líquidos o aceites plastificantes usados, por ejemplo, para plásticos (típicamente son esteres de alto punto de fusión). 5. Parámetros físicos de las microcápsulas Las microcápsulas de la presente invención se pueden modelar como esferas para expresar su tamaño con un número. Específicamente, su tamaño se puede medir preferentemente en términos del diámetro de la esfera que ocupa el mismo volumen que la microcápsula a medir. El diámetro característico de una microcápsula se puede determinar directamente, por ejemplo, por inspección de una microfotografía. Preferentemente, la microcápsula de la presente invención puede tener un diámetro que comprende entre aproximadamente 0.1 y aproximadamente 60 mieras. Más preferentemente, la microcápsula puede tener un diámetro que comprende entre aproximadamente 0.5 ó 1 miera y aproximadamente 30 mieras. Aún más preferentemente la microcápsula puede tener un diámetro que comprende entre aproximadamente 1 miera y aproximadamente 6 ó 10 mieras. La distribución de tamaño de una muestra de microcápsulas se puede medir preferentemente usando un analizador de partículas con una técnica de dispersión dé~lüz láser. En general, los analizadores délamaño de partículas están programados para analizar partículas como si fueran esferas perfectas y para informar la distribución del diámetro volumétrico para una muestra sobre una base volumétrica. Un ejemplo de un analizador de partículas adecuado es el analizador de partículas Coulter LS-130. Este dispositivo utiliza luz láser a una longitud de onda de alrededor de 750 mm para tamaños de partícula entre aproximadamente 0.4 mieras y aproximadamente 900 mieras de diámetro por difracción de luz. En algunos casos, el espesor de la pared de recubrimiento de una microcápsula puede constituir un factor importante. Para un sistema de referencia que tiene precursores de recubrimiento que reaccionan a una relación constante para encapsular un material del núcleo que posee componentes que tienen una relación constante, un incremento en el espesor del recubrimiento conduce a una disminución en la velocidad de liberación una vez iniciada y a la inversa, una disminución en el espesor del recubrimiento conduce a un incremento en la velocidad de liberación. Sin embargo, se prefiere típicamente ajustar las velocidades de liberación variando la relación de la mezcla de aminas o de la mezcla de isocianatos para variar el espesor de la pared de recubrimiento porque existen límites prácticos en la elaboración de recubrimientos delgados o gruesos. Las paredes de recubrimiento que son demasiado delgadas pueden ser de una integridad insuficiente como para resistir las fuerzas mecánicas y permanecer intactas. Las paredes de recubrimiento que no tienen integridad mecánica están sujetas a defectos y destrucción, causando la liberación del material del núcleo por un mecanismo de flujo en lugar del mecanismo de difusión deseado (ambos mecanismos fueron descritos precedentemente con mayor detalle en otra parte en la presente invención). Las paredes de recubrimiento que son demasiado gruesas son poco económicas, porque contienen más material de pared de recubrimiento que la requerida para contener el material del núcleo. Aún más, las microcápsulas que tienen paredes de recubrimiento de mayor espesor pueden adoptar las características de liberación desfavorables de las microesferas, en las cuales el material del núcleo se dispersa en toda la matriz polimérica de la misma. El espesor de la pared de recubrimiento de una microcápsula de la presente invención se puede expresar como un porcentaje que representa la relación ponderal entre el peso del recubrimiento y el peso del material del núcleo. Por consiguiente, la relación ponderal de recubrimiento a núcleo es preferentemente menor de aproximadamente 50% (por ejemplo, entre aproximadamente 1% o 5% y aproximadamente 50%). Más preferentemente la relación ponderal es menor de aproximadamente 35% (por ejemplo, entre aproximadamente 5% y 35%. Aún más preferentemente, la relación ponderal es menor de aproximadamente 15% (por ejemplo, entre aproximadamente 5% y 15%). Como alternativa, el espesor promedio de la pared de recubrimiento se puede caracterizar en términos lineales convencionales, que se calculan de forma aproximada a partir de la relación ponderal mencionada de acuerdo con la siguiente expresión: Espesor equivalente ¿1( AG+~IT1 3~1]*(OT5 D); " donde W es la relación ponderal mencionada entre el peso del recubrimiento y del material del núcleo y D es el diámetro característico de la microcápsula. Entonces, en general, para microcápsulas que tienen una relación ponderal de pared a núcleo entre aproximadamente 5% y aproximadamente 15%, el espesor equivalente del recubrimiento comprende entre aproximadamente 1.5% y aproximadamente 5% del diámetro de la microcápsula. Preferentemente, el espesor equivalente de la pared de recubrimiento de una microcápsula que tiene un diámetro entre aproximadamente 0.1 y aproximadamente 60 mieras, entre aproximadamente 0.001 y 4 mieras, más preferentemente entre aproximadamente 0.005 mieras y aproximadamente 2 mieras y aún más preferentemente entre aproximadamente 0.01 mieras y aproximadamente 1.4 mieras. Asimismo, para diámetros de microcápsulas entre aproximadamente 1 miera y 30 mieras, el espesor equivalente de la pared de recubrimiento comprende preferentemente entre aproximadamente 0.01 y 2 mieras de espesor, más preferentemente entre aproximadamente 0.05 mieras y aproximadamente 1.5 mieras y aún más preferentemente entre aproximadamente 0.1 mieras y aproximadamente 0.8 mieras. Para diámetros de microcápsulas entre aproximadamente 1 miera y 6 mieras, el espesor equivalente de la pared de recubrimiento comprende preferentemente entre aproximadamente 0.01 y 0.4 mieras de espesor, más preferentemente entre aproximadamente 0.05 mieras y aproximadamente 0.3 mieras, y úñ rñasT pref rentemente entre aproximadamente 0.1 mieras y aproximadamente 0.15 mieras. 6. Dispersiones líquidas de microcápsulas: parámetros y composiciones Las microcápsulas de la presente invención comprenden una sustancia química sustancialmente inmiscible en agua, de uso en la agricultura, que contiene al material del núcleo encapsulada por una pared de recubrimiento de liberación activable, que preferentemente es sustancialmente no porosa (o sustancialmente impermeable, como se describió precedentemente en la presente invención), y permeable a la sustancia agroquímica contenida en la misma esencialmente tan solo por escisión del agente bloqueador o, como alternativa, es más permeable después de la escisión del agente bloqueador. Como se describe en la presente invención, la pared de recubrimiento comprende preferentemente una poliurea producto de la polimerización de uno o más isocianatos y una o más aminas (por ejemplo, una amina principal y opcionalmente una amina auxiliar). Sin embargo, una modalidad adicional de la presente invención comprende una dispersión líquida de las microcápsulas de la presente invención. El medio líquido en el cual se dispersan las microcápsulas es preferentemente acuoso (por ejemplo, agua). La dispersión se puede formular opcionalmente, y/o preferentemente, con los aditivos que se describen en otra parte en la presente invención (por ejemplo, un agente estabilizante, anticongelante, antiaglutinante, etc.). Puede ser preferibleTque la^islrib JciófTclé7 los tamaños dé las microcápsulas en la dispersión se encuentre dentro de determinados límites. Cuando la distribución se mide con un analizador de tamaño de partícula por dispersión de luz láser, los datos de diámetro se informan preferentemente como una distribución de volumen. Por lo tanto, la mediana informada para una población de microcápsulas estará ponderada en volumen, donde aproximadamente la mitad de las microcápsulas, basado en el volumen, tienen diámetros menores que la mediana del diámetro para la población. Por ejemplo, la mediana informada del diámetro de las microcápsulas en una dispersión acuosa para agricultura de la presente invención preferentemente puede ser menor de aproximadamente 15 mieras donde al menos aproximadamente un 90%, sobre la base del volumen, de las microcápsulas tienen un diámetro menor de aproximadamente 60 mieras. Más preferentemente la mediana del diámetro de las microcápsulas puede comprender entre aproximadamente 2 mieras y aproximadamente 8 mieras con al menos aproximadamente un 90%, sobre la base del volumen, de las microcápsulas tienen un diámetro menor de aproximadamente 30 mieras. Aún más preferentemente, la mediana del diámetro puede comprender entre aproximadamente 2 mieras y aproximadamente 5 mieras. La dispersión acuosa de microcápsulas de la presente invención se puede formular preferentemente para optimizar aún más su estabilidad en estante y uso seguro. Los dispersantes y espesantes son de utilidad para inhibir la aglomeración y el asentamiento de las microcápsulas. Esta función es facilitad - por la estructura química de estos aditivos, así como por compensación de las densidades de las fases acuosa y de la microcápsula. Los agentes antiaglutinantes son de utilidad cuando las microcápsulas deben ser redispersadas. Se puede usar una solución amortiguadora del pH para mantener el pH de la dispersión en un intervalo que sea seguro para el contacto con la piel y, dependiendo de los aditivos seleccionados, en un intervalo más estrecho de pH que el requerido para la estabilidad de la dispersión. En este sentido cabe destacar que, en aquellos casos donde el grupo bloqueador o agente de amina es sensible al pH (es decir, se pueden separar con un cambio suficiente del pH), también se puede usar una solución amortiguadora del pH para asegurar que no tenga lugar una escisión prematura del grupo bloqueador. Además, resulta evidente que se debe tener en cuenta la estabilidad del grupo bloqueador cuando se usará un aditivo dado en la dispersión de microcápsulas, nuevamente con el fin de evitar una escisión prematura del grupo bloqueador.

Los dispersantes de bajo peso molecular pueden solubilizar la pared de recubrimiento de las microcápsulas, en particular en las etapas tempranas de su formación, causando problemas de gelificación. Por lo tanto, en algunas modalidades los dispersantes preferidos pueden tener pesos moleculares de al menos aproximadamente 1.5 kg/mol, más preferentemente de al menos aproximadamente 3 kg/mol y aún más preferentemente puede variar en un intervalo que comprende entre aproximadamente 5 kg/mol y aproximadamente 50 kg/mol. Los dispersantes también pueden ser no iónicos o aniónicos. Un ejemplo de un dispersante polimérico aniónico de alto peso molecular, es la sal de sodio del sulfonato de naftaleno polimérica, tal como Irgasol DA (Ciba Specialty Chemicals). Otros dispersantes útiles son gelatina, caseína, alcohol polivinílico, polímeros de polivinilpirrolidona alquilado, copolímeros de anhídrido maleico-metilviniléter, copolímeros de estireno-anhídrido maleico, copolímeros ácido maleico-butadieno y diisobutileno, lignosulfonatos de sodio y calcio, condensados de naftaleno-formaldehído sulfonatado, almidones modificados y compuestos celulósicos modificados como hidroxietil o hidroxipropilcelulosa y carboxímetilcelulosa de sodio. Los espesantes son de utilidad para retardar el proceso de asentamiento porque incrementan la viscosidad de la fase acuosa. Se prefieren los espesantes pseudoplásticos, porque reducen la viscosidad de la dispersión durante el bombeo, lo cual facilita una aplicación económica y una cobertura homogénea de la dispersión en un campo agronómico usando los equipos comúnmente empleados para tal fin. La viscosidad de la dispersión de microcápsulas varía preferentemente en un intervalo entre aproximadamente 100 cps y aproximadamente 400 cps, determinada con un viscosímetro Haake Rotovisco y medida a aproximadamente 10 °C con un vastago que rota aproximadamente a 45 rpm. Más preferentemente, la viscosidad puede variar en un intervalo entre aproximadamente 100 cps y aproximadamente 300 cps. Unos pocos ejemplos de espesantes pseudoplásticos de utilidad incluyen gomas basadas en guar o xantán solubles en agua, (por ejemplo Kelzan de CPKelco), éteres de celulosa (por ejemplo ETHOCEL de Dow), celulósicos y polímeros modificados (por ejemplo los espesantes Aqualon de Hercules) y agentes antiaglutinantes de celulosa microcristalina. El ajuste de la densidad de la fase acuosa para acercar el peso promedio por volumen de las microcápsulas también retarda el proceso de asentamiento. Además de su propósito primario, muchos aditivos pueden incrementar la densidad de la fase acuosa. Se puede lograr un incremento adicional con la adición de cloruro de sodio, glicol, urea u otras sales. La relación de masa a volumen de las microcápsulas de las dimensiones preferidas se puede aproximar por la densidad del material del núcleo, donde dicha densidad del material del núcleo comprende entre aproximadamente 1.1 y aproximadamente 1.5 g/cm3. Preferentemente, la densidad de la fase acuosa se formula para hallarse entre aproximadamente 0.2 g/cm3 de la relación de peso promedio de masa a volumen de las microcápsulas. Más preferentemente, la densidad de la fase acuosa varía en un intervalo entre aproximadamente 0.2 g/cm3 menos que la relación ponderal promedio de masa a volumen de las microcápsulas y aproximadamente igual a la relación de peso promedio de masa a volumen de las microcápsulas. Los agentes antiaglutinantes facilitan la redispersión de las microcápsulas con la agitación de la formulación en la cual se han asentado las microcápsulas. Un material de celulosa microcristalina tal como Lattice de FMC es eficaz como agente antiaglutinante. Otros agentes antiaglutinantes adecuados son, por ejemplo, arcilla, dióxido de siliconas, partículas insolubles de almidón y óxidos de metales insolubles (por ejemplo, óxido de aluminio u óxido de hierro). Preferentemente, se evitan los agentes antiaglutinantes que cambian el pH de la dispersión, por lo menos en algunas modalidades. Las dispersiones de la presente invención se redispersan preferentemente con facilidad, con el fin de evitar los problemas asociados con la aplicación (por ejemplo, atascamiento del tanque de rociado). La capacidad de dispersión se puede medir con el tubo de ensayo Nessier, donde dichos tubos Nessier se llenan con 95 ml de agua, luego se agregan 5 ml de la formulación de prueba con una jeringa. El tubo se tapa y se invierte diez veces para mezclar el contenido. Luego se coloca en una gradilla, verticalmente, durante 18 horas a 20°C. Los tubos se retiran y se invierten rápidamente cada cinco segundos hasta que el fondo del tubo está libre de material. Se registra la cantidad de inversiones necesarias para volver a mezclar el material asentado de la formulación. Preferentemente, las dispersiones de la presente invención se redispersan con menos que aproximadamente 100 inversiones medidas con el tubo de ensayo Nessier. Más preferentemente, se requieren menos de aproximadamente 20 inversiones para la redispersión. El pH de la dispersión formulada varía preferentemente en un intervalo entre aproximadamente 4 y aproximadamente 9, para minimizar la irritación ocular en aquellas personas que toman contacto con la formulación durante el transcurso del manejo o la aplicación a los cultivos. Sin embargo, si los componentéeTdé la dispersión fórmúlácla son sensibles al pH, tal como por ejemplo al agente bloqueador, se pueden usar soluciones amortiguadoras tal como fosfato disódico para mantener el pH en el intervalo en que los componentes son más eficaces. Además, una solución amortiguadora del pH tal como ácido cítrico monohidrato puede ser de particular utilidad en algunos sistemas durante la preparación de las microcápsulas, para maximizar la eficacia de un coloide protector tal como Sokalan CP9. Otros aditivos útiles incluyen, por ejemplo, biocidas o conservadores (por ejemplo, Proxel, comercialmente disponible por Avecia), agentes anticongelantes (tal como glicerol, sorbitol o urea) y agentes antiespumantes (tal como Antifoam SE23 de Wacker Silicones Corp.). 7. Métodos de preparación de microcápsulas y dispersiones de las mismas La presente invención está dirigida además a un método de encapsulado que produce microcápsulas mecánicamente fuertes que son de liberación activable del material del núcleo contenido en las mismas. La liberación del material del núcleo está controlada por la pared de recubrimiento de la microcápsula, sin la presencia de microporosidades o sin la necesidad de una liberación mecánica. Tal como se indica en otra parte en la presente invención, esto se logra manipulando la composición molecular de la pared de recubrimiento por introducción de, por ejemplo, grupos bloqueadores de amina en el esqueleto polimérico (por ejemplo, usando como precursor a una poliamina que contiene un grupo bloqueador o protector dirigido a aminas en uno o más de los grupos amino que no son necesarias o que no se usan en la reacción de polimerización interfacial empleada para preparar la pared de recubrimiento). Específicamente, se ha encontrado que, por ejemplo, se puede polimerizar interfacialmente un ¡socianato bi o trifuncional, o mezclas de isocianatos, con 1 o más aminas polifuncionales que contiene sobre las mismas al menos un grupo bloqueador para producir una pared de recubrimiento de poliurea con una permeabilidad que aumenta (por ejemplo, comienza) cuando es activada por escisión del grupo bloqueador de la amina en algún momento después que se ha preparado la microcápsula. En términos generales, la dispersión acuosa de las microcápsulas de la presente invención se puede producir mediante una reacción de polimerización interfacial, ya sea de forma continua o por lotes, usando medios que son conocidos en general en la técnica. Sin embargo, preferentemente la o las aminas son polimerizadas con un poliisocianato en la interfase de una emulsión de aceite-en-agua. La fase oleosa discontinua comprende preferentemente uno o más poliisocianatos y la fase acuosa continua comprende una o más aminas (por ejemplo, una amina principal y opcionalmente una amina auxiliar). La fase oleosa comprende además al material del núcleo que preferiblemente comprende un pesticída como ingrediente activo. Opcionalmente, cuando se usa más de 1 amina (por ejemplo, una amina principal y una amina auxiliar), estas aminas se pueden hacer reaccionar en una relación tal que las microcápsulas tienen una permeabilidad predeterminada con respecto al material del núcleo, ya sea antes de la activación o con la activación. En este sentido cabe destacar que, preferentemente, la amina no es un producto de hidrólisis del ¡socianato. Antes bien, se prefiere seleccionar los reactivos entre, por ejemplo, las aminas y los isocianatos descritos en otra parte en la presente invención. La emulsión de aceite-en-agua se forma preferentemente por adición de la fase oleosa a la fase acuosa continua a la cual se ha agregado previamente un agente emulsionante (por ejemplo, se ha disuelto previamente en la misma). El agente emulsionante se selecciona de tal manera que permita obtener el tamaño de gota de aceite deseado en la emulsión. El tamaño de las gotas de aceite en la emulsión determina el tamaño de las microcápsulas formadas en el proceso, como se describe en otra parte en la presente invención. El agente emulsionante es preferentemente un coloide protector. Se prefieren los dispersantes poliméricos como protectores de coloides. Los dispersantes poliméricos proveen estabilidad estérica a la emulsión por adsorción a la superficie de la gota de aceite y por formación de una capa de gran viscosidad que impide que las gotas se combinen entre sí. Los dispersantes poliméricos pueden ser agentes tensioactivos y se prefieren ante los agentes tensioactivos que no son polimérico, porque los compuestos poliméricos forman una película interfacial más fuerte alrededor de las gotas de aceite. Si el coloide protector es iónico, la capa formada alrededor de cada gota de aceite también servirá para impedir electrostáticamente que las gotas se combinen entre sí. El compuesto Sokalan (BASF), un copolímero de ácido maleico-olefina, es un coloide protector preferido, al igual que Irgasol DA (Ciba) y Lomar D (Cognis). Otros coloides protectores que son de utilidad en esta invención comprenden gelatina, caseína, alcohol polivinílico, polímeros de polivinilpirrolidona alquilados, copolímeros de anhídrido maleico-metilviniléter, copolímeros de estireno-anhídrido maleico, ácido maleico-butadieno y copolímeros de diisobutileno, lignosulfonatos de sodio y calcio, condensados de naftaleno-formaldehído sulfonatado, almidones modificados y celulósicos modificados como hidroxietil o hidroxipropilcelulosa y carboximetilcelulosa. Por las mismas razones que se prefieren los dispersantes de alto peso molecular, también se prefieren los protectores de coloides de alto peso molecular (es decir, de al menos aproximadamente 5, aproximadamente 10 o aún aproximadamente 15 kg/mol). El pH puede ser ajustado durante la preparación de las microcápsulas, tal como con ácido cítrico monohidrato, para contar con el coloide (por ejemplo, Sokalan) en el intervalo de pH donde sea posible preparar las microcápsulas más pequeñas para una cantidad dada de energía mecánica introducida por agitación. Por ejemplo, el pH de la emulsión se puede controlar preferentemente para que comprenda un valor entre aproximadamente 7.0 y aproximadamente 8.0 o entre aproximadamente 7.5 y aproximadamente 8.0. Independientemente del efecto del pH sobre la eficacia del coloide protector, el pH de la mezcla durante la emulsión es preferentemente alcalino o neutro (es decir, controlado a un pH mayor de aproximadamente 6). El paso de emulsión, así como el control asociado del pH, se efectúa preferentemente antes de la adición de la o las aminas. En vista de todo lo anterior, cabe destacar que, cuando las aminas bloqueadas son sometidas a la reacción de formación de microcápsulas, la selección de agentes bloqueadores es tal que la amina bloqueada resultante sea suficientemente estable, de modo tal que el grupo bloqueador no es eliminado durante la formación de la microcápsula; es decir, el grupo bloqueador se selecciona preferentemente tal que pueda resistir, y por lo tanto no se escindirá con la exposición, a la solución alcalina utilizada para preparar las microcápsulas de la presente invención, durante el transcurso de la reacción para formar o preparar las microcápsulas (por ejemplo, al menos aproximadamente 1 hora, aproximadamente 2 horas, aproximadamente 3 horas o más). Para preparar microcápsulas de un diámetro preferido, se debe tener en cuenta la selección del coloide protector y las condiciones del paso de emulsión. Por ejemplo, la calidad de la emulsión, y por ende el tamaño de las microcápsulas producidas, depende hasta un cierto grado de la operación de agitación usada para transmitir energía mecánica a la emulsión. Preferentemente, la emulsión se efectúa con un dispersor o desintegrador de alto corte. En general, las microcápsulas producidas mediante este proceso tienen un tamaño aproximado por el tamaño de las gotas de aceite a partir de las cuales se formaron. Aunque puede ser ventajoso el uso de partículas mucho más pequeñas que un miera, la economía de dicho proceso puede impedir la formación de una emulsión en la cual la mayoría de las partículas tienen un diámetro mucho menor que un miera. Por ello, la emulsión se mezcla típicamente para crear gotas de aceite con una mediana de diámetro preferentemente menor de aproximadamente 5 mieras pero típicamente mayor de aproximadamente 2 mieras. El tiempo que la emulsión permanece en la zona de mezclado de alto corte está limitado preferentemente al tiempo requerido para crear una emulsión que tenga un tamaño de partícula suficientemente pequeño. Cuanto más tiempo la emulsión permanece en la zona de mezclado de alto corte, mayor será el grado con que se hidrolizará el poliisocianato y reaccionará in situ. Una consecuencia de la reacción in situ es la formación prematura de las paredes de recubrimiento. Las paredes de recubrimiento formadas en la zona de alto corte pueden ser destruidas por el equipo de agitación, dando como resultado el desperdicio de materias primas y una concentración inaceptablemente alta de material del núcleo no encapsulado en la fase acuosa. Típicamente, es suficiente el mezclado de las fases con un mezclador Waring durante aproximadamente 45 segundos, o con un dispersor con rotor/estator en línea con un tiempo de permanencia en la zona de corte mucho menor que un segundo. Después del mezclado, la emulsión se agita preferentemente lo suficiente como para mantener un vórtex. El momento en que los reactivos de amina, incluyendo por ejemplo aquellas aminas que poseen y que no poseen grupos amina bloqueadores unidos a las mismas, se agregan a la fase acuosa es un proceso variable que puede afectar, por ejemplo, la distribución de tamaño de las microcápsulas resultantes y el grado con que tiene lugar una hidrólisis in situ. El contacto de la fase oleosa con una fase acuosa que contiene aminas antes de la emulsión inicia una cierta polimerización en la interfase de aceite/agua. Si la mezcla no fue emulsionada creando gotas con la distribución de tamaño preferida, se producen una cantidad de efectos desfavorables, incluyendo a modo de ejemplo: la reacción de polimerización crea polímeros en exceso que no son incorporados en las paredes de recubrimiento; se forman microcápsulas sobredimensionadas; o el proceso de emulsión posterior corta las microcápsulas que se formaron. Cuando la amina auxiliar opcional seleccionada es un aducto de una epoxi-amina que se formó por la reacción de la amina principal y un reactivo de epoxi, dicho reactivo de epoxi puede ser incorporado en la fase oleosa antes de la emulsión. En algunos casos, los efectos negativos de la adición prematura de aminas pueden evitarse con la adición de una forma no reactiva de la amina a la fase acuosa y la conversión de la amina en su forma reactiva después de la emulsión. Por ejemplo, se pueden agregar los reactivos de amina en la forma de sus sales antes de la emulsión y después convertirlos en la forma reactiva elevando el pH de la emulsión una vez preparada. Este tipo de proceso se describe en la Patente de E.U.A. No. 4,356,108, cuyo contenido se incorpora por completo en este documento a modo de referencia. Sin embargo, cabe destacar que el incremento en el pH necesario para activar las sales de amina no puede exceder la tolerancia del coloide protector a variaciones de pH, porque de lo contrario se puede comprometer la estabilidad de la emulsión. Además, si se ha bloqueado uno o más de los grupos amina de la amina polifuncional antes del uso, también se debe tener en cuenta la sensibilidad al de las mismas, con el fin de evitar una separación o escisión prematura del agente bloqueador (o una cantidad inaceptable de los mismos). Por consiguiente, puede ser preferible agregar los reactivos de amina después de preparar la emulsión. Más preferentemente, los reactivos de amina se agregan tan pronto como sea práctico después de preparar la emulsión. De otro modo, la reacción de hidrólisis desfavorable in situ puede ser facilitada por el tiempo que la emulsión esté desprovista de reactivos de amina, porque la reacción de isocianato con agua avanza sin restricciones por ninguna reacción de polimerización con aminas. Por ello, la adición de aminas preferentemente se inicia y completa tan pronto como resulte práctico después de la preparación de la emulsión.

Sin embargo, puede haber situaciones en las cuales sea deseable incrementar deliberadamente el período sobre el cual se agregan los reactivos de amina. Por ejemplo, la estabilidad de la emulsión puede ser sensible a la velocidad a la cual se agregan los reactivos de amina. Los coloides alcalinos, como Sokalan, permiten en general una adición rápida de aminas. Sin embargo, la adición rápida de aminas a una emulsión formada con coloides no iónicos o PVA causan gelificación de la mezcla de reacción en lugar de crear una dispersión. Aún más, si se usan isocianatos de "reacción relativamente rápida" (por ejemplo, isocianatos que contienen un grupo aromático), también se puede producir gelificación si las aminas se agregan demasiado rápido. Bajo las circunstancias anteriores, típicamente es suficiente extender la adición de las aminas sobre un período que comprende entre aproximadamente 3 y aproximadamente 15 minutos o entre aproximadamente 5 y aproximadamente 10 minutos. La adición se inicia más preferentemente tan pronto como sea práctico después de haber preparado la emulsión. La viscosidad de la fase externa es primariamente una función del coloide protector que se utilice. La viscosidad de la fase externa es preferentemente menor de aproximadamente 50 cps, más preferentemente menor de aproximadamente 25 cps y aún más preferentemente menor de aproximadamente 10 cps. La viscosidad de la fase externa se mide con un viscosímetro Brookfield con un tamaño de vastago de 1 ó 2 y a una velocidad entre aproximadamente 20 y aproximadamente 60 rpm. Después de la reacción y sin una formulación adicional, la dispersión de microcápsulas preparada mediante este proceso preferentemente tiene una viscosidad menor de aproximadamente 400 cps (por ejemplo, menor de aproximadamente 350 cps, aproximadamente 300 cps, aproximadamente 250 cps o aún aproximadamente 200 cps). Más preferentemente la viscosidad de la dispersión comprende entre aproximadamente 100 y aproximadamente 200 cps o aproximadamente 125 y aproximadamente 175 cps. La viscosidad de las dispersiones de microcápsulas se mide de acuerdo con los métodos descritos en otra parte en la presente invención. La fase oleosa discontinua es preferentemente un líquido o un sólido de bajo punto de fusión. Preferentemente la fase oleosa es líquida a temperaturas menores de aproximadamente 80°C. Más preferentemente la fase oleosa es líquida a temperaturas menores aproximadamente de 65°C. Aún más preferentemente, la fase oleosa es líquida a temperaturas menores de aproximadamente 50°C. Se prefiere que la fase oleosa se encuentre en estado líquido cuando se mezcla con la fase acuosa. Preferentemente, el pesticida u otro ingrediente activo se funde o disuelve o prepara de otra manera como una solución líquida antes de la adición del reactivo de isocianato. Para tal fin, la fase oleosa puede requerir calentamiento durante su preparación. La fase oleosa discontinua también puede ser una fase líquida que contiene sólidos. Ya sea un líquido, un sólido de bajo punto de fusión o sólidos en un líquido, la fase oleosa discontinua preferentemente tiene una viscosidad tal que fluya fácilmente con el fin de facilitar el transporte por bombeo y para facilitar la creación de la emulsión de aceite-en-agua, por lo cual la fase oleosa discontinua preferentemente tiene una viscosidad menor de aproximadamente 1000 centipoise (por ejemplo, menor de aproximadamente 900 centipoise, aproximadamente 800 centipoise, aproximadamente 700 centipoise, aproximadamente 600 centipoise o aún aproximadamente 500 centipoise). Además, se prefiere que el material del núcleo sea sustancialmente inmiscible en agua, una propiedad que promueve el encapsulamiento por polimerización interfacial. Para minimizar la hidrólisis del isocianato y la formación in situ de la pared de recubrimiento, se prefiere emplear un paso de enfriamiento después de calentar la fase oleosa cuando dicha fase oleosa comprende un ¡socianato que contiene un grupo aromático, porque los isocianatos que contienen un grupo aromático sufren una reacción de hidrólisis dependiente de la temperatura a una mayor velocidad que los isocianatos no aromáticos. Se ha descubierto que la reacción de hidrólisis tiene un efecto negativo sobre la preparación de las microcápsulas de la presente invención. Entre otros problemas, los isocianatos se hidrolizan formando que compiten in situ por las aminas seleccionadas en la reacción de polimerización, y el dióxido de carbono generado por la reacción de hidrólisis puede introducir porosidad en las microcápsulas preparadas. Por ello, se prefiere minimizar la hidrólisis de los reactivos de ¡socianato en cada paso del proceso de la presente invención.

Dado que la velocidad de la reacción de hidrólisis depende directamente de la temperatura, se prefiere particularmente enfriar la fase interna a menos de aproximadamente 50°C después de mezclar el isocianato y el material del núcleo. También se prefiere enfriar la fase interna a menos de aproximadamente 25°C si se usan isocianatos que comprenden an grupo aromático. La hidrólisis también se puede minimizar evitando el uso de composiciones en fase oleosa en las cuales el agua sea altamente soluble. Preferentemente, agua es menos que aproximadamente un 5% en peso soluble en la fase oleosa a la temperatura de la emulsión durante el paso de reacción. Más preferentemente, el agua es menos que aproximadamente un 1% soluble en la fase oleosa. Aún más preferentemente, el agua es menos de aproximadamente un 0.1% soluble en la fase oleosa. Se prefiere que la fase oleosa sea de baja miscibilidad en agua. La baja miscibilidad en agua también promueve la formación de una emulsión útil. El o los isocianatos, la o las aminas principales y opcionalmente la o las aminas auxiliares, pueden ser seleccionados para producir microcápsulas que, antes de la eliminación del grupo bloqueador (o, más generalmente, antes de romper el enlace con el grupo bloqueador) sean sustancialmente impermeables o semipermeables para el material del núcleo. Además, estos reactivos, así como los agentes bloqueadores, pueden ser seleccionados para alcanzar una velocidad de liberación deseada, o un incremento en la velocidad de liberación, dentro del intervalo buscado, con la escisión del grupo bloqueador. Si se conoce la velocidad de liberación característica de ias microcápsulas creadas con una amina principal y sin una amina auxiliar, el especialista en la técnica puede seleccionar fácilmente una amina auxiliar para incrementar o disminuir la velocidad de liberación proporcionalmente a la cantidad de la amina auxiliar usada, con el fin de alcanzar la velocidad de liberación deseada. Se prefiere que las aminas seleccionadas como principales y opcionalmente auxiliares, sean aminas suficientemente móviles a través de una interfase de emulsión de aceite-agua. Por lo tanto, se prefiere que las aminas seleccionadas para la reacción formadora de pared tengan un coeficiente de partición de n-octanol/agua donde el log en basel 0 de dicho coeficiente de partición comprenda entre aproximadamente -4 y aproximadamente 1. También se prefiere que la reacción tenga lugar del lado del aceite de dicha interfase de aceite-agua, pero se cree que a menores valores de coeficientes de partición de aproximadamente -4 las aminas tal vez no sean suficientemente solubles en la fase oleosa para participar en la reacción formadora de paredes. Por ello, la reacción puede avanzar demasiado lentamente como para resultar económica o puede predominar la reacción desfavorable in situ. Aún más, a valores de coeficientes de partición superiores a aproximadamente 1 , las aminas tal vez no sean suficientemente solubles en la fase de agua como para permitir una distribución homogénea a través de la fase acuosa con el fin de facilitar una velocidad de reacción consistente con todas las partículas de aceite. Por ello, más preferentemente el log en base 10 del coeficiente de partición comprende entre aproximadamente -3 y aproximadamente 0.25, o entre aproximadamente -2 y aproximadamente 0.1. La reacción entre la amina y el isocianato tiene lugar preferentemente con un exceso de aminas, o más específicamente grupos o funcionalidades amina no bloqueados, para minimizar la reacción secundaria desfavorable in situ que comprende la hidrólisis del isocianato reactivo y para maximizar la conversión de la reacción del isocianato. Preferentemente la cantidad total de grupos amina no bloqueados que se agrega a la emulsión es tal que la relación de la cantidad de equivalentes de amina no bloqueada agregada a la cantidad de equivalentes de amina no bloqueada necesaria para completar la reacción comprende entre aproximadamente 1.05 y aproximadamente 1.3. Para reducir aún más la cantidad de hidrólisis de isocianato y la reacción in situ, la reacción tiene lugar preferentemente a una temperatura tan baja como lo permita la economía basado en la velocidad de reacción. Por ejemplo, el paso de reacción se puede efectuar preferentemente a una temperatura entre aproximadamente 40°C y aproximadamente 65°C. Más preferentemente, el paso de la reacción se puede efectuar a una temperatura entre aproximadamente 40°C y aproximadamente 50°C. El paso de reacción se efectúa preferentemente para convertir al menos aproximadamente un 90% del isocianato. Sin embargo, el paso de reacción se efectúa más preferentemente para convertir al menos aproximadamente un 95% del isocianato. En este sentido cabe destacar que se puede efectuar un seguimiento de la conversión de ¡socianato por monitoreo de la mezcla de reacción alrededor de un pico de absorción infrarrojo para isocianato a 2270 cm"1, hasta que este pico esencialmente ya no sea detectable. La reacción puede alcanzar un 90% de conversión del isocianato a un tiempo de reacción que se encuentra dentro del intervalo de, por ejemplo, aproximadamente media hora y aproximadamente 3 horas o entre aproximadamente 1 y aproximadamente 2 horas, en especial cuando el material del núcleo comprende una acetanilida. 8. Control del crecimiento vegetal con dispersiones de microcápsulas A. Aplicación Las dispersiones descritas en la presente invención son de utilidad como pesticidas de liberación controlada o concentrados de los mismos. Por ello, la presente invención también está dirigida a un método de aplicación de la dispersión de pesticidas microencapsuladas para controlar el crecimiento de las plantas. En una modalidad preferida, la dispersión se puede aplicar a un campo de cultivo en una cantidad eficaz para controlar las variedades de plantas y plagas para las cuales se seleccionó el pesticida. Un "campo de cultivo" comprende cualquier área donde fuera deseable aplicar pesticidas para el control de malezas, plagas y semejantes, e incluye, a modo de ejemplo, campos de cultivo, invernaderos, lotes para pruebas experimentales y céspedes. La dispersión de microcápsulas se puede aplicar a las plantas, por ejemplo a los cultivos en un campo, de acuerdo con las prácticas conocidas por los especialistas en la técnica. Las microcápsulas se aplican preferentemente como un sistema de administración de liberación controlada de una sustancia agroquímica o una mezcla de sustancias agroquímicas contenidas en las mismas. Dado que las características promedio de liberación de una población de microcápsulas de la presente invención son ajustables, de modo tal que es posible controlar el momento del inicio de la liberación (o incremento de la liberación), se puede lograr una bioeficacia mejorada para un herbicida dado. Cuando se mezcla para el uso final en un campo de cultivo, la dispersión de pesticida que contiene microcápsulas puede comprender antes de su dilución por el usuario final, por ejemplo, menos de aproximadamente un 62.5 por ciento en peso de microcápsulas o, como alternativa, menos de aproximadamente un 55 por ciento en peso de pesticida u otro ingrediente activo. Si la dispersión está demasiado concentrada con respecto a las microcápsulas, la viscosidad de la dispersión sería demasiado alta para poder ser bombeada y también sería demasiado alta para efectuar fácilmente una redispersión si se ha asentado durante el almacenamiento. Por estas razones es que la dispersión posee preferentemente una viscosidad menor de aproximadamente 400 centipoise, como se describió precedentemente. La dispersión puede diluirse tanto con respecto al porcentaje en peso de microcápsulas como lo prefiera el usuario, limitado principalmente por la economía de almacenar y transportar agua adicional para la dilución y por los posibles ajustes del envase del aditivo para mantener una dispersión estable. Por estas razones, la dispersión comprende típicamente al menos aproximadamente un 40 por ciento en peso de activos (45 por ciento en peso de microcápsulas). Estas concentraciones constituyen composiciones útiles para el almacenamiento y transporte de las dispersiones. Sin embargo, si la economía del almacenamiento y transporte no resulta crítica, las dispersiones pueden contener concentraciones menores de microcápsulas. Por ejemplo, normalmente dichas dispersiones de aplicación tienen una viscosidad de al menos aproximadamente 5 centipoise después de la por el usuario final. La viscosidad se puede medir con un viscosímetro Brookfield con un tamaño de vastago de 1 ó 2 y entre aproximadamente 20 y aproximadamente 60 rpm de velocidad. Las dispersiones que comprenden al menos aproximadamente un 5% en peso de microcápsulas exceden típicamente esta viscosidad mínima preferida. La dispersión puede ser el único material aplicado o se puede mezclar con otras sustancias agroquímicas (por ejemplo, pesticidas) o aditivos para una aplicación simultánea. Los ejemplos de sustancias agroquímicas que se pueden mezclar incluyen fertilizantes, protectores de herbicidas, pesticidas complementarias y aún la forma libre del pesticida encapsulado. En una modalidad preferida, las microcápsulas de la invención se usan en la preparación de una mezcla para tanque que comprende glifosato o una sal del mismo (por ejemplo, la sal potasio o monoetanolamonio). En dicha mezcla para tanque, las microcápsulas de aminas bloqueadas serán activadas esencialmente cuando se combinan con la formulación que contiene glifosato (por ejemplo, el herbicida Roundup, comercialmente disponible por Monsanto Co.), porque la formulación que contiene glifosato es típicamente acida (por ejemplo, de un pH de aproximadamente 4.5). Con dicha mezcla para tanque, las microcápsulas podrían contener una acetanilida, por ejemplo, que es un herbicida selectivo, con el fin de proveer ventajosamente un control de malezas residual, a largo plazo, mientras que el glifosato, un herbicida no selectivo, proporcionará un control inmediato de quemado de las malezas. Para una aplicación independiente de las microcápsulas de la presente invención, la dispersión se diluye preferentemente con agua antes de su aplicación a un campo de cultivo. Preferentemente, no se requieren aditivos adicionales para acondicionar la dispersión para su aplicación como resultado de la dilución. La concentración óptima de la dispersión diluida depende en parte del método y del equipo que se usa para aplicar el pesticida. En el caso de equipos que efectúan una aplicación de rociado, la dispersión se diluye preferentemente con agua para lograr una viscosidad de la dispersión de aproximadamente 5 centipoise. Típicamente, se puede diluir una dispersión concentrada de aproximadamente 45 por ciento en peso de microcápsulas hasta la viscosidad preferida combinando la dispersión y agua a una relación volumétrica de aproximadamente 5 partes de dispersión y aproximadamente 95 partes de agua.

La cantidad eficaz de microcápsulas que será aplicada a un campo de cultivo depende de la identidad del pesticida encapsulado, de la velocidad de liberación de las microcápsulas, el cultivo a tratar y las condiciones ambientales, en especial el tipo y la humedad del suelo. En general, las dosis de aplicación de pesticidas, tal como acetoclor, se encuentran en el orden de aproximadamente 900 gramos de pesticida por 0.405 hectáreas. Pero, en algunos casos la cantidad puede variar en un orden de magnitud o más. Dado que el pesticida encapsulado de la presente invención puede alcanzar una mayor eficacia que el pesticida no encapsulado a dosis de aplicación equivalentes, se espera que el pesticida encapsulado alcance la misma eficacia que el pesticida no encapsulado a dosis menores. De esa manera se puede reducir el uso de pesticidas. El uso de los pesticidas encapsulados de la presente invención provee ventajas adicionales con respecto a los pesticidas no encapsulados. Un envase de pesticida no encapsulado común contiene pesticida emulsionado en agua. La eficacia del pesticida rociado depende en parte del tamaño y la distribución de las partículas de pesticida. En un envase de pesticida emulsionado dado, la distribución de los tamaños de partícula está determinada en parte por la agitación a la cual es sometida la emulsión antes de la aplicación. El tamaño y la distribución de las partículas en la emulsión son difíciles de controlar por usuario promedio. Ventajosamente, la dispersión de la presente invención comprende microcápsulas que contienen una distribución de tamaños de partícula constante definido en el momento de la elaboración de las mismas. Por ello, no son necesarios cuidados adicionales con respecto al control del tamaño y la distribución de partículas y el usuario no corre el riesgo de desperdiciar pesticida debido a un mal manejo de la agitación requerida por las emulsiones.

B. Activación Cuando las microcápsulas de la presente invención son expuestas a las condiciones apropiadas, se pueden escindir uno o más enlaces con el grupo bloqueador, dando como resultado, por ejemplo, (i) la escisión de una porción o todo el grupo bloqueador del esqueleto polimérico (que a su vez da como resultado, por ejemplo, la presencia de un grupo amino libre en el esqueleto polimérico), y/o (¡í) la escisión de enlaces entrecruzadores entre el grupo bloqueador y una o más cadenas políméricas unidas al mismo. Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que la pared de recubrimiento polimérica no se rompe, porque el esqueleto polimérico no es degradado por la escisión de dichos enlaces (la integridad de la pared de recubrimiento se mantiene, por ejemplo, por la presencia de otros entrecruzamientos presentes entre el isocianato y otros grupos amina no bloqueados). En su lugar, la escisión de dichos enlaces actúa transmitiendo una mayor movilidad al segmento en la pared de recubrimiento, incrementando así la permeabilidad de la pared de recubrimiento. El material del núcleo en la microcápsula puede entonces permear o difundir fuera de la pared de recubrimiento.

Las condiciones bajo las cuales se inicia la liberación del contenido de la microcápsula, o bajo las cuales se escinden los grupos bloqueadores, es al menos en parte una función del agente bloqueador empleado. Aún más, el grado de permeabilidad que se desarrolla una vez que tuvo lugar esta escisión es al menos en parte una función de la naturaleza química de, por ejemplo, los precursores de isocianato y amina de la pared de recubrimiento, de la cantidad de agentes bloqueadores en la pared de recubrimiento y de la velocidad a la cual se escinden los grupos bloqueadores. La literatura química tiene numerosos ejemplos de dichos agentes de bloqueo, protección o acoplamiento de aminas, así como las estabilidades asociadas y las condiciones de escisión, que abarcan prácticamente cualquier circunstancia concebible. En términos generales, se puede emplear esencialmente cualquier técnica para bloquear y desbloquear un grupo amino en la presente invención, que provee (i) el agente bloqueador empleado y la técnica necesaria para escindir el grupo bloqueador derivado o resultante de la misma, compatibles con los demás reactivos necesarios para preparar la microcápsula (y opcionalmente la dispersión en la cual están contenidas las microcápsulas), y (ii) la técnica permite escindir el grupo bloqueador después de separar las microcápsulas del contenedor o envase de almacenamiento, y luego prepararlas para la aplicación (por ejemplo, usadas en una dispersión) y/o aplicarlas realmente en el campo. Brevemente, las opciones conocidas para bloquear y desbloquear un grupo amino incluyen, por ejemplo: (i) un activador del pH (es decir, el uso de un grupo bloqueador sensible al pH y que se puede escindir del grupo amino con un cambio en el pH); (¡i) un iniciador fotoácido (es decir, el uso de un grupo bloqueador que puede ser escindido por exposición a la luz solar, donde dicha luz solar genera un ácido que luego escinde al grupo bloqueador); (iii) una mezcla seca de ácidos (es decir, el uso de un grupo bloqueador que puede ser escindido por exposición al agua, donde el agua causa la disolución de la mezcla de un ácido con las microcápsulas secas de la presente invención, que luego escindirá el grupo bloqueador); (iv) un amoníaco u otra amina volátil, sal en el contenedor o envase de almacenamiento (es decir, se usa una sal, tal como acetato de amonio, de modo tal que, después de la aplicación, se pierde el amoníaco o alguna otra amina volátil, haciendo que el pH del material depositado se vuelva ácido, lo cual dispara entonces la escisión del grupo bloqueador); o (v) cuando el equilibrio de una reacción de bloqueo reversible lo permita, el uso de un exceso de un agente bloqueador particular en el contenedor o envase de almacenamiento (es decir, el uso de un grupo bloqueador que es eliminado por volatilización o dilución, que da como resultado un desplazamiento en la reacción de bloqueo de bloqueadas a no bloqueadas). En este sentido cabe destacar que, cuando el pH es el mecanismo usado para que se produzca la activación, el pH al cual los grupos bloqueadores se escinden es, al menos en parte, una función de la naturaleza del agente bloqueador empleado y viceversa. Por ejemplo, en una modalidad el grupo bloqueador puede ser escindido por exposición a condiciones acidas, donde el pH al cual los grupos bloqueadores son escindidos se encuentra en el intervalo entre aproximadamente mayor de 3 y aproximadamente menor de 7 o entre aproximadamente 3.5 y aproximadamente 6.5 o entre aproximadamente 4 y aproximadamente 5.5. Sin embargo, en una modalidad alternativa el grupo bloqueador puede ser escindido por exposición a condiciones básicas, donde el pH al cual el grupo bloqueador es escindido se encuentra en el intervalo entre aproximadamente 8 y aproximadamente 10 o entre aproximadamente 8.5 y aproximadamente 9.5 (donde la microcápsula de aminas bloqueadas se forma, por ejemplo, a un pH de aproximadamente 8 sobre un período de aproximadamente 1 hora en presencia de un exceso de agente bloqueador, y luego se guarda a un pH entre aproximadamente 7 y aproximadamente 7.5). En este sentido se debe considerar además que, en algunos casos, la activación de las microcápsulas de la invención (es decir, la escisión de los grupos bloqueadores) puede tener lugar sin la adición de una fuente de ácido, donde los grupos bloqueadores son escindidos por ejemplo como resultado del pH ácido del suelo (como se describirá en los ejemplos). Sin tener en cuenta una teoría particular, se cree en general que, con la exposición al medio ambiente, algunos tipos de grupos bloqueadores son degradados o escindidos fácilmente, por ejemplo, por la luz solar, humedad, bacterias, etc. En este sentido, y sin tener en cuenta una teoría particular, se debe considerar además que, como se ilustra en los ejemplos, en tanto un cambio de pH tiene algún efecto sobre la permeabilidad de una pared de recubrimiento de poliurea que contiene grupos amino no bloqueados, el uso de un grupo bloqueador sensible al pH en la misma permite exagerar este efecto y en algunos casos dramáticamente. Además, una descomposición adicional del grupo bloqueador, junto con los potenciales productos secundarios ácidos formados como resultado de ello, puede producir una acción autoactivadora que actúa incrementando aún más la velocidad a la cual se escinden los otros grupos bloqueadores y se libera el material del núcleo. Se debe considerar además que, en una modalidad de la presente invención, el agente de escisión, utilizado para escindir al grupo bloqueador de los grupos amina del esqueleto polimérico en la pared de recubrimiento, puede ser latente; es decir, el agente de escisión puede necesitar una activación por exposición a un estímulo externo, ambiental, antes de volverse eficaz para escindir los grupos bloqueadores. Por ejemplo, también se pueden agregar activadores secundarios o latentes, tal como generadores de fotoácido, para facilitar la escisión de los grupos bloqueadores, donde dichos generados de fotoácido, catalizan el desbloqueo de grupos, como aductos de aldehído-amino, que son sensibles a los ácidos cuando son expuestos a una radiación actíníca. Las sales de hexafluorofosfato de triarilsulfonio (CA No 744227-35-3 y 68156-13-8), como Cyracure UVI-6990 de Union Carbide (Danbury, CT), funcionan de esta manera.

En vista de lo mencionado se puede observar que, con una buena elección de la química de bloqueo, se puede elaborar una microcápsula sustancialmente impermeable que liberará el material del núcleo contenido en la misma cuando existan las condiciones más favorables para el modo de acción de dicho material. 9. Vida media, velocidad de liberación, difusión y permeabilidad de la pared de recubrimiento A. Vida media y velocidad de liberación En términos generales, se puede emplear la vida media como un indicador de la velocidad de liberación. La vida media de una microcápsula es el tiempo requerido para que la mitad de la masa de un compuesto presente inicialmente en el material del núcleo se libere de la microcápsula. Por ello, la vida media está relacionada inversamente a la velocidad de liberación: menores valores de vida media representan mayores velocidades de liberación que los representados por valores de vida media más grandes. La vida media de una dispersión acuosa de microcápsulas, para la cual se conoce la masa total inicial de pesticida encapsulado, puede determinarse experimentalmente (como se ilustra en los ejemplos provistos en la presente invención). Se puede medir y registrar la masa acumulada de pesticida liberado en el tiempo de las microcápsulas sumergidas en un volumen relativamente grande de agua a temperatura constante. Este dato se puede analizar luego de varias maneras de diferente complejidad. De acuerdo con un enfoque, el valor de la masa acumulada es convertido en un porcentaje de pesticida inicial liberado y se gráfica versus la raíz cuadrada del tiempo y la vida media se puede determinar a partir de la ecuación de una recta ajustada a los datos en el punto que corresponde a un 50% de liberación. De acuerdo con un enfoque alternativo, el negativo del logaritmo de la fracción de los ingredientes activos que permanecen en la cápsula se gráfica versus el tiempo. El log natural de 0.5, es decir ln(0.5) = 0.693, es dividido por la pendiente de la recta para obtener la vida media. (Véase, por ejemplo, Omni et al., Controlled Reléase of Water-soluble Drugs from Hollow Spheres: Experiments and Model Analysis, en Microencapsulation of Drugs. págs. 81-101 , Whately, T. ed., Harwood Academic Publishers (1992)). El gráfico es lineal para microcápsulas que se ajustan a un modelo ideal de difusión molecular a través de un recubrimiento esférico. Los valores de la vida media de las microcápsulas de esta invención se pueden calcular entonces usando uno de estos enfoques. Sin embargo, independientemente del método, cabe destacar que la vida media de las microcápsulas de la presente invención puede variar ampliamente, dependiendo del resultado deseado. Por ejemplo, en algunas modalidades las microcápsulas se pueden usar pronto después de su preparación, mientras que en otras se pueden guardar por varios días, meses o aún años antes de su uso. Por consiguiente, durante el almacenamiento (es decir, antes de la activación), las microcápsulas de la presente invención exhiben una mayor estabilidad, con una vida media de, por ejemplo, al menos aproximadamente 6 meses, aproximadamente 12 meses, aproximadamente 18 meses, aproximadamente 24 meses o más. Por el contrario, una vez que fueron aplicadas y activadas las microcápsulas, pueden presentar una vida media de, por ejemplo, al menos aproximadamente 5 días, aproximadamente 10 días, aproximadamente 20 días, aproximadamente 40 días, aproximadamente 60 días o más (por ejemplo, una vida media en el intervalo que comprende entre aproximadamente 10 días y aproximadamente 60 días o entre aproximadamente 20 días y aproximadamente 40 días). A diferencia de la vida media, cabe destacar que la velocidad de liberación del material del núcleo de la microcápsula en un ambiente menos controlado (por ejemplo, en un campo de cultivo), no se puede medir con el método descrito precedentemente. En su lugar, la liberación de un material del núcleo, tal como un pesticida, en el campo es indicada por medios alternativos (por ejemplo, bioeficacia). La relación entre la duración de la bioeficacia de dispersiones de microcápsulas en el campo y las características de liberación de microcápsulas medida con uno de los métodos de vida media descritos previamente raramente es de uno a uno; es decir, si la bioeficacia se define como un 80% de control de malezas, la dispersión de microcápsulas sumergida en agua puede tener una vida media calculada de 30 días, y aún ser bioeficaz durante 75 días. No es fácil predecir la relación exacta, ya que depende de interacciones complejas de múltiples variables, pero la relación puede determinarse empíricamente efectuando pruebas de bioeficacia estándar con dispersiones de vida media medida, de acuerdo con los métodos conocidos en la técnica. Por consiguiente, cabe destacar que la vida media preferida de las microcápsulas que serán aplicadas a cultivos depende de numerosos factores, incluyendo la identidad del cultivo, la identidad de la sustancia agroquímica, la duración del almacenamiento y las condiciones climáticas y del suelo durante la estación de crecimiento. El especialista en la técnica debe tener en cuenta dichos factores y seleccionar una formulación herbicida de la presente invención con una vida media útil.

B. Permeabilidad y difusión de la pared de recubrimiento Preferentemente, la pared de recubrimiento de las microcápsulas es sustancialmente no porosa y en una modalidad tampoco es permeable hasta que haya tenido lugar la escisión de los grupos amina bloqueadores contenidos en las mismas. Por ejemplo, en términos generales, se espera que una pared de recubrimiento no porosa que es permeable al pesticída encapsulado libere al pesticida por difusión molecular, una vez activada (es decir, una vez que han sido escindidos los grupos bloqueadores). Por consiguiente, una vez activados, el gráfico de liberación acumulada versus la raíz cuadrada del tiempo será sustancialmente lineal entre aproximadamente 0% y aproximadamente 50% de liberación de pesticida; es decir, la liberación de pesticida se puede comportar de acuerdo con un modelo teórico de difusión molecular a través de una microcápsula hueca hasta que se haya liberado al menos aproximadamente un 50% del pesticida contenido en la microcápsula. Más preferentemente, el gráfico para las microcápsulas de la invención es sustancialmente lineal hasta que se haya liberado al menos aproximadamente un 60%, 70% u 80% de pesticida. Cuando las microcápsulas de la presente invención han excedido aproximadamente un 50%, 60%, 70% u 80% de liberación de pesticidas del núcleo, la velocidad de liberación se vuelve menor que la del modelo teórico. Como se indicó previamente, y nuevamente sin tener en cuenta ninguna teoría particular, se cree que la menor velocidad de liberación es causada por el colapso de las microcápsulas. A medida que se va liberando el material del núcleo, se cree que las microcápsulas colapsan alrededor del material remanente del núcleo hasta que se forman huecos entre el material del núcleo y la pared de recubrimiento, de modo tal que el material del núcleo ya no está en contacto con una porción de la superficie interna de la pared de recubrimiento. Con un área menor de ¡nterfase de material del núcleo/pared de recubrimiento, la velocidad de liberación se vuelve menor que la predicha por el modelo teórico. La desviación del modelo teórico también puede tener lugar en la forma de un incremento repentino en la velocidad de liberación del material del núcleo. Por ejemplo, a medida que colapsa la pared de recubrimiento es posible la ruptura de la pared de recubrimiento que causará un incremento repentino en la velocidad de liberación.

Sin embargo, en este sentido cabe destacar que, en una modalidad de la presente invención, las microcápsulas pueden ser diseñadas de modo tal que contengan uno o más tipos o formas de grupos bloqueadores, que pueden ser escindidos a medida que se va produciendo la desviación del modelo teórico de difusión para el material del núcleo. De esta manera, se puede transmitir una mayor permeabilidad a la pared de recubrimiento, lo que permite entonces que el material del núcleo difunda a una mayor velocidad. Se debe considerar además que otros indicios de liberación por difusión molecular incluyen, por ejemplo, dependencia de la temperatura de acuerdo con un modelo de difusión molecular y velocidades de liberación diferenciales (es decir, diferentes valores de vida media) para los diferentes compuestos presentes en el núcleo. La dependencia de la temperatura de la velocidad de liberación constituye una herramienta eficaz para diferenciar las microcápsulas porosas producidas por reacciones que comprenden un grado inaceptablemente grande de hidrólisis in situ de los reactivos de isocianato de las microcápsulas intactas que liberan los materiales del núcleo por difusión molecular. Las microcápsulas porosas presentan una velocidad de liberación caracterizada por una vida media de aproximadamente 1 día o menos (determinada, por ejemplo, con el procedimiento del Ejemplo 1 D de la Solicitud de Patente de E.U.A. No. 10/728,654 (presentada el 5 de diciembre, 2003), incorporada en este documento a modo de referencia). Sin embargo, cabe destacar que no todas las microcápsulas que tienen una vida media calculada de aproximadamente 1 día o menos son porosas. Las microcápsulas de liberación relativamente rápida, tal como las que se describen en la Solicitud de Patente de E.U.A. mencionada precedentemente, se pueden distinguir de las microcápsulas porosas por la dependencia de la velocidad de liberación de la temperatura, específicamente la temperatura del agua en el procedimiento de determinación de la velocidad de liberación indicado. Por ejemplo, una microcápsula porosa que posee una velocidad de liberación caracterizada por una vida media de aproximadamente 1- día en el agua a 30°C presenta una vida media calculada que es de aproximadamente 2 ó 3 días en agua a 5°C. El incremento en la vida media se debe mayormente al incremento en la viscosidad del material del núcleo a temperaturas menores, lo cual causa una disminución en el flujo a través de los poros en la pared de recubrimiento. Para un recubrimiento no poroso, la liberación es claramente más dependiente de la temperatura. Por lo tanto, el incremento en la vida media medida de la liberación en agua a 30°C con la liberación en agua a 5°C es mucho mayor, típicamente aproximadamente 5 días mayor, aproximadamente 10 días mayor o más. Un segundo medio para distinguir microcápsulas porosas de las no porosas es el efecto de la adición de diluyentes del núcleo sobre la velocidad de liberación del pesticida. Los diluyentes del núcleo se describen con mayor detalle en otra parte en la presente invención. También es posible diferenciar entre microcápsulas porosas y no porosas por observación visual con la ayuda de técnicas de microscopio apropiadas. Sin embargo, se prefiere el uso de técnicas basadas en la dependencia de la velocidad de liberación de la temperatura y de las composiciones de diluyentes del núcleo.

EJEMPLOS Los siguientes ejemplos se proveen con el fin de ilustrar uno o más aspectos de la presente invención. Por ello no deben considerarse en un sentido limitativo.

EJEMPLOS 1-3 EJEMPLO 1 : Í3161 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 284.7 g de agua caliente (60°C). Bajo agitación, se agregaron 5.8 g de gelatina comestible 225A (comercialmente disponible por Milligan & Higgins, Johnstown, NY). La gelatina se disolvió en 10-20 minutos. Después, el recipiente se selló y se colocó en horno a 50°C hasta el momento del uso (la experiencia hasta la fecha sugiere que, para obtener los mejores resultados, la solución se usa preferentemente dentro de las primeras 8 horas.) Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 371.9 g de acetoclor que había sido precalentado a 50°C. A continuación, se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 10.6 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret con diisocianato de hexametileno] y 14.2 g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetrametilxilileno]. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en-un horno-a-50°C hasta el momento del uso (la experiencia hasta la-fecha-sugiere que, para obtener los mejores resultados, la solución se usa preferentemente dentro de las primeras 8 horas.) Preparación de aductos de amina/amina bloqueada: Se cargó un vaso de precipitados de 400 ml con 43.8 g (0.3 moles) de TETA y 43.5 g de agua. Después se agregó, por gotas, sobre un período de 1.5 horas una solución de 27 g de Aerotex M-3 (una resina de melamina-formaldehído 1 :3 comerciaímente disponible por Cytec industries, West Paterson, NJ), en 27 g de agua, bajo agitación. Una vez completada esta adición, se continuó con la agitación durante 30 minutos. Se obtuvo trietilentetramina-melamina formaldehído (TETA-MF) a una relación 3:1.

Emulsión: La fase externa se agregó al recipiente de un mezclador Waring comercial precalentado a 50°C. El mezclador Waring comercial [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado con un autotransformador variable de 0-140 voltios. Con la velocidad del mezclador definido por el transformador en 60 voltios, se agregó la fase interna a la fase externa durante un intervalo de 16 segundos. A los 4 segundos la velocidad del mezclador se incremento aumentando el voltaje a 110 y esta velocidad se mantuvo durante 15 segundos [tiempo = 0]. La emulsión fue transferida luego a un vaso de precipitados de un litro sobre upa~placa~tcalier?te y-se~agitó.

Curado: A los 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 24.6 g del TETA-MF (3:1 ) anterior a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas (o hasta que el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 había desaparecido).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel (un conservador) y 20 g de agua. Aunque la lechada de la cápsula se puede formular de cualquiera de numerosas maneras, con los propósitos de analizar las velocidades de liberación de las cápsulas, la lechada anterior se dividió simplemente en dos porciones iguales: 360 g que no presentaban modificaciones adicionales, rotulada 1A (pH = 7.86); ios otros 360 g fueron modificados por la adición de 10 g de NaCI y 20 g de CaCI2, rotulada 1B (pH = 6.84). En este caso, se observó que las sales mejoraban la estabilidad de los productos envasados igualando las densidades de las cápsulas con la fase externa, por reducción de la solubilidad del acetoclor en la misma y por inhibición del formaldehído residual por espesamiento de la gelatina. Los ejemplos 2 y 3 se prepararon utilizando el mismo procedimiento. La única variante significativa es la preparación del aducto de amina-y-las-cantidades-totales-de los dos isocianatos, como-se-describtrá-con mayor detalle a continuación.

EJEMPLOS 2 Y 3: T349 Y 3441 Los ejemplos 2 y 3 se prepararon usando sustancialmente el mismo procedimiento que se describió antes para el ejemplo 1 , siendo las únicas variaciones las cantidades de los reactivos usados (incluyendo los dos isocianatos) y la manera en que se preparó el aducto de amina. Estas diferencias se indican con mayor detalle a continuación, así como en el resumen provisto más adelante en el cuadro A.

EJEMPLO 2 Preparación del aducto de amina/amina bloqueada Se cargó un vaso de precipitados de 250 ml con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 32.6 g de agua. Bajo agitación, se agregó después 18 g (0.1 moles) de dextrosa sobre un período de 45 minutos. La solución resultante se agitó durante otros 60 minutos adicionales y luego se dejó en reposo durante 4üías en-una boíelia-selladar^ El producto resultante contenía 3 equivalentes de amina por mol de aducto (o amina bloqueada) y se rotuló TETA:Dextrosa (1 :1 ). Se usaron aproximadamente 30.1 g para el resto del ejemplo.

EJEMPLO 3 Preparación del aducto de amina/amina bloqueada Se cargó un vaso de precipitados de 250 ml con 7.4 g (0.054 moles) de ácido salicílico y 7.8 g de TETA, en 33.3 g de agua. Se obtuvo una solución clara, que se utilizó para el resto del ejemplo.

Compendio - Ejemplos 1-3: En el siguiente cuadro A se provee un resumen de las composiciones anteriores.

CUADRO A Procedimiento de determinación de la velocidad de liberación: Se empleó el siguiente procedimiento para las velocidades de liberación informadas en el cuadro A, así como para todas las velocidades de liberación informadas en otra parte en la presente invención: se pesaron e introdujeron 150 mg de microcápsulas en un matraz de 100 ml, y luego se llenó hasta la marca con agua desionizada y se mezcló. El contenido del matraz fue transferido después a un recipiente de 1.89 litros, y el matraz se lavó 6 veces con agua desionizada vertiendo los lavados en el recipiente. El recipiente se llenó entonces hasta completar un peso neto de 1000 g con 100 ml de solución amortiguadora y agua desionizada. Los 100 ml de solución amortiguadora se obtuvieron de una solución amortiguadora concentrada pH 7 o-pH-4 (comercialmente disponible-por-Fisher^Scientifie)— Se-tomaron- muestras del medio en distintos tiempos, filtrándose las muestras a través de un filtro de jeringa de 0.22 mieras, 25 mm en un vial. Las muestras fueron analizadas luego por CLAR-UV para determinar la concentración de activos en el medio liberado. El porcentaje de material del núcleo liberado en un gran volumen de agua, suficientemente grande como para ser considerado un sumidero perfecto (no hubo retrodifusión), se gráfico versus la raíz cuadrada del tiempo. El trazado era lineal y su pendiente era la constante de velocidad (Higuchi) para la liberación. Esta constante se utilizó para calcular el tiempo requerido para liberar el 50% del núcleo de las cápsulas, es decir la vida media de liberación. La vida media de liberación para cada uno de los ejemplos 1-3 se muestra en el cuadro A, anterior. Para todos los demás ejemplos, los resultados se proveen tal como se indica en otra parte en la presente invención. Se debe considerar, con respecto a los resultados provistos en la presente invención, que la prueba de velocidad de liberación bajo condiciones acidas demuestra la velocidad de liberación que se va a obtener si los sitios son degradados. Esto no significa, sin embargo, que esta es la única condición bajo la cual se produce degradación. La liberación en un medio ácido constituye simplemente una condición de laboratorio conveniente para degradar sitios en la pared de recubrimiento.

EJEMPLQ-4T2761 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 262.75 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 27.9 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 0.725 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) precalentada a 50°C. Después se pesaron e introdujeron dos ¡socianatos; 7.37 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret y diisocianato de hexametiieno] y 9.98 g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetrametilxilileno] en el recipiente. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: A una botella de 113 gramos se agregaron 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 50.6 g de agua, seguido de 36.7 g de alfa-D-lactosa monohidrato (0.1 moles, comercialmente disponible por Aldrich). La mezcla se colocó sobre un —agitador de "muñeca" durante-la-noche— La-relaeión-molar- 1 :1 resultante- de aducto de TETA a lactosa se utilizó 24 horas después de comenzar la preparación. La solución era clara con un tinte amarillo-verde claro.

Emulsión: La fase externa se introdujo en el recipiente de un mezclador comercial Waring precaieníado a 50°C. El mezclador comercial Waring de una sola velocidad [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado por un autotransformador variable de 0-140 voltios. Con el transformador a 60 voltios, se agregó la fase interna a la fase externa sobre un intervalo de 15 segundos.

Dentro de los 5 segundos se incrementó la velocidad del mezclador aumentando el voltaje a 110, y esta velocidad se mantuvo durante 15 segundos [tiempo = 0]. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de un litro sobre una placa caliente y se agitó.

Curado: Dentro de los 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 39.71 g de la solución 50% del aducto de TETA [trietilentetramina]: Lactosa (1 :1 ) anterior a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo a 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared de recubrimiento de la microcápsula era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXD! y 33% de Desmodur N3200 curada con el aducto de TETA:Lactosa (1 :1) a una relación de pared a núcleo del 10%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento descrito precedentemente, a pH 7 y pH 4. Se determinó que ia vida media de liberación era de 15 días y 10 días, respectivamente.

EJEMPLO 5 [2851 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 262.5 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 23.25 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 0.604 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación, después de lo cual el valor de pH se bajó a 7.2 con 0:446~g de ácido cítrico monohidratot-A-continuaciónrse-selló-e recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) precalentado a 50°C. Se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 10.55 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret y diisocianato de hexametileno] y 14.07 g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetrametilxiliieno], seguido de la adición de 3.72 g de Cyracure UVI-6990 (un generador fotoácido de Union Carbide, Danbury, CT). La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: Se cargó un vaso de precipitados de 400 ml con 43.8 g (0.3 moles) de TETA y 43.8 g de agua desionizada, seguido de la adición por gotas sobre un período de 1.5 horas de una solución de 27.1 g de Aerotex M-3 (una resina de melamina-formaldehído 1 :3 de Cytec Industries, West Paterson, NJ) en 27.3 g de agua, con agitación. Una vez completada la adición, se continuó agitando durante 30 minutos, después de lo cual la soluciórrse-dejs reposardurante la noche.

Emulsión: La fase externa se agregó al recipiente de un mezclador comercial Waring precaientado a 50°C. El mezclador comercial Waring de una sola velocidad [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado por un autotransformador variable de 0-140 voltios. Con el transformador a 60 voltios, se agregó la fase interna a la fase externa sobre un intervalo de 15 segundos. Dentro de los 5 segundos se incrementó la velocidad del mezclador aumentando el voltaje a 110, y esta velocidad se mantuvo durante 15 segundos [tiempo = 0]. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de un litro sobre una placa caliente y se agitó.

Curado: Dentro de los 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 25.16 g del TETA-MF (3:1 ) anterior a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 1 hora, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 había desaparecido.

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 curado con el aducto de TETA: F (3:1 ) a una relación de pared a núcleo del 10%. Se determinó que ía vida media de liberación a pH 8 era de 5.6 años.

EJEMPLOS 6-13 Se preparó además una serie de microcápsulas de liberación activable que contenían diferentes cantidades del aducto de TETA:Lactosa según se detalla a continuación. El porcentaje de pared a núcleo era variado ligeramente para incrementar la velocidad de liberación inicial de las cápsulas no degradadas. Se esperaba que esto exagerara la diferencia en ia bioeficacia en el caso de la liberación activada (los resultados de bioeficacia se muestran más adelante en el ejemplo 15).

EJEMPLO 6: T9631 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 262.75 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 27.9 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany— NJ)- — 0r725 g de e-aseínar La caseína se disolvió en- 20=30-minutos con agitación. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta ei momento del uso. El pH era de 10.34.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetocior más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dímetiloxazolidina, 95%) precaientada a 50°C. Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 10.6 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret y diisocianato de hexametileno] y 13.62 g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetrametilxilileno]. La solución se agitó luego para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: Se cargó una botella de 113 gramos con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 23.6 g de agua, seguido de 9 g de alfa-D-lactosa monohidrato (0.025 moles, comercialmente disponible por Aldrich). La mezcla se colocó sobre un agitador de "rodillo" durante la noche. La relación molar 1 :0.25 de aducto TETA a lactosa se utilizó 9 días después de comenzar la preparación. La solución era clara con un tinte amarillo-verde claro.

Emulsión: La fase externa se— agregó— al- recipiente— de— un- mezclador comercial Waring precalentado a 50°C. El mezclador comercial Waring de una sola velocidad [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado por un autotransformador variable de 0-140 voltios. Con el transformador a 60 voltios, se agregó la fase interna a la fase externa sobre un intervalo de 15 segundos. Dentro de los 5 segundos, se incrementó la velocidad del mezclador aumentando el voltaje a 110, y esta velocidad se mantuvo durante 15 segundos [tiempo = 0]. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de un litro sobre una placa caliente y se agitó.

Curado: Dentro de los 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 21.0 g de la solución al 50% de aducto de TETA [trietilentetramina]:Lactosa (1 :0.25) (anterior) a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50 °C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxei y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de-T-lv13?Br^63% dé-Desmodt?r-N32TO curado con el aducto"de-T?T?:Lactosa-(1 :0.25) a una relación de pared a núcleo del 9.18%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento anterior a pH 7, y se determinó que la vida media de liberación era de 490 días.

EJEMPLO 7: Í9621 Aquí se utilizó el mismo procedimiento que en el ejemplo 6, excepto que se cambió la preparación del aducto y el porcentaje final de pared con respecto al núcleo, como se indica a continuación.

Fase externa e interna: Se prepararon igual que en el ejemplo 6.

Preparación del aducto de amina: Se cargó una botella de 113 gramos con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 33.1 g de agua, seguido de 18 g de alfa-D-lactosa monohidrato (0.05 moles, de Aldrich). La mezcla se colocó sobre un agitador de "rodillo" durante la noche. El aducto de TETA y lactosa 1 :0.5 moles se utilizó 8 días después de comenzar la preparación. La solución era clara con un tinte amarillo-verde claro.

Emulsión: Igual que en el ejemplo 6.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 31.28 g de ia solución al de aducto de TETA [trietilentetramina]:Lactosa (1 :0.5) (anterior) a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 curado con el aducto de TETA:Lactosa (1:0.5) a una relación de pared a núcleo del 10.54%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento anterior a pH 7 y se determinó que la vida media de liberación era de 280 días.

EJEMPLO 8: f9641 Preparación-de- la fase extema: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 206.65 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 21.94 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 0.5702 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 292.57 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dícloroacetil)- 5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidína, 95%) que había sido precalentada a 50°C.

Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 7.91 g de Desmodur N3200 y 10.71 g de m-TMXDI. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: Se cargó una botella de 113 gramos con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 50.6 g de agua, seguido de 36 g de alfa-D-Iactosa monohidrato (0.1 moles, de Aldrich). La mezcla se colocó sobre un agitador de "rodillo" durante la noche. El aducto de TETA y lactosa 1 :1 mol se utilizó 9 días después de comenzar la preparación. La solución era clara con un tinte amarillo-verde.

Emulsión: Igual que en el ejemplo 6.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 44.2 g de la solución al 50% del aducto de TETA [trietilentetramina]:Lactosa (1 :1) (anterior) a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 esencialmente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 16.12 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.212 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 curada con el aducto de TETA:Lactosa (1 :1) a una relación de pared a núcleo del 13.92%. Se midió ia velocidad de liberación con el procedimiento anterior a pH 7 y se determinó que la vida media de liberación era de 80 días.

EJEMPLO 9: T9881 Preparación de la fase externa: — Igua que en-ei-ejempio-6.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) que había sido precalentado a 50°C.

Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 10.84 g de Desmodur N3200 y 14.67 g de m-TMXDI. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: Se cargó una botella de 113 gramos con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 32.6 g de agua, seguido de 18 g de alfa-D-lactosa monohidrato (0.05 moles, de Aldrich). La mezcla se colocó sobre un agitador de "rodillo" durante la noche. El aducto de TETA y lactosa 1 :0.5 moles se utilizó 15 días después.

Emulsión: Igual que en el ejemplo 6.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 33.43 g de la solución al 50% de TETA [trietilentetramina]: Lactosa (1 :0.5) aducto (anterior) a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se -cubrió-y la temperatura se mantuvo— en 50o6— durante— 2~ horas, en- cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de ¡socianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 curada con el aducto de TETA: Lactosa (1 :0.5) a una relación de pared a núcleo del 11.35%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento anterior a pH 7 y se determinó que la vida media de liberación era de 448 días.

EJEMPLO 10: T9851 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 262.79 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 27.9 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 0.725 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno-a 50°G-hasta-el-momento-del uso.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicIoroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) que había sido precalentada a 50°C.

Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en ei recipiente: 10.83 g de Desmodur N3200 y 14.67 g de m-TMXDI. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación del aducto de amina/amina bloqueada: Se cargó una botella de 113 gramos con 14.6 g (0.1 moles) de TETA y 50.6 g de agua, seguido de 36 g de alfa-D-lactosa monohidrato (0.1 moles, de Aldrich). La mezcla se colocó sobre un agitador de "rodillo" durante la noche. El aducto de TETA y lactosa 1 :1 mol se utilizó 8 días después de comenzar la preparación. La solución era clara con un tinte amarillo- verde.

Emulsión: Igual que en el ejemplo 6.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron- 60r56 g de ia solución al -50% — el — aducto — de — TETA [trietilentetramina]:Lactosa (1 :1 ) (anterior) a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La pared era una mezcla de 67% (en equivalentes) de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 curada con el aducto de TETA:Lactosa (1 :1) a una relación de pared a núcleo del 15%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento anterior a pH 7 y se determinó que la vida media de liberación era de 313 días.

EJEMPLO 11 Control 1 : T4011 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 1.89 litros con 1215.16 g de agua caliente (60°C), seguido de 50.67 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 1.26 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación, después-de-lo-eual el-valor-de-pH-se-bajó a 7.7 con 0.85 g de ácido-cítrico monohidrato. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 1.89 litros con 1600 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dímetiloxazolidina, 95%) precalentada a 50°C. Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 90.36 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret de diisocianato de hexametileno] y 15.07g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetra metilxilileno]. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Emulsión: La fase externa se introdujo en el recipiente de un mezclador Waring comercial (3.78 litros) precalentado a 50°C. El mezclador comercial Waring [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado por un autotransformador variable de 0-140 voltios. Con la velocidad del mezclador ajustado en mediana y el transformador a 60 voltios, se agregó la fase interna a la fase externa sobre un intervalo de 35 segundos. Dentro de los 5 segundos se incrementó la velocidad del mezclador aumentando el voltaje a 100 y esta velocidad se mantuvo-durante 45 segundos [tiempo = Ojrta emulsrón-fue-transferrda-a un vaso de precipitados de cuatro litros sobre una placa caliente y se agitó.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 22.58 g de TETA en 22.58 g de agua a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 88.17 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 1.17g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. La formulación se completó con la adición de 90.9 g de una solución de Sokalan CP9 que se había diluido a 1.4% de sólidos con agua. El tamaño medio de partículas era de 2.7 mieras. La pared era una mezcla de 20% (en equivalentes) de TMXDl y 80% de Desmodur N3200 curada con TETA a una relación de pared a núcleo del 8%. Se midió la velocidad de liberación y se determinó que la vida media de liberación era de 34 días.

EJEMPLO 12 Control 2: Í9871 Preparación de la fase externa: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 281.3 g de agua caliente (60°C), y luego se agregaron 12.94 g de Sokalan CP9 (de BASF, Parsippany, NJ) y 0.295 g de caseína. La caseína se disolvió en 20-30 minutos con agitación. A continuación, se selló el recipiente y se colocó en un horno a 50°C hasta el momento del uso. El pH era de 10.34.

Preparación de la fase interna: Se cargó un recipiente de 453 gramos con 372 g de una solución de núcleo (de 30 partes de Acetoclor más 1 parte de 3-(dicloroacetil)-5-(2-furaniI)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) precalentada a 50°C. Después se pesaron e introdujeron dos isocianatos en el recipiente: 12.16 g de Desmodur N3200 [el aducto trifuncional de biuret de diisocianato de hexametileno] y 11.67 g de m-TMXDI [diisocianato de meta-tetrametilxilileno]. La solución se agitó para obtener una solución homogénea, clara. El recipiente sellado se colocó luego en un horno a 50°C hasta el momento del uso.

Emulsión: La fase externa se agregó al recipiente de un mezclador comercial Waring precalentado a 50°C. El mezclador comercial Waring de una sola velocidad [Waring Products División, Dynamics Corporation of America, New Hartford, Connecticut, Blender 700] era accionado por un autotransformador-variable de 0-140 voltios. Con eHransformadora-6?-voltios, se agregó la fase interna a la fase externa sobre un intervalo de 15 segundos. Dentro de los 5 segundos se incrementó la velocidad del mezclador aumentando el voltaje a 110 y esta velocidad se mantuvo durante 15 segundos [tiempo = 0]. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de un litro sobre una placa caliente y se agitó.

Curado: Dentro de los primeros 3 minutos después de la emulsión, se agregaron 6.24 g de TETA [trietilentetramina] en 6.24 g de agua desionizada a la emulsión agitada. El vaso de precipitados se cubrió y la temperatura se mantuvo en 50°C durante 2 horas, en cuyo momento el pico de absorbancia infrarroja de isocianato a 2270 cm"1 prácticamente había desaparecido (es decir, +90% de conversión).

Formulación: A la lechada anterior, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel y 0.27 g de Kelzan (de Kelco, San Diego, CA) como conservador y espesante. Se agregaron 8.1 gramos adicionales de Sokalan CP9 para reducir la viscosidad. La pared era una mezcla de 59% (en equivalentes) de TMXDI y 41 % de Desmodur N3200 curada con TETA a una relación de pared a núcleo del 8%. Se midió la velocidad de liberación con el procedimiento anteriora-pH^y-se determinó-que-la-vida media de liberación era de 3600 días.

EJEMPLO 13 Control 3 Se utilizó Harness EC (comercialmente disponible por Monsanto Co., St. Louis, MO), una emulsión concentrada de acetoclor, para los controles no encapsulados. Contenía el mismo protector a una concentración idéntica a la solución de núcleo a la que se hizo referencia anteriormente (es decir, Harness EC es la solución del núcleo más sustancias inertes que ayudan en la emulsión y estabilidad).

EJEMPLO 14 Prueba de bioeficacia Procedimiento: Se sembró cola de zorro y capín (a 1.2 centímetros de profundidad) en macetas cuadradas estándares de 10 centímetros que contenían-una-mezcla de tierra negra y resaca-Dupo. La-mezeia-de-tierra-se-esterilizó previamente con vapor y se prefertilizó con ei fertilizante de liberación lenta Osmocote (14-14-14) a una dosis de 100 g por 28.3 litros. Los herbicidas de los ejemplos 1 , 4 y 5 fueron aplicados con un rociador para surcos con un volumen de rociado de 75.6 litros de líquido por 0.405 hectáreas. Se aplicaron tratamientos (4 dosis de aplicación por formulación, también denominadas dosis tituladas en la presente invención) para un régimen de humedad de suelo por operación normal de invernadero. Todas ¡as macetas fueron colocadas en invernadero con calor y suplemento de luz (aproximadamente 475 microeinsteins) y eran subirrigadas o rociadas por arriba alternativamente según necesidad para mantener una humedad adecuada por toda la duración de la prueba. Aproximadamente 1 4 días después de la aplicación, se registraron los puntajes de eficacia de siembra usando un colector de datos HP100 para procesar las muestras del ejemplo 1 (denominada muestra 1 B en dicho ejemplo), así como de los ejemplos 4 y 5.

Resultados - Ejemplos 1 , 4 y 5: Se observó, basado en la duración de la exposición, que la liberación de las fórmulas evaluadas de los ejemplos 1-5 no era activada con un tratamiento con ácido de 2 horas en las soluciones madre de rociado antes de ia aplicación. Además, se observó que las pruebas de liberación efectuadas con las soluciones madre comunes y activadas no mostraron ninguna diferencia- significativa— n— las— características— de— liberación. Sin embargo, los sitios de los aductos eran degradados significativamente sin una catálisis manual. La bioeficacia relativamente alta de las fórmulas con el aducto de TETA:MF sugiere que su liberación estaba siendo activada por factores ambientales, externos. La muestra del ejemplo 1 (es decir, ia muestra 1B, que contenía la sal densificada según se detalla allí, usando una pared de recubrimiento de una mezcla de 67% de TMXDI y 33% de Desmodur N3200 (en equivalentes) reaccionó con el aducto de amina (TETA-MF) activable a una relación de todo a núcleo del 10%) y la muestra del ejemplo 5 (que empleaba la misma pared de recubrimiento que la muestra 1B, pero contenía un generador fotoácido en el núcleo) presentaban valores de vida media de 4 años y 5.6 años (4 y 3 años activados), pero se observó que el promedio de sus eficacias (es decir, promediados sobre la base del % de inhibición para ambos capín y cola de zorro) eran del 82% y 87%, respectivamente (79% y 69% activados, respectivamente). Cabe destacar que, tal como se utiliza en la presente invención, valores de liberación "activados" se refiere a los valores reales de liberación determinados o medidos con la mezcla de aplicación en invernadero (como se indica aquí y en otra parte en la presente invención). Todos los resultados de las pruebas se muestran a continuación en los cuadros B1 y B2.

CUADRO B1 CUADRO B2 Sobre la base de pruebas anteriores con microcápsulas de valores de vida media de liberación variables (liberación por simple permeabilidad), se esperaría menos que un 30% de inhibición de malezas (evaluada 14 días después del tratamiento/aplicación) para una microcápsula con una vida media medida en años. Una inhibición de malezas del 80% es típica de las fórmulas con valores de vida media de liberación medidos en días (vida media de liberación de aproximadamente 42). Más específicamente, los resultados de las muestras de los ejemplos 1 B y 5 se pueden comparar, por ejemplo, con los siguientes resultados para muestras con paredes de recubrimiento sin sitios activables en las mismas (dosis de aplicación = 112 gramos i.a./0.405 hectáreas de acetoclor): CUADRO B3 A partir de estos resultados se puede observar que a medida que disminuye la concentración de TMXDl en la pared de recubrimiento, aumenta la velocidad de liberación, y por lo tanto la bioeficacia inicial. La liberación inicial más lenta debería permitir que las formulaciones con una concentración más alta de TMXDl en la pared de recubrimiento duren más (es decir, que proporcionen un control de malezas por más tiempo) antes que se agoten los ingredientes activos en sus núcleos. Además, cabe destacar que se proporcionan resultados con paredes de recubrimiento que no contienen sitios activables para que sirvan como puntos de referencia para la inhibición de malezas esperada para una microcápsula con una vida media de liberación medida en años (por ejemplo, ejemplos 1 B y 5) y para una microcápsula con una vida media de liberación medida en días (por ejemplo, ejemplo 4). La inhibición de malezas real observada en los ejemplos 1 B y 5 se pueden explicar o comprender mejor si las velocidades de liberación de las microcápsulas cambiaron después de la aplicación, por ejemplo de años a días, lo cual sugiere que las microcápsulas fueron activadas después de la aplicación. Sin embargo, como lo sugieren los resultados, las condiciones de exposición empleadas en la presente invención fueron insuficientes para-aetivar realmente-las-mieroeápsulas de^-por-ejemplo, los ejemplos 1 B y 5 (que tenían una vida media de liberación "activada" de 4 años y 3 años, respectivamente).

EJEMPLO 15 Prueba de bioeficacia La serie de microcápsulas de liberación activable preparadas previamente en los ejemplos 6-13, se prepararon con un porcentaje de pared a núcleo que variaba ligeramente, con la intención de incrementar la velocidad de liberación inicial de las microcápsuias no degradadas. Se esperaba que esto exagerara la diferencia en la bioeficacia en el caso de una liberación activada. Se muestran los resultados de bioeficacia para las muestras 6-10 y se pueden comparar con los controles 1 y 2 de los ejemplos 11 y 12, respectivamente. En términos generales, se cree que si la bioeficacia es proporcional al % de lactosa y similar o mejor que el control 1 (ejemplo 11 ), entonces se ha producido un incremento en la permeabilidad de la pared de recubrimiento.

Procedimiento: Prueba en invernadero de liberación controlada - Duración del control Se-llevó a cabo una-prueba de liberación controIada (TR-)-eorrios-ejemplos 6 a 10, así como tres controles (es decir, los ejemplos 11-13). Se sembró cola de zorro a 1.2 centímetros de profundidad en macetas cuadradas estándares de 10 centímetros que contenían una mezcla de tierra negra y resaca Dupo previamente esterilizada. Todos los herbicidas fueron aplicados a razón de 113.25 g/0.405 hectáreas, basado en los ingredientes activos (i. a.) de los mismos, con un rociador para surcos (como antes en el ejemplo 14). Se colocó una malla de nylon 1.2 centímetros debajo de la superficie de tierra tratada para permitir la siembra en fechas de bioensayo posteriores. Las malezas fueron sembradas cada 7 días y evaluadas 2 semanas más tarde.

Las cubiertas de la tierra estaban ligeramente desmoronadas o rotas y fueron reemplazadas en las macetas recién sembradas. La prueba se realizó durante 63 días con ocho siembras y evaluaciones.

Resultados: Los resultados se resumen más adelante en el cuadro C. Específicamente, cabe destacar que las cinco suspensiones de cápsulas de prueba contenían 12, 22, 22, 39 y 39% de lactosa a una relación de pared a núcleo de 9, 10,5, 11 ,4, 13,9 y 15%, respectivamente. La cantidad de pared se incrementó a lo largo de la serie para igualar las velocidades de liberación antes de la degradación. De esta manera, se podían correlacionar directamente las diferencias de efieaeia-eon a-eantidad-de-sitios- activa bles én ia pared (contenido de lactosa). Se incluyeron dos controles, 1 (ejemplo 11 ) y 2 (ejemplo 12), con velocidades de liberación fijas que comprendían las muestras de prueba anteriores, rápida (t1 2 = 34 días) y lenta (t?/2 de aproximadamente 9.8 años), para proveer una mayor perspectiva. Cabe destacar que el análisis de los resultados se complicó por un cambio inesperado en la irrigación durante la prueba. El rociado superior funcionó mal entre los días 28 y 35 del ensayo, después de lo cual solamente funcionaba la irrigación inferior. Esto causó una discontinuidad en los datos a los 35 días. Los datos para los días 0 a 28 fueron analizados por separado de los datos obtenidos los días 35 a 63. Este último intervalo es el más significativo en términos de duración del control. El análisis de los resultados en general por clase, EC, liberación fija y liberación activable, revela una tendencia hacia mayores niveles de control por un intervalo más prolongado con las cápsulas de liberación activable. La EC cayó continuamente desde el 65% el día 35 a eficacia cero alrededor del dia 56, y los dos controles de liberación fija cayeron del 70% a 5% (rápida) y 20% (lenta) alrededor del día 63. Por otro lado, la eficacia de todas las cápsulas activables disminuyó a una velocidad mucho menor. La eficacia del grupo cayó del intervalo de niveles de control del 72-95% el día 35 al 40-62% alrededor del día 63. Estos resultados son coherentes con el comportamiento predicho basado en la degradación de sitios dentro de la pared de recubrimiento. La degradación y pérdida de lactosa de la pared -debería— iner-ement-ar— s i-per-meabilidad y de esa manera su-velocidad-de- liberación. Este incremento debepa compensar en parte la disminución en la velocidad de liberación observada en una liberación de primer orden ya que la concentración del núcleo cae por debajo del 50%. El efecto neto debería ser una eficacia más alta por un período más prolongado cuando se compara con paredes de recubrimiento de permeabilidades inicialmente iguales pero fijas, y esto fue lo que se observó. Dentro del grupo activable, la tendencia de la eficacia acompañaba aproximadamente al contenido % de lactosa. La fórmula con el mayor contenido de lactosa (ejemplo 8 = 39%) produjo una mayor eficacia (97%) a los 35 días que los demás, pero una de las eficacias más baja a los 63 días (45%). En comparación, el menor contenido de lactosa (ejemplo 6 = 12%), proporcionó solamente un 81 % de control de malezas a los 35 días, pero el mejor control a los 63 días (60%). La inhibición de malezas de una fórmula intermedia (ejemplo 7 = 22%) en general cayó en algún punto entre estos dos extremos (93% a los 35 días, 55% a los 63 días). Estas diferencias en el control de malezas también son coherentes con el modelo. Cuantos más sitios hay en la pared de recubrimiento, mayor es el incremento en la permeabilidad, aumentando su eficacia pero acortando la duración del control. A la inversa, a medida que disminuye la cantidad de sitios, disminuye la magnitud del desplazamiento en la permeabilidad, dando como resultado un control más duradero con un menor nivel de control inicial o frontal. En el caso ideal, la velocidad de degradación desplazará exactamente la disminución de primer orden de ia vé?dcidádrdarido como-resultado-unaHiberaeión constante-íes decir, una liberación de orden pseudo-cero, que es la meta).

CUADRO C la 113.25 g (i.a.)/0.405 hectáreas de acetoclor con cola de zorro] ro En este sentido cabe destacar que la eficacia del Control 2 puede parecer bastante alto (dado que la vida media para esta muestra es de varios años y que se esperaría, como se indica en el ejemplo 14, menos del 30% de inhibición de malezas para dicha muestra a los 14 DAT). Sin embargo, se realiza una bioevaluación como la del ejemplo 14, anterior, como la dosis titulada para capín, la eficacia del Control 2 es como se muestra a continuación en el cuadro D: CUADRO D En este sentido se debe considerar además que, en términos generales, se cree que para una especie de maleza dada las formulaciones con una mayor vida media de liberación ofrecen un mejor control en las evaluaciones tardías que en las evaluaciones tempranas (es decir, un mejor control al cabo de más días después del tratamiento, o DAT, en comparación con menos días después del tratamiento). Una liberación muy lenta (es decir, muy poco de, por ejemplo, acetoclor disponible en una etapa temprana) permite la penetración de las malezas. Una vez que estas malezas emergen y alcanzan una determinada altura, el acetoclor se vuelve ineficaz. Esta es típicamente la principal falla de las formulaciones con una liberación demasiado lenta (es decir, un control inicial, o de estación temprana, pobre). En una prueba de longevidad, las plantas usadas para la prueba permanecieron solas, y bajo las mismas condiciones de calor y riego, sin malezas durante 35 y 63 días (en comparación, por ejemplo, con los resultados medidos después de tan solo 14 DAT). Este mayor intervalo permite-que-parte-del aGetoelor-se-acumule en el suelo, que es el efeete neto de la liberación continua de acetoclor (ganancia) aún en este momento tardío (aunque lento) y la pérdida (escurrimiento) debido a lluvias (simulado). Las formulaciones de liberación más rápida se agotan en estas etapas tardías, donde no se libera nada, de modo que predomina la pérdida y se pierde el control.

EJEMPLO 16 r3401 Control interno del efecto de introducir grupos amino libres, no bloqueados en la pared de recubrimiento Las paredes de recubrimiento con un exceso de grupos amino exhiben hasta un cierto grado una dependencia del pH para la liberación. El activador es un cambio en el pH que puede ser iniciado externamente. El uso de una amina bloqueada, permite expandir y exagerar este efecto. El bloqueo de uno los grupos amino en TETA con, por ejemplo, lactosa incrementará drásticamente la velocidad de liberación que se puede alcanzar hasta un intervalo donde es más bioeficaz. Además, la erosión y descomposición del azúcar, junto con sus productos secundarios ácidos, pueden producir una acción autoactivadora cuando es expuesto al medio ambiente. En el siguiente ejemplo se muestran las diferencias en los efectos.

Preparación de la fase externa ("EP"): Se disolvió gelatina comestible— 1-5TA— (-TP— 4-de-Hormel), 5.-8 gramos, en 284.7 g de agua. La solución se guardó a 50°C hasta ei momento del uso.

Preparación de la fase interna ("IP"): En un recipiente de 453 gramos, se disolvieron 12.0 gramos de un protector (3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina, 95%) en 360 g de acetoclor, un herbicida para el maíz, precalentado a 50°C. A continuación, se agregaron 11.87 g de Desmodur N3200 (= 6.486 x 10"2 equivalentes de NCO, usando un peso equivalente de N3200 de 183) y 15.84 g de m-TMXDI (= 12.98 x 10"2 equivalentes de NCO, usando un peso equivalente de TMXDl de 122). La solución se mezcló hasta alcanzar uniformidad y luego se mantuvo a 50°C hasta el momento del uso. (Contenía una mezcla 33:67 de equivalentes de N3200: isocianato de TMXDl (NCO), y una relación de pared a núcleo del 10%.) Preparación de amina bloqueada/entrecruzador: En un pequeño recipiente, se mezclaron 9.49 g de TETA (= 26 x 10"2 equivalentes, usando un peso equivalente de TETA de 36.56) con 9.49 g de agua. Esta cantidad de amina representa un 33% de exceso de equivalentes amino (NH/NCO = 26/19.5 = 1.33).

-MieroenGapsulamiento: La EP se pesó y se introdujo en el recipiente de un pequeño mezclador Waring caliente. Con el mezclador en funcionamiento, se agregó la IP durante un intervalo de 1 minuto. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de 1 i y se agitó con un propulsor a turbina de tres paletas sobre una placa caliente. La solución de poiiamina se agregó inmediatamente al comienzo del mezclado (se mantuvo un movimiento ligero en el vórtex en todo momento). La mezcla se calentó durante 2 horas a 50°C para curar la pared de recubrimiento. Después de 2 horas, el 93% de los grupos NCO habían reaccionado según se determinó por absorbancia IR a 2270 cm"1. A continuación, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel GXL como conservador. Se obtuvo una lechada de microcápsulas con un tamaño de partícula de 3 mieras (mediano).

Pruebas de liberación: Se prepararon tres recipientes para disolución de 1 L a tres valores de pH: 8.2, 5.1 y 4.9. A continuación, se agregaron aproximadamente 150 ppm de la formulación. La cantidad real de formulación que se agregó a la mezcla de reacción es igual a la cantidad de acetoclor que se agregó al agua. Se tomaron muestras de cada recipiente a determinados intervalos, se filtraron a través de una jeringa para separar las cápsulas y se analizó la presencia de acetoclor libre en el agua filtrada. La cantidad de acetoclor detectada en el agua se gráfico versus la raíz cuadrada del tiempo para determinar— la— velocidad - de liberación. La— vida— med ¡a~ de— liberación- se determinó por extrapolación (Modelo de liberación de Higuchi). Los resultados se resumen en el siguiente cuadro E.

CUADRO E A partir de estos resultados se puede observar que cuando la pared de recubrimiento se elaboraba con un exceso de amina, NH/NCO = 1.33 (es decir, 4 equivalentes amino por cada 3 equivalentes de NCO), la liberación exhibía dependencia del pH. La microcápsula con el grupo amino libre en la pared de recubrimiento liberaba su contenido con mayor rapidez bajo condiciones acidas.

EJEMPLO 17 Estudio del "tiempo de permanencia" para la reacción de bloqueo La incorporación de un grupo amino bloqueado en la pared de recubrimiento, donde el agente de bloqueo (protección dirigida al amino) es lábil bajo condiciones acidas, incrementará típicamente la velocidad de liberación en general e introducirá una dependencia del pH en el perfil de liberación. Como— cabe— esperar—el— rado— de reacción entre ei agente bloqueador y la amina es importante para el perfil de liberación definitivo, como se demuestra a continuación: Preparación de microcápsulas: Se prepararon cuatro diferentes muestras de microcápsulas, descritas con detalle en el siguiente cuadro F, como en el ejemplo 16, anterior, con dos cambios. Primero, la EP era una solución de Sokalan CP 9 con una pequeña cantidad de gelatina o caseína. Segundo, la poliamina, TETA, se había modificado con un agente bloqueador. Específicamente, se agregó una cantidad suficiente de lactosa monohidrato (peso equivalente de 360) para su reacción con uno de los grupos amino en TETA [1 mol de lactosa por 1 mol de TETA]. En este caso, la única diferencia entre las muestras era el intervalo de tiempo que se dejó que la lactosa reaccionara con TETA (es decir, el tiempo de permanencia de la reacción de bloqueo). En 17A (Muestra 243), la lactosa se agregó a la EP para que la reacción tuviera lugar simultáneamente con la formación de la pared de recubrimiento (tiempo de permanencia cero). En 17B (Muestra 217), se dejó que la solución de lactosa y TETA reaccionara durante 1 hora antes de su uso. En 17C (Muestra 276-C), se dejó que la solución de lactosa y TETA permaneciera en reposo durante 24 horas antes de utilizar la solución. Finalmente, en 17D (Muestra 275), la solución se mantuvo a temperatura ambiente durante 60 días y luego se usó en el procedimiento de encapsulado. Los ingredientes de las -formulaciones— y -las— variantes de procedimiento se enumeran en el siguiente cuadro F. Se efectuaron pruebas de liberación con las formulaciones descritas precedentemente en el ejemplo 16. Los valores de vida media de liberación (Higuchi) obtenidos de los gráficos de "acetoclor libre" versus la raíz cuadrada del tiempo se incluyen asimismo en el cuadro.

CUADRO F De acuerdo con ios resultados presentados se puede observar que la introducción de lactosa en el sistema actúa incrementando la velocidad de liberación. A medida que se deja más tiempo para la reacción de lactosa y TETA, se observa un incremento mayor en la velocidad de liberación (es decir, una disminución en la vida media de liberación). Sin embargo, también se observa que si el período de reacción es demasiado prolongado, pueden tener lugar reacciones secundarias y aún acumularse lo cual hace que la poliamina sea mayormente no funcional. Se cree que este es el caso de la Muestra 17D (275), donde un tiempo de permanencia de 60 días produjo lo que se conoce en general como "reacciones de pardeamiento", comunes entre grupos amino y azúcares, para reducir significativamente la cantidad de grupos amino reactivos. Este lote no pudo ser curado exitosamente como resultado de esta pérdida. Estos resultados sugieren que para cada reacción de bloqueo, existe un tiempo de permanencia óptimo que permite obtener el máximo efecto. Esto puede variar con la naturaleza del agente bloqueador y la reacción. Además, estos resultados sugieren que, para cualquier tiempo de permanencia seleccionado, es preferible monitorear cuidadosamente este tiempo de permanencia con el fin de obtener lotes reproducibles. Por ejemplo, puede ser recomendable emplear un método de monitoreo durante el proceso para cada reacción de bloqueo, con el fin de determinar el grado de terminación antes de usar la amina bloqueada en un encapsulamiento.

EJEMPLO 18 f2061 Estudio del bloqueo después del encapsulamiento Este ejemplo se condujo con el fin de estudiar un enfoque alternativo para formar microcápsuias con paredes de recubrimiento que contengan funcionalidades bloqueadas. Más específicamente, se preparó una muestra de microcápsulas que contenían grupos amino libres, no bloqueados en las paredes de recubrimiento de las mismas, para someterlas a un tratamiento de post-curado con un agente bloqueador.

Preparación de EP: En un recipiente, se mezclaron 23.24 gramos de una solución al 25% de un copolímero de maleico/olefina, denominado Sokalan CP9, con 267.27 g de agua. La solución se guardó a 50°C hasta el momento del uso.

Preparación de IP: En un recipiente de 453 gramos, se disolvieron 12.0 g de un protector (3-(dicloroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-d¡met¡loxazolidina, 95%) en 360 g de acetoclor, un herbicida para maíz, precalentado a 50°C. A continuación, se agregaron 9.32 g de Desmodur N3200 (= 5.093 x 10"2 equivalentes de NCO, usando un peso equivalente de N3200 de 183) y 12.63 g de m-TMXDI (= 10.35 x 10"2 equivalentes de NCO, usando un peso equivalente de TMXDl de '•' 1-22)— a-solución- se mezclo hasta uniformidad^ luego-se-mantuvo-^ a-50-C hasta el momento del uso. Se encontró que esta solución contenía una mezcla 33:67 de equivalentes de N3200:isocianato de TMXDl (NCO), y la relación de pared a núcleo era del 7.9%. En este sentido, cabe destacar que se espera que la relación de pared a núcleo incremente al 10% con ia adición de agentes bloqueadores (es decir, aumentará el peso de la pared en aproximadamente un 2%), que se agregan después del encapsulamiento en lugar de antes del encapsulamiento.

Solución de entrecruzador (poliamina): En un recipiente pequeño, se mezclaron 7.52 g de TETA (= 20.57 x 10"2 equivalentes, usando un peso equivalente de TETA de 36.56) con 7.52 g de agua. Esta cantidad de amina representa un exceso del 33% de equivalentes amino (NH/NCO = 20.57/15.45= 1.33).

Microencapsulamiento: Se pesó e introdujo EP en un pequeño recipiente de un mezclador Waring caliente. Con el mezclador en funcionamiento, se agregó IP dentro de un intervalo de 1 minuto. La emulsión fue transferida a un vaso de precipitados de 1 I y se agitó con un propulsor a turbina de tres paletas sobre una placa caliente. La solución de poliamina se agregó inmediatamente al comienzo del mezclado (se mantuvo un ligero movimiento en vórtex en todo momento). La-mezcSa-se-calentó-dur-ante-1-hora a 50-ß-para curar la pared de recubrimiento. A continuación, se agregaron 20.5 g de una solución acuosa al 2% de Proxel GXL como conservador. Se obtuvo una lechada de microcápsulas con un tamaño de partícula de 3 mieras (mediana) (Muestra 206).

Post-tratamientos: Muestra 209-1 : A 50 g de ¡a lechada de cápsulas anterior, se agregaron 0.704 g de una solución de gluteraldehído 25%. Muestra 209-2: A 50 g de la lechada de cápsulas anterior, se agregó glioxal 40%. Muestra 209-3: A 50 g de la lechada de cápsulas anterior, se agregaron 0.633 g de dextrosa. Muestra 209-4: A 50 g de la lechada de cápsulas anterior, se agregaron 0.533 g de vainillina. Muestra 209-5: A 50 g de la lechada de cápsulas anterior, se agregaron 0.439 g de salicilaldehído. Todas las soluciones se mezclaron con un agitador de "muñeca" (en máximo) durante la noche. Al día siguiente, se tomaron muestras para las pruebas de liberación (véase a continuación).

Pruebas de liberación: Para cada muestra de tratamiento anterior (es decir, las -Muestr-as-209-1 -a 209-5-)— se-prepararon dos recipientes-de-disoluGión-con-4-L de agua a dos valores de pH: 7.0 (solamente agua desionizada, muestras denominadas "A" en el cuadro G), y 4.4 (muestras denominadas "C" en el cuadro G). Esta última se preparó mezclando 56 g de una solución de ácido cítrico 0.1 M con 44 g de Na2HP04«2H2O 0.2 M y 900.5 g de agua desionizada. A continuación, se agregaron aproximadamente 150 mg (blanco) de cada formulación (es decir, las Muestras 209-1 a 209-5) a los recipientes de disolución, y se agregó agua hasta que el peso neto total era de aproximadamente 1 kg (esencialmente un volumen de 1 litro), las diluciones resultantes contenían aproximadamente 150 partes por millón (ppm), en agua (sin embargo, se registró y usó el peso real para los cálculos del % liberado). Era conveniente un blanco de 150 ppm porque la formulación o muestra 206 contenía 47.95% de acetoclor. Por ello, cuando se usa esta cantidad, se están agregando efectivamente 71.9 ppm de acetoclor (es decir, 150 ppm * 0.4795) al recipiente (es decir, cantidad total presente). Esta es la cantidad de acetoclor que se debería detectar, si todo el acetoclor es liberado.

La relación de la cantidad de acetoclor realmente detectada por unidad de tiempo en el agua (fuera de las cápsulas, dado que fueron separadas por filtración cuando se tomó la muestra) se divide por esta cantidad de acetoclor total para obtener el % liberado. El valor blanco se definió en aproximadamente 150 ppm para la formulación de modo que la cantidad de acetoclor presente sería de alrededor de 70 ppm, una fracción de la solubilidad total de acetoclor en agua, que es de 240 ppm. Esto ayuda a asegurar que el medio-de-agua-est-aba-aetuando-eemo-un sumidero perfecto para que el acetoclor se moviera fuera de la cápsula hacia el agua. Si todo el acetoclor es liberado, la cantidad de acetoclor en solución aún es de tan solo aproximadamente un 29% de la solubilidad máxima de acetoclor en agua. Una vez que eí medio estaba saturado en acetoclor (240 ppm), se va a detener la liberación, difusión en el agua. A medida que se acerca a este punto, la retrodifusión (es decir, el movimiento de acetoclor desde el agua hacia ia cápsula) se vuelve importante. El modelo de análisis y liberación supuso una retrodifusión cero hacia la cápsula, lo que significa que para asegurar la validez de esta suposición se prefiere evitar el punto de saturación. Se tomaron muestras de cada recipiente a intervalos de tiempo, se filtraron a través de una jeringa para separar las cápsulas y luego se analizó la presencia de acetoclor libre en el agua filtrada. Se gráfico la cantidad de acetoclor detectada en el agua versus la raíz cuadrada del tiempo para determinar la velocidad de liberación. La vida media de liberación se determinó por extrapolación (Modelo de liberación de Higuchi). Los resultados se resumen a continuación en el cuadro G. CUADRO G A partir de estos resultados cabe destacar que, cuando la pared de recubrimiento se elabora con un exceso de amina (es decir, NH/NCO = 1.33; es decir, 4 equivalentes de amino por cada 3 equivalentes de NCO), queda un grupo amino disponible en la pared de recubrimiento para una reacción de bloqueo de post-curado. Sin embargo, la magnitud de la liberación y las diferencias en el pH son pequeñas entre los diferentes tratamientos. Más importante aún, cabe destacar que los valores absolutos reflejan estrechamente los resultados de las muestras no tratadas. Por consiguiente, estos resultados sugieren que el enfoque del post-tratamiento no sería el método preferido para introducir un sitio acíivable en la pared de recubrimiento, en este caso particular, por cuanto se cree que el comportamiento de liberación observado aquí es esencialmente atribuible a la dependencia del pH observado cuando hay grupos amino libres en la pared de recubrimiento. En tanto algunas de las composiciones y los métodos de la presente invención fueron descritos en términos de las modalidades preferidas, resultará-evidente-par-a-los-e-xpertos-en Ia écnica-que es posible aplicar variaciones al proceso descrito en ia presente invención sin apartarse del concepto, espíritu y alcance de la invención. Por consiguiente, todos dichos sustitutos y modificaciones similares evidentes para los expertos en la técnica se consideran dentro del espíritu, alcance y concepto de la invención.

Claims

NOVEDAD DE LA INVENCIÓN REIVINDICACIONES 1.- Una microcápsula, que comprende: un material en el núcleo sustancialmente inmiscible en agua que comprende un compuesto biológicamente activo; y una pared de recubrimiento que encapsula el material —del— núcleo; — donde dicha— pared— de recubrimiento se ferma— or— una polimerización interfacial de un monómero de isocianato con un monómero de amina en un encapsulamiento por polimerización formadora del recubrimiento, y donde el esqueleto polimérico de dicha pared de recubrimiento comprende una unidad repetida que contiene nitrógeno y a! menos un grupo bloqueador, donde la ruptura de un enlace con dicho grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad a la cual la microcápsula libera dicho compuesto biológicamente activo. 2.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizada además porque dicho grupo bloqueador está unido a un átomo de nitrógeno de dicha unidad repetida que contiene nitrógeno. 3.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 1 ó 2, caracterizada además porque el grupo bloqueador está unido a no más de un esqueleto polimérico. 4.- La microcápsula de conformidad con ía reivindicación 1 ó 2, caracterizada además porque el grupo bloqueador está unido a más de un esqueleto polimérico. 5.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 4, caracterizada además porque el grupo bloqueador actúa como un entrecruzador de los esqueletos de polímeros separados. 6.- La mícrocápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1 a 5, caracterizada además porque la ruptura del enlace con dicho grupo bloqueador no degrada el esqueleto polimérico. 7.- La microcápsula— e— conformidad— con— la-reivindicación 6, caracterizada además porque se rompe un enlace entre el átomo de nitrógeno de la unidad repetida que contiene nitrógeno y el grupo bloqueador. 8.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-7, caracterizada además porque el recubrimiento es semipermeable con respecto al compuesto biológicamente activo antes de la ruptura de un enlace en eí grupo bloqueador. 9.- La microcápsula semipermeable de conformidad con la reivindicación 8, caracterizada además porque, después de la activación por ruptura de un enlace en el grupo bloqueador, dicha microcápsula tiene una vida media que varía en un intervalo entre aproximadamente 5 y aproximadamente 150 días, entre aproximadamente 10 y aproximadamente 125 días, entre aproximadamente 25 y aproximadamente 100 días o entre aproximadamente 50 y aproximadamente 75 días. 10.- La microcápsula de conformidad con una de ias reivindicaciones 1-9, caracterizada además porque el recubrimiento es sustancialmente impermeable con respecto al material del núcleo antes de su activación por ruptura de un enlace en el grupo bloqueador. 11.- La microcápsula sustancialmente impermeable de conformidad con la reivindicación 10, caracterizada además porque, antes de su activación, dicha microcápsula tiene una vida media de al menos aproximadamente 6 meses, aproximadamente 12 meses, aproximadamente 18 meses o aproximadamente 24 meses. 12t — ba — mieroe-ápsula de conformidad con —una de — las reivindicaciones 1-11 , caracterizada además porque la microcápsula puede liberar el compuesto biológ caracterizado además porque icamente activo mediante un mecanismo que consiste esencialmente de difusión molecular. 13.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 12, caracterizada además porque Sa liberación del compuesto biológicamente activo tiene lugar después de la ruptura de un enlace en el grupo bloqueador. 14.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-13, caracterizada además porque el polímero comprende una poliurea. 15.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-14, caracterizada además porque el grupo bloqueador está unido a por lo menos un átomo de nitrógeno de una amina terciaria dentro del esqueleto polimérico. 16.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-15, caracterizada además porque la sustancia agronómicamente activa se selecciona del grupo formado por un herbicida, un protector de herbicidas, un pesticida, un fungicida y combinaciones de los mismos. 17.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 16, caracterizada además porque la sustancia agronómicamente activa es un herbicida. 18.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 17, caracterizada además porque~~el compuesto-biológicamente activo comprende una acetanilida. 19.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 18, caracterizada además porque el compuesto biológicamente activo comprende acetocior. 20.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 18, caracterizada además porque ei compuesto biológicamente activo comprende alaclor. 21.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 19 ó 20, caracterizada además porque comprende adicionalmente 3-(dicioroacetil)-5-(2-furanil)-2,2-dimetiloxazolidina. 22.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 16, caracterizada además porque el compuesto biológicamente activo comprende un herbicida y un protector de herbicidas. 23.- La microcápsula de conformidad con una de ¡as reivindicaciones 1-22, caracterizada además porque dicho monómero de amina es el producto de una reacción de bloqueo entre una amina reactiva y un agente bloqueador. 24.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 23, caracterizada además porque una relación molar de amina reactiva a agente bloqueador en dicha reacción de bloqueo varía en un intervalo entre aproximadamente 4:0.25 a aproximadamente 4:1. 25.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 1 , xatactetizada_además porque e polímero de la pared de recubrimiento-es-el-producto de una reacción de polimerización entre un monómero de isocíanato y un monómero de amina, seguido de una posterior reacción de bloqueo, donde el polímero de la pared de recubrimiento y el agente bloqueador reaccionan formando una unidad repetida que contiene nitrógeno en el esqueleto poiimérico que contiene al menos un grupo bloqueador. 26.- La microcápsula de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones precedentes 1-25, caracterizada además porque dicho monómero de amina se selecciona del grupo de aminas polifuncionales que consiste de polietilenamina sustituida o no sustituida, polioxietilend ¡amina sustituida o no sustituida, polioxietilentriamina sustituida o no sustituida, polioxipropilendiamina sustituida o no sustituida, polioxipropilentriamina sustituida o no sustituida, un aducto de epoxi-amina o una mezcla de las mismas. 27.- La microcápsula de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones precedentes 1-26, caracterizada además porque dicho monómero de amina se selecciona dei grupo de aminas polifuncionales que consiste de dietilentriamina sustituida o no sustituida, trietilentetramina sustituida o no sustituida, iminobispropilamina sustituida o no sustituida, bis(hexametilen)triamina sustituida o no sustituida y una alquildiamina o alquiltriamina sustituida o no sustituida que posee una cadena alquilo que comprende entre aproximadamente 2 y aproximadamente 6 o aproximadamente 2 y aproximadamente 4 carbonos de longitud. 28.- La microcápsula -de — conformidad- con - una- de las reivindicaciones 23-25, caracterizada además porque el agente bloqueador comprende un compuesto seleccionado del grupo formado por un aldehido, una cetona, un hemiaceíal, una oxazolidina, un imidoéster, un éster activado o una combinación de los mismos. 29.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-28, caracterizada además porque el enlace con dicho grupo bloqueador se rompe con la exposición a un valor de pH que varía en un intervalo entre aproximadamente 3 y aproximadamente 6.5 o entre aproximadamente 4 y aproximadamente 5.5. 30.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-29, caracterizada además porque el enlace con dicho grupo bloqueador se rompe con la exposición a un valor de pH que varía en un intervalo entre aproximadamente 8 y aproximadamente 10 o entre aproximadamente 8.5 y aproximadamente 9.5. 31.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 23-25, caracterizada además porque ei agente bloqueador comprende un alquilaldehído o una alquilcetona. 32.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 31 , caracterizada además porque el alquilaldehído se selecciona del grupo formado por formaldehído, glioxal y 1 ,2,3,6-tetrahidrobenzaldehído. 33.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 23-25, caracterizada además porque el agente bloqueador comprende-un-aldehído-aromático-o una cetona aromática. 34.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 33, caracterizada además porque el aldehido aromático se selecciona del grupo formado por salicilaldehído, vainillina y orto-ftaldialdehído. 35.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 23-25, caracterizada además porque el agente bloqueador comprende un hemiacetal. 36.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 35, caracterizada además porque el hemiacetal comprende un azúcar reductor seleccionado del grupo formado por glucosa, fructosa, lactosa, dextrosa y maltosa. 37.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 23, caracterizada además porque el agente bloqueador es polifuncional y puede reaccionar con una pluralidad de funcionalidades de amina en dicho monómero. 38.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 25, caracterizada además porque el agente bloqueador es polifuncional y puede reaccionar con una pluralidad de funcionalidades de amina en dicho polímero. 39.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-38, caracterizada además porque el poliisocianato se selecciona del grupo formado por un aducto trifuncional de isocianato alifático lineal y un reactivo de acoplamiento, un diisocianato alifático que contiene un anillo, un isocianato aromático o una combinación de los mismos. 40.- La microcápsula- de conformidad-eon-la-reivindieación- 39, caracterizada además porque el poliisocianato comprende un aducto trifuncional de isocianato alifático lineal y un reactivo de acoplamiento. 41.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 40, caracterizada además porque el reactivo de acoplamiento se selecciona del grupo formado por agua y un triol de bajo peso molecular. 42.- La microcápsula de conformidad con la reivindicación 40, caracterizada además porque el isocianato alifático lineal comprende hexametilen-1 ,6-diisocianato. 43.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 39-40, caracterizada además porque la pared de recubrimiento se forma por polimerización interfacial que comprende un primer y un segundo monómero de isocianato. 44.- La microcápsula de conformidad con una de las reivindicaciones 1-43, caracterizada además porque, antes de su activación por ruptura de un enlace con el grupo bloqueador, dicha microcápsula tiene una vida media que varía en un intervalo entre aproximadamente 6 meses y aproximadamente 120 meses, entre aproximadamente 12 meses y aproximadamente 60 meses, entre aproximadamente 18 meses y aproximadamente 50 meses o entre aproximadamente 24 meses y aproximadamente 36 meses. 45.- Un método para incrementar la velocidad de liberación de un compuesto encapsulado biológicamente activo desde una microcápsula que comprende una pared-de^recubrimienferformada por polimerización interfacial de un monómero de ¡socianato con un monómero de amina en un encapsulamiento con polimerización formadora de recubrimiento, donde dicho esqueleto polimérico de la pared de recubrimiento comprende una unidad repetida que contiene nitrógeno y al menos un grupo bloqueador de amina en el mismo, dicho método comprende poner dicha microcápsula en contacto con un agente de escisión, donde dicho agente de escisión se selecciona para que escinda el enlace con ei grupo bloqueador. 46.- El método de conformidad con la reivindicación 45, caracterizado además porque el agente de escisión comprende un ¡on hidronio. 47.- El método de conformidad con la reivindicación 45, caracterizado además porque el agente de escisión comprende un ácido acuoso. 48.- El método de conformidad con la reivindicación 45, caracterizado además porque dicho agente de escisión es generado para escindir el enlace con dicho grupo bloqueador después de la exposición a un estímulo ambiental, externo. 49.- El método de conformidad con la reivindicación 48, caracterizado además porque el agente de escisión comprende un generador fotoácido que, después de la exposición a dicho estímulo ambiental, externo, forma un ácido que escinde un enlace al grupo bloqueador. 50.- El método de conformidad con la reivindicación 49, caracterizado-ademas porque dicho estímulo-ambienta exte no-es-radíáeión actínica, donde dicho generador fotoácido genera al ácido después de la exposición a dicha radiación. 51.- El método de conformidad con la reivindicación 49, caracterizado además porque dicho generador fotoácido comprende una sal de hexafluorofosfato de triarilsulfonio. 52.- El método de conformidad con una de ias reivindicaciones 45-51 , caracterizado además porque se escinde un enlace entre el grupo bloqueador y el esqueleto polimérico. 53.- El método de conformidad con la reivindicación 52, caracterizado además porque se escinde un enlace entre un átomo de nitrógeno del grupo bloqueador en la unidad repetida que contiene nitrógeno del esqueleto polimérico. 54.- El método de conformidad con la reivindicación 52, caracterizado además porque dicho grupo bloqueador forma un entrecruzamiento dentro de la pared de recubrimiento y donde además se escinde dicho enlace dentro de dicho grupo bloqueador para romper el entrecruzamiento. 55.- Un método para la preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas, dicho método comprende: crear una emulsión de aceite-en-agua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde la fase externa comprende agua, un agente emulsionante y un primer monómero de amina que contiene un grupo bloqueador— de- aminai— dondé^ieha fase interna comprende- un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; y, hacer reaccionar el primer monómero de amina con ei monómero de isocianato mediante una polimerización interfacial para encapsuiar al núcleo sustancialmente inmiscible en agua, que contiene al compuesto biológicamente activo, dentro de un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción del primer monómero de amina con el mon?mero de isocianato, donde dicho polímero comprende un esqueleto y un grupo bloqueador unido a una amina en el esqueleto y donde el grupo bloqueador está sujeto a eliminación, donde dicha eliminación del grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad de liberación del compuesto biológicamente activo desde las microcápsulas. 56.- Un método para la preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas, dicho método comprende: crear una emulsión de aceite-enagua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde dicha fase externa comprende agua, un agente emulsionante, un primer monómero de amina y un agente bloqueador eficaz para bloquear el grupo funcional amina en dicho primer monómero de amina, donde dicha fase interna comprende un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; hacer reaccionar dicho primer monómero de amina y dicho agente bloqueador para formar un grupo funcional amina bloqueado; y hacer reaccionar el primer monómero de amina con el monómero de isocianato mediante una polimerización interfacial para errcapsular el núcleo sustancialmenteHnmiscible-en-agua—que- contiene al compuesto biológicamente activo, dentro de un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción del monómero de amina con el monómero de ¡socianato, donde dicho polímero comprende un esqueleto y un grupo bloqueador unido a una amina de la misma, y donde la ruptura de un enlace en el grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad de liberación dei compuesto biológicamente activo desde las microcápsulas. 57.- El método de conformidad con la reivindicación 55 ó 56, caracterizado además porque el primer monómero de amina se agrega a la fase externa acuosa después de formar la emulsión. 58.- Un método para la preparación de una dispersión acuosa de microcápsulas, dicho método comprende: crear una emulsión de aceite-en-agua que comprende una fase externa acuosa y una fase interna sustancialmente inmiscible en agua, donde dicha fase externa comprende agua, un agente emulsionante, un primer monómero de amina, donde dicha fase interna comprende un monómero de isocianato y un compuesto biológicamente activo; hacer reaccionar el primer monómero de amina con el monómero de isocianato mediante una polimerización interfacial para encapsular el núcleo sustancialmente inmiscible en agua, que contiene al compuesto biológicamente activo, dentro de un recubrimiento que comprende un polímero que es el producto de reacción del monómero de amina con el monómero de isocianato; y, hacer reaccionar dicho polímero con un agente bloqueador eficaz para bloquear grupos funcionales de amina en dicho polímero para~fsrmat-urrpolímeto que comprende-un esqueleto y un grupo bloqueador unido al mismo, donde la ruptura de un enlace en el grupo bloqueador es eficaz para incrementar la velocidad de liberación del compuesto biológicamente activo desde las microcápsulas. 59.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el grupo bloqueador está unido a no más de un esqueleto polimérico. 60.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el grupo bloqueador está unido a más de un esqueleto polimérico. 61.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el grupo bloqueador actúa entrecruzando los esqueletos de diferentes polímeros. 62.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque la ruptura de un enlace en dicho grupo bloqueador no produce degradación del esqueleto polimérico. 63.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque se rompe el enlace entre un átomo de nitrógeno de la unidad repetida que contiene nitrógeno y el grupo bloqueador. 64.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque la pared de recubrimiento es semipermeable con respecto al compuesto biológicamente activo antes de la ruptura de un enlace en el grup rbtsqueadorr 65.- El método de conformidad con la reivindicación 64, caracterizado además porque, después de la activación por ruptura de un enlace en el grupo bloqueador, dicha microcápsula tiene una vida media que varía en un intervalo entre aproximadamente 5 y aproximadamente 150 días, entre aproximadamente 10 y aproximadamente 125 días, entre aproximadamente 25 y aproximadamente 100 días o entre aproximadamente 50 y aproximadamente 75 días. 66.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el recubrimiento es sustancialmente impermeable con respecto al material del núcleo antes de la activación por ruptura de un enlace en el grupo bloqueador. . 67.- El método de conformidad con la reivindicación 66, caracterizado además porque, antes de la activación, dicha microcápsula tiene una vida media de al menos aproximadamente 6 meses, aproximadamente 12 meses, aproximadamente 18 meses o aproximadamente 24 meses. 68.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque la microcápsula puede liberar el compuesto biológicamente activo mediante un mecanismo que consiste esencialmente de difusión molecular. 69.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el polímero comprende una poliurea. 70.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque el grupo bloqueador está unido a por lo menos un átomo de nitrógeno de una amina terciaria dentro del esqueleto polimérico. 71.- Ei método de conformidad con cualquiera de ias reivindicaciones 45-58, caracterizado además porque ia sustancia agronómicamente activa se selecciona del grupo formado por un herbicida, un protector de herbicida, un pesticida, un fungicida y combinaciones de los mismos. 72.- El método de conformidad con la reivindicación 71 , caracterizado además porque la sustancia agronómicamente activa es un herbicida. 73.- El método de conformidad con la reivindicación 72, caracterizado además porque el compuesto biológicamente activo comprende una acetanilida. 74.- El método de conformidad con la reivindicación 73, caracterizado además porque el compuesto biológicamente activo comprende acetoclor. 75.- El método de conformidad con la reivindicación 73, caracterizado además porque el compuesto biológicamente activo comprende alaclor. 76.- El método de conformidad con la reivindicación 71 , caracterizado además porque el compuesto-bioiógtcarnerite-activo-com prende un herbicida y un protector de herbicida. 77.- El método de conformidad con la reivindicación 76, caracterizado además porque el compuesto biológicamente activo además comprende 3-(dicloroacetil)-5-(2-furaniI)-2,2-dimetiíoxazolidina. 78.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-77, caracterizado además porque dicho monómero de amina se selecciona del grupo de aminas polifuncionales que consiste de polietilenamína sustituida o no sustituida, polioxietilendiamina sustituida o no sustituida, polioxietilentriamina sustituida o no sustituida, polioxipropilendiamina sustituida o no sustituida, polioxipropilentriamina sustituida o no sustituida, un aducto de epoxi-amina o una mezcla de las mismas. 79.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-77, caracterizado además porque dicho monómero de amina se selecciona del grupo de aminas polifuncionales que consiste de dietilentriamina sustituida o no sustituida, trietilentetramina sustituida o no sustituida, iminobispropilamina sustituida o no sustituida, bis(hexametilen)triamina sustituida o no sustituida y una alquildiamína o alquiltriamina sustituida o no sustituida que posee una cadena de alquilo que comprende entre aproximadamente 2 y aproximadamente 6, o aproximadamente 2 y aproximadamente 4, carbonos de longitud. 80.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45 7^7-catactetiza"do^además porque-el agente bloqueador comprende un compuesto seleccionado del grupo formado por un aldehido, una cetona, un hemiacetal, una oxazolidina, un imidoéster, un éster activado o una combinación de los mismos. 81.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-79, caracterizado además porque el enlace con dicho grupo bloqueador se rompe con la exposición a un valor de pH que varía en un intervalo entre aproximadamente 3 y aproximadamente 6.5 o entre aproximadamente 4 y aproximadamente 5.5. 82.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-79, caracterizado además porque el enlace con dicho grupo bloqueador se rompe con la exposición a un valor de pH que varía en un intervalo entre aproximadamente 8 y aproximadamente 10 o entre aproximadamente 8.5 y aproximadamente 9.5. 83.- El método de conformidad con la reivindicación 80, caracterizado además porque el agente bloqueador comprende un alquilaldehído o una alquilcetona. 84.- El método de conformidad con la reivindicación 83, caracterizado además porque el alquilaldehído se selecciona del grupo formado por formaldehído, glioxal y 1 ,2,3,6-tetrahidrobenzaldehído. 85.- El método de conformidad con la reivindicación 80, caracterizado además porque el agente bloqueador comprende un aldehido aromático o una cetona aromática. 86.- El método de conformidad con— la— reivindicación- -85, caracterizado además porque el aldehido aromático se selecciona del grupo formado por salicilaldehído, vainillina y orto-ftaldialdehído. 87.- El método de conformidad con la reivindicación 80, caracterizado además porque el agente bloqueador comprende un hemiacetal. 88.- El método de conformidad con la reivindicación 87, caracterizado además porque el hemiacetal comprende un azúcar reductor seleccionado dei grupo formado por glucosa, fructosa, lactosa, dextrosa y maltosa. 89.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-88, caracterizado además porque el poliisocianato se selecciona del grupo formado por un aducto trifuncional de un isocianato alifático lineal y un reactivo de acoplamiento, un diisocianato alifático que contiene un anillo, un isocianato aromático o una combinación de los mismos. 90.- El método de conformidad con la reivindicación 89, caracterizado además porque el poliisocianato comprende un aducto trifuncional de isocianato alifático lineal y un reactivo de acoplamiento. 91.- El método de conformidad con la reivindicación 90, caracterizado además porque el reactivo de acoplamiento se selecciona del grupo formado por agua y un triol de bajo peso molecular. 92.- El método de conformidad con la reivindicación 91 , caracterizado además porque dicho isocianato alifático lineal comprende hexametiien-ITd^diisociáT?ató. 93.- El método de conformidad con cualquiera de las reivindicaciones 45-92, caracterizado además porque la pared de recubrimiento se forma por una polimerización interfacial que comprende un primer y un segundo monómero de isocianato.