MX2012013434A

MX2012013434A - Inyeccion bacteriana en la caña de azucar.

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Publication number: MX2012013434A
Application number: MX2012013434A
Authority: MX
Inventors: Leandro Martinho; Murlio Moreira; Jose Claudionir
Original assignee: Syngenta Participations Ag
Priority date: 2010-05-21
Filing date: 2011-05-20
Publication date: 2013-01-22
Also published as: WO2011144741A2; AU2011254549A1; CO6640234A2; WO2011144741A3; CN103025169A

Abstract

Se muestran y describen métodos para tratar la caña de azúcar, métodos para cultivar la caña de azúcar y sistemas de propagación de la caña de azúcar. En un ejemplo, un método de tratamiento incluye inyectar una mezcla que incluye bacterias fijadoras de nitrógeno en una sección de tallo.

Description

INYECCION BACTERIANA EN LA CAÑA DE AZUCAR Descripción de la Invención La presente invención se refiere al tratamiento del material de propagación de la caña de azúcar y, en particular, a la inyección de mezclas que incluyen bacterias en secciones de tallo de la caña de azúcar.

Las plantas necesitan formas de nitrógeno biológicamente útiles por varios motivos, por ejemplo, para sintetizar proteínas, ácidos nucleicos y clorofila. Las formas de nitrógeno biológicamente útiles ilustrativas incluyen nitrato (N03") y amonio (NH4+) . Sin embargo, las formas de nitrógeno útiles suelen agotarse rápidamente en los sistemas agrícolas, en los cuales los agricultores pueden invertir una cantidad significativa de recursos para complementar el suelo.

Las formas de nitrógeno biológicamente útiles pueden provenir de diversas fuentes, incluido el dinitrógeno (N2) , que es relativamente abundante en la atmósfera. Antes de que el dinitrógeno sea útil para la mayoría de las plantas, se debe fijar o convertir en otra forma más fácil de utilizar tal como el amoniaco (NH3) . Se sabe que la fijación de nitrógeno se produce mediante asociaciones de fijación de nitrógeno simbióticas entre plantas y bacterias. La más conocida es la asociación entre ciertas especies de bacterias, p. ej . , de los géneros Rhizobium y Bradyrhizobium (denominadas también REF . : 237296 "rizobios" en la presente) y plantas leguminosas.

En las plantas leguminosas, el proceso de fijación de nitrógeno implica una serie de interacciones entre el huésped y los rizobios que se pueden resumir como se indica a continuación: (1) colonización de los rizobios en la rizoesfera y unión de los rizobios a células epidérmicas y del pelo radical; (2) enroscamiento del pelo radical e invasión de los rizobios para formar roscas de infección; (3) iniciación y desarrollo de nodulos en el córtex de las raíces; y (4) liberación de los rizobios de las roscas de infección e iniciación de la fijación de nitrógeno.

También se ha descubierto que algunas plantas no leguminosas pueden presentar una asociación con bacterias fijadoras de nitrógeno. La caña de azúcar es un ejemplo de una planta no leguminosa que puede presentar asociaciones con bacterias fijadoras de nitrógeno. La expresión "caña de azúcar", tal como se utiliza en la presente, incluye, por ejemplo, miembros del género Sa.cch.arum, p. ej . , S. arundinaceum, S. bengalense, S. edule, S. munja, 3. officinarum, S. procerum, S. ravennae, S. robustum, S. sinense y S. spontaneum.

La planta de la caña de azúcar es importante desde un punto de vista comercial por varias razones que incluyen la producción de azúcar, Falernum, molasas, ron, cachaza (el licor nacional de Brasil) y etanol para combustibles. Además, la biomasa remanente después de triturar la caña de azúcar también se puede emplear en hornos y calderas. Debido a su importancia comercial, se cultivan cientos de acres de caña de azúcar al año.

La caña de azúcar se puede cultivar de varias formas. Por ejemplo, la caña de azúcar se puede cultivar a partir de semillas o secciones de tallo (conocidas también como esquejes o partes de un tallo o cañas o carreteles o plántulas) . Una semilla de caña de azúcar es un fruto monoseminal seco o cariópside que se forma a partir de un único carpelo, estando la pared ovárica (pericarpio) unida a la cubierta seminal (testa) . Las semillas son ovadas, de color marrón amarillento y muy pequeñas, con una longitud de aproximadamente 1 mm. Sin embargo, en la mayor parte de la agricultura comercial se emplean secciones de tallo en vez de semillas.

Las secciones de tallo se pueden producir de forma manual, p. ej . , cortando secciones de tallo más grandes con un cuchillo o una máquina. Las secciones de tallo resultantes normalmente incluyen varios nodulos por sección de tallo. El término "nodulo" significa la parte del tallo de una planta a partir de la que crece una hoja, rama o raíz aérea. Después de plantar las secciones de tallo, pueden emerger yemas (o brotes) en la posición de cada nodulo. A continuación las yemas pueden crecer hasta obtener la planta de cultivo. La velocidad de emergencia o la velocidad a la que los nodulos producen yemas para obtener plantas de cultivo a veces es baja en la caña de azúcar.

Para mejorar la probabilidad de que cada sección de tallo plantada produzca plantas de cultivo, las secciones de tallo se suelen plantar con múltiples nodulos, p. ej . , 3, 4 o 5 nodulos por sección de tallo. Estas secciones de tallo con múltiples nodulos (o secciones de tallo largas) pueden tener longitudes de aproximadamente 37 era, 40 cm o superiores. Normalmente, se colocan secciones de tallo con longitudes de 40-50 cm en posición horizontal en surcos, que pueden ser anchos a nivel del suelo y profundos (40-50 cm de anchura y 30-40 cm de profundidad) . Una vez plantadas, se pueden pulverizar agua, un fertilizante que incluya nitrógeno, y pesticidas, tales como herbicidas e insecticidas, sobre el cultivo.

Por varias razones, la Solicitante desea mejorar la propagación, el cultivo y la eficacia biológica de la caña de azúcar existente. Por ejemplo, la Solicitante desea proporcionar al menos uno de los siguientes avances: mejorar la tasa de fijación de nitrógeno en tallos de la caña de azúcar; reducir la cantidad de fertilizante que se aplica a los tallos de la caña de azúcar; mejorar la velocidad de emergencia a partir de secciones de tallo mononodulares ; mejorar la velocidad de emergencia a partir de secciones de tallo multinodulares ; mejorar la tasa de crecimiento de las plantas de la caña de azúcar; y mejorar la tasa de crecimiento de las plantas de la caña de azúcar cultivadas a partir de secciones de tallo.

Las presentes tecnologías hacen frente a un número cualquiera de las deficiencias anteriores en el cultivo y los tratamientos convencionales de la caña de azúcar. Las presentes tecnologías también pueden hacer frente a otras deficiencias .

Resumiendo, en un ejemplo, la tecnología se refiere a un método para tratar la caña de azúcar que comprende inyectar una mezcla que incluye bacterias en una sección de tallo. En otro ejemplo, la tecnología se refiere a un método para cultivar la caña de azúcar que comprende plantar una sección de tallo tratada. En otro ejemplo, la tecnología se refiere a un sistema de propagación de la caña de azúcar que comprende una sección de tallo que define un canal, y que incluye una mezcla que incluye bacterias situadas dentro del canal.

En el compendio anterior se pretenden resumir ciertas modalidades de la presente invención. En las figuras y la descripción detallada que se presenta a continuación se expondrán sistemas, métodos y mezclas más detalladamente. Sin embargo, será evidente que no se pretende que la descripción detallada limite la presente invención, cuyo alcance será determinado debidamente por las reivindicaciones adjuntas. La presente invención se refiere a métodos para tratar la caña de azúcar, métodos para cultivar la caña de azúcar y sistemas de propagación de la caña de azúcar.

Las Figuras la y Ib ilustran una vista lateral y una vista de frente, respectivamente, de un ejemplo de una sección de tallo 2 antes de que se haya aplicado un tratamiento. La sección de tallo 2 se preparó cortando un tallo de caña de azúcar hasta la longitud deseada. La Figura la ilustra mejor el nodulo 4 y la epidermis 6. La Figura Ib ilustra mejor los haces vasculares expuestos (HVE) 8 en un corte de la sección de tallo. La expresión "HVE", tal como se utiliza en la presente, puede incluir la sección transversal de la sección de tallo, incluidos el xilema y el floema de los haces vasculares, así como también la médula y el córtex. El extremo opuesto del esqueje de caña 2 tendrá unos HVE similares. En otros ejemplos, las secciones de tallo pueden incluir más nodulos, p. ej., 2, 3, 4, 5, 6, etc. De forma análoga, la longitud de las secciones de tallo tratadas puede variar. Por ejemplo, las secciones de tallo pueden tener una longitud comprendida en un intervalo seleccionado entre al menos uno de los siguientes: de 2 a 60 cm, de 2.5 a 50 cm, de 2.5 a 40 cm, de 2.5 a 30 cm, de 2.5 a 20 cm, de 2.5 a 15 cm, de 2.5 a 10 cm, y de 3 a 7 cm.

El tratamiento implica obtener una sección de tallo con al menos un nodulo y HVE, p. ej . , la sección de tallo 2, e inyectar una mezcla que incluya bacterias fijadoras de nitrógeno en la sección de tallo. Las secciones de tallo normalmente se obtendrán cortando tallos de la caña de azúcar en las secciones de tallo deseadas. La obtención también incluye recibir o adquirir secciones de tallo generadas por otros .

La Figura 2 ilustra una pluralidad de secciones de tallo 12 con HVE 14, que han recibido inyecciones en los canales 16. En este ejemplo, la canalización y las inyecciones se realizaron con una única aguja que penetraba e inyectaba en los HVE. Sin embargo, la inyección se realizó de varias formas y en varios puntos. Por ejemplo, se puede utilizar un número cualquiera de agujas para penetrar una sección de tallo e inyectar la mezcla en la sección de tallo. En otro ejemplo, la inyección se realizará con 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 o más agujas en los HVE. En otro ejemplo, la inyección se puede realizar a través de la epidermis con un número cualquiera de agujas, por ejemplo, en cualquiera de los puntos 20 en una sección de tallo más grande 22. Los canales pueden ser axiales o no respecto a la longitud de la sección de tallo. Por ejemplo, los canales 16 se consideran axiales respecto a la longitud de la sección de tallo. Los canales formados a través de la epidermis normalmente se considerarán no axiales.

Cuando se utilizan agujas, el tamaño de las agujas puede variar. Por ejemplo, cuando se utilizan para la penetración e inyección, el diámetro de las agujas puede estar comprendido en un intervalo de aproximadamente 0.1 a aproximadamente 5 mm, más habitualmente de aproximadamente 0.1 a aproximadamente 2 mm. El grosor de pared puede estar comprendido en un intervalo de aproximadamente 0.05 a aproximadamente 0.4 mm, más habitualmente de aproximadamente 0.05 a aproximadamente 0.1 mm. La profundidad de penetración de las agujas puede variar de forma análoga. En un ejemplo, una aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 5 mm. En otro ejemplo, una aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 10 mm. En muchos casos, las agujas se pueden extraer ligeramente, p. ej . , 1 mm, 2 mm, 3 mm, 4 mm, 5 mm o más, antes de la inyección para crear de este modo una cavidad mayor en la sección de tallo en la que se podrá recibir la mezcla. Los volúmenes de los canales pueden variar según se requiera, por ejemplo, los volúmenes pueden estar comprendidos de 0.2 a 1.5 mL.

En otros ejemplos, puede haber un canal definido en la sección de tallo, p. ej . , en los HVE o que se extiende por la epidermis, de otras formas. Los canales se pueden definir con un despepitador, una broca, un escariador, etc. En tales ejemplos, las inyecciones se pueden realizar de varias formas, p. ej . , con una jeringa, pipeta, aguja, etc., o cualquier otro dispositivo adecuado para introducir la mezcla en el canal. Para mezclas más viscosas, la inyección se puede realizar con otras herramientas, p. ej . , una espátula.

La mezcla inyectada en la sección de tallo incluye una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno. Las bacterias se pueden seleccionar entre al menos uno de los géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia. En muchos ejemplos, la mezcla poseerá bacterias fijadoras de nitrógeno seleccionadas entre al menos dos, al menos tres y al menos todos los géneros utilizados como ejemplo. Además, algunos ejemplos pueden incluir múltiples especies dentro de uno o más de los géneros, por ejemplo, al menos dos especies de Herbaspirilum. Las especies ilustrativas incluyen cualquiera de las siguientes: Gluconacetobacter diazotrophicus, Herbaspirilum seropedicae, Herbaspirilum rubrisubalbicans, Azospirilum amazonense y Burkholderia trópica.

La concentración de las bacterias fijadoras de nitrógeno y las tasas de aplicación pueden variar. Por ejemplo, las mezclas pueden tener una concentración comprendida en el intervalo de 105 a 109 cfu/mL. De forma un tanto similar, las tasas de aplicación pueden variar. Las mezclas se pueden inyectar para aplicar las bacterias fijadoras de nitrógeno en tasas comprendidas en el intervalo de 105 a 109 cfu por sección de tallo, en otro ejemplo, de 2.108 a 4.108 cfu por sección de tallo. Los intervalos de volumen ilustrativos incluyen de de 0.2 a 1 mL por sección de tallo, en otro ejemplo, de 0.2 a 0.5 mL por sección de tallo. En otros casos se pueden desear concentraciones, tasas de aplicación o volúmenes de aplicación diferentes.

Las mezclas también pueden incluir una fuente de carbono orgánico para las bacterias, p. ej . , extracto de levadura o manitol, así como también otros micronutrientes . En algunas situaciones, la mezcla puede incluir pasto, por ejemplo, para proporcionar sustrato o micronutrientes para las bacterias. En algunos ejemplos, la mezcla será un medio mínimo de nitrógeno para inhibir de este modo el crecimiento de bacterias que no sean fijadoras de nitrógeno en la mezcla. Tales modalidades pueden ser útiles, por ejemplo, para almacenar y transportar mezclas o para facilitar el establecimiento de poblaciones fijadoras de nitrógeno. El medio mínimo de nitrógeno incluye medios que no contengan nitrógeno, p. ej . , los medios de Burke y Ashbey, así como medios con niveles de nitrógeno suficientemente bajos para reducir la eficacia biológica de las bacterias que no sean fijadoras de nitrógeno de forma perceptible.

Una de las ventajas de algunos ejemplos de la tecnología actual es que permite la inyección y la absorción de las bacterias fijadoras de nitrógeno sin necesidad de desecar la sección de tallo antes de la inyección. La Solicitante cree que reducir la desecación mejorará las velocidades de emergencia, en particular, para secciones de tallo más cortas, p. ej . , aquellas que poseen 1 nodulo . En muchos ejemplos, la inyección se realizará cuando la sección de tallo tenga un porcentaje de pérdida de peso, respecto a una sección de tallo recién cortada, seleccionado entre al menos uno de los siguientes: menor de un 30%, menor de un 25%, menor de un 20%, menor de un 15%, menor de un 10% y menor de un 5%. Se pueden conseguir niveles adecuados para el porcentaje de pérdida de peso realizando la inyección en al menos un plazo de los siguientes: 24 horas, 18 horas, 16 horas, 14 horas, 12 horas, 10 horas, 8 horas, 6 horas, 4 horas, 2 horas y 1 hora. Los métodos pueden incluir además recubrir los HVE con una barrera sellante de la humedad, por ejemplo, para reducir aún más la pérdida de agua. En muchos ejemplos, el canal de dentro de la sección de tallo también puede crear un entorno con condiciones de humedad, un contenido de nutrientes y una temperatura más estables para las bacterias en la mezcla, y se cree que fomenta un establecimiento sistémico o localizado más rápido y sano de poblaciones bacterianas fijadoras de nitrógeno.

La invención actual también se refiere a métodos para cultivar la caña de azúcar que pueden incluir plantar una sección de tallo que ha sido tratada de cualquiera de las formas descritas anteriormente. En un ejemplo, un método incluye obtener una sección de tallo con al menos un nodulo y haces vasculares expuestos (HVE) . Se inyecta una mezcla que incluye una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno en la sección de tallo. A continuación se planta la sección de tallo tratada. Los métodos también pueden comprenden plantar secciones de tallo adicionales que hayan sido tratadas como se describió anteriormente. Cuando se plantan las secciones de tallo adicionales, el número de nodulos por metro lineal puede estar comprendido en al menos uno de los siguientes intervalos: entre 2 y 200, entre 2 y 100, entre 4 y 75, y entre 10 y 40.

L invención actual también se refiere a sistemas de propagación de la caña de azúcar. Los sistemas de propagación de la caña de azúcar incluyen una sección de tallo tratada de acuerdo con cualquiera de los métodos descritos anteriormente. En un ejemplo, un sistema incluye una sección destallo con al menos un nodulo y haces vasculares expuestos (HVE) . La sección de tallo define un canal creado mediante, por ejemplo, una aguja. Se introduce una mezcla que contiene una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno en el canal .

Utilizando los sistemas, métodos o mezclas que se describen en la presente, la Solicitante cree que se conseguirá cualquiera de diversos beneficios en el cultivo de la caña de azúcar. Por ejemplo, la Solicitante cree que se pueden conseguir al menos uno de los siguientes avances: mejorar la tasa de fijación de nitrógeno en tallos de la caña de azúcar; reducir la cantidad de fertilizante que se aplica a los tallos de la caña de azúcar; mejorar la velocidad de emergencia a partir de secciones de tallo mononodulares ; mejorar la velocidad de emergencia a partir de secciones de tallo multinodulares ; mejorar la tasa de crecimiento de las plantas de la caña de azúcar; y mejorar la tasa de crecimiento de las plantas de la caña de azúcar cultivadas a partir de secciones de tallo. No se pretende que esta lista sea limitante y se pueden conseguir otros beneficios, p. ej . , una mayor resistencia a plagas, etc.

En la descripción anterior se han expuesto numerosas características y ventajas junto con detalles estructurales y funcionales. Sin embargo, la invención es únicamente ilustrativa y se pueden realizar cambios en detalles dentro del principio de la invención.

A pesar de que los intervalos y parámetros numéricos que establecen el amplio alcance de la invención sean aproximaciones, los valores numéricos mencionados en los ejemplos específicos se indican de la forma más precisa posible. Sin embargo, todo valor numérico contiene inherentemente ciertos errores que son necesariamente el resultado de la desviación estándar detectada en las mediciones de las respectivas pruebas . Es más , se debe sobreentender que todos los intervalos descritos en la presente comprenden todos y cada uno de los subintervalos que estos contengan, y cada número comprendido entre los límites de los intervalos. Por ejemplo, se debe considerar que un intervalo indicado de "entre 1 y 10" contiene todos y cada uno de los subintervalos comprendidos (con carácter inclusivo) entre el valor mínimo 1 y el valor máximo 10; es decir, todos los subintervalos que empiecen con un valor mínimo mayor o igual a l, p. ej., de l a 6.1, y terminen con un valor máximo menor o igual a 10, p. ej . , de 5.5 a 10, así como también todos los intervalos que empiecen y terminen entre los límites del intervalo, p. ej . , entre 2 y 9, entre 3 y 8, entre 3 y 9, entre 4 y 7, y por último, a cada número 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 y 10 contenido en el intervalo. Cabe destacar que además, las formas singulares "un", "una", "el" y "la", tal como se utilizan en esta descripción, incluyen los referentes plurales a menos que se limiten expresa e inequívocamente a un referente.

Se hace constar que con relación a esta fecha, el mejor método conocido por la solicitante para llevar a la práctica la citada invención, es el que resulta claro de la presente descripción de la invención.

Claims

REIVINDICACIONES Habiéndose descrito la invención como antecede, se reclama como propiedad lo contenido en las siguientes reivindicaciones :

1. Un método para tratar una caña de azúcar caracterizado porque comprende: obtener una sección de tallo con al menos un nodulo y haces vasculares expuestos (HVE) ; e inyectar una mezcla en la sección de tallo, donde la mezcla incluye una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno.

2. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo no ha sido desecada antes de la inyección.

3. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo tiene un porcentaje de pérdida de peso, respecto a una sección de tallo recién cortada, seleccionado entre al menos uno de los siguientes: menor de un 30%, menor de un 25%, menor de un 20%, menor de un 15%, menor de un 10% y menor de un 5%.

4. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la caña de azúcar es una especie de Saccharum.

5. El método de conformidad con la reivindicación 4, caracterizado porque la especie de Saccharum se selecciona entre al menos alguna de las siguientes: S. arundinaceu , S. bengalense, S. edule, S. unja, S. officinarum, S. procerum, S. ravennae, S. robustum, S. sinense y S. spontaneum.

6. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo posee un número de nodulos seleccionado entre l, 2, 3, 4, 5 y 6.

7. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo posee únicamente un nodulo.

8. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo tiene una longitud comprendida en un intervalo seleccionado entre al menos uno de los siguientes: entre 2 y 60 cm, entre 2.5 y 50 cm, entre 2.5 y 40 cm, entre 2.5 y 30 cm, entre 2.5 y 20 cm, entre 2.5 y 15 cm, entre 2.5 y 10 cm, y entre 3 y 7 cm.

9. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la mezcla se inyecta en los HVE de la sección de tallo.

10. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque incluye además penetrar los HVE con al menos una aguja antes de la inyección.

11. El método de conformidad con la reivindicación 10, caracterizado porque la aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 5 mm, tiene un diámetro comprendido en el intervalo de entre aproximadamente 0.1 y aproximadamente 5 mm; y tiene un grosor de pared comprendido en el intervalo de entre aproximadamente 0.05 y aproximadamente 0.4 mm.

12. El método de conformidad con la reivindicación 10, caracterizado porque la aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 10 mm y después se extrae al menos 1 mm antes de la inyección para crear de este modo una cavidad en la sección de tallo para la mezcla.

13. El método de conformidad con la reivindicación 9, caracterizado porque incluye además definir un canal en los HVE antes de la inyección.

14. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre al menos uno de los siguientes géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia .

15. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre al menos dos de los siguientes géneros: Glucorzacetojbacfcer, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia .

16. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre al menos tres de los siguientes géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia .

17. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre cada uno de los géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia .

18. El método de conformidad con la reivindicación 17, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno incluyen al menos dos especies de Herbaspirilum.

19. El método de conformidad con la reivindicación 17, caracterizado porque el género Gluconacetobacter incluye Gluconacetojbacter diazotrophicus, el género Herbaspirilum incluye al menos una de las especies Herbaspirilum seropedicae y Herbaspirilum rubrisubalbicans, el género Azospirilum incluye Azospirilum amazonense ; y el género Burkholderia incluye Burkholderia trópica.

20. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno está comprendida en el intervalo de de 105 a 109 cfu/mL.

21. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la mezcla se inyecta para aplicar las bacterias fijadoras de nitrógeno en tasas comprendidas en el intervalo de 105 a 109 cfu por sección de tallo.

22. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque el volumen de mezcla aplicado a la sección de tallo está comprendido en el intervalo de 0.2 a 1 mL.

23. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la mezcla es un medio mínimo de nitrógeno para inhibir de este modo el crecimiento de bacterias que no sean fijadoras de nitrógeno en la mezcla.

24. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la mezcla incluye además al menos uno de los siguientes componentes: una fuente de carbono orgánico para las bacterias y micronutrientes .

25. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque incluye además revestir los HVE con una barrera sellante de la humedad.

26. El método de conformidad con la reivindicación 1, caracterizado porque la sección de tallo se obtiene cortando un tallo de la caña de azúcar y donde la sección de tallo se inyecta en al menos un plazo de los siguientes: menos de 24 horas, menos de 12 horas y menos de 6 horas después de cortar el tallo de la caña de azúcar .

27. Un método para cultivar la caña de azúcar, caracterizado porque comprende el método de: obtener una sección de tallo con al menos un nodulo y haces vasculares expuestos (HVE) ; inyectar una mezcla en la sección de tallo, donde la mezcla incluye una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno; y plantar la sección de tallo inyectada.

28. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo no ha sido desecada antes de la inyección.

29. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo tiene un porcentaje de pérdida de peso, respecto a un esqueje de la caña de azúcar recién cortado, seleccionado entre al menos uno de los siguientes: menor de un 30%, menor de un 25%, menor de un 20%, menor de un 15%, menor de un 10% y menor de un 5%.

30. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la caña de azúcar es una especie de Saccharum.

31. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo posee un número de nodulos seleccionado entre al menos 2, al menos 3, al menos 4, al menos 5 y al menos 6.

32. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo posee únicamente un nodulo.

33. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo tiene una longitud seleccionada que está comprendida entre al menos uno de los siguientes intervalos: de 2 a 60 cm, de 2.5 a 50 cm, de 2.5 a 40 cm, de 2.5 a 30 cm, de 2.5 a 20 cm, de 2.5 a 15 cm, de 2.5 a 10 cm, y de 3 a 7 cm .

34. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la mezcla se inyecta en los HVE de la sección de tallo.

35. El método de conformidad con la reivindicación 34, caracterizado porque incluye además penetrar los HVE con al menos una aguja antes de la inyección.

36. El método de conformidad con la reivindicación 35, caracterizado porque la aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 5 mm, tiene un diámetro comprendido en el intervalo de entre aproximadamente 0.1 y aproximadamente 5 mm; y tiene un grosor de pared comprendido en el intervalo de entre aproximadamente 0.05 y aproximadamente 0.4 mm.

37. El método de conformidad con la reivindicación 35, caracterizado porque la aguja se hace penetrar hasta una profundidad de al menos 10 mm y después se extrae al menos 1 mm antes de la inyección para crear de este modo una cavidad en la sección de tallo para la mezcla.

38. El método de conformidad con la reivindicación 34, caracterizado porque incluye además definir un canal en los HVE antes de la inyección.

39. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno ' se seleccionan entre al menos uno de los siguientes géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirílum y Burkholderia .

40. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre al menos dos de los siguientes géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirílum y Burkholderia .

41. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre al menos tres de los siguientes géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirílum y Burkholderia .

42. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno se seleccionan entre cada uno de los géneros: Gluconacetobacter, Herbaspirilum, Azospirilum y Burkholderia .

43. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque las bacterias fijadoras de nitrógeno incluyen al menos dos especies de Herbaspirilum.

44. El método de conformidad con la reivindicación 42, caracterizado porque el género GluconacetOjbac er incluye Gluconacetobacter diazotrophicus, el género Herbaspirilum incluye al menos una de las especies Herbaspirilum seropedicae y Herbaspirilum rubrisubalbicans, el género Azospirilum incluye Azospirilum amazonense ; y el género Burkholderia incluye Burkholderia trópica.

45. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno está comprendida en el intervalo de entre 105 y 109 cfu/mL.

46. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la mezcla se inyecta para aplicar las bacterias fijadoras de nitrógeno en tasas comprendidas en el intervalo de entre 105 y 109 cfu por sección de tallo.

47. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque el volumen de mezcla aplicado a la sección de tallo está comprendido en el intervalo de 0.2 a 1 mL.

48. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la mezcla es un medio mínimo de nitrógeno para inhibir de este modo el crecimiento de bacterias que no sean fijadoras de nitrógeno en la mezcla.

49. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la mezcla incluye además al menos uno de los siguientes componentes: una fuente de carbono orgánico para las bacterias y micronutrientes .

50. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque incluye además revestir los HVE con una barrera sellante de la humedad antes de plantarlos.

51. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque la sección de tallo se obtiene cortando un tallo de la caña de azúcar y donde la sección de tallo se inyecta en al menos un plazo de los siguientes: menos de 24 horas, menos de 12 horas y menos de 6 horas después de cortar el tallo de la caña de azúcar.

52. El método de conformidad con la reivindicación 27, caracterizado porque incluye además obtener, inyectar y plantar una pluralidad de secciones de tallo adicionales.

53. El método de conformidad con la reivindicación 52, caracterizado porque la pluralidad de secciones de tallo adicionales se plantan de modo que el número de nodulos por metro lineal esté comprendido en el intervalo seleccionado entre al menos uno de los siguientes: de 2 a 200, de 2 a 100, de 4 a 75, y de 10 a 40.

54. Un sistema de propagación de la caña de azúcar caracterizado porque comprende: una sección de tallo con al menos un nodulo y haces vasculares expuestos (HVE) , donde la sección de tallo define un canal, y una mezcla situada dentro del canal, donde la mezcla incluye una concentración de bacterias fijadoras de nitrógeno .

55. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque la sección de tallo posee un número de nodulos seleccionado entre 1, 2, 3, 4, 5 y 6.

56. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque la sección de tallo posee únicamente un nodulo.

57. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado, porque la sección de tallo tiene una longitud comprendida en un intervalo seleccionado entre al menos uno de los siguientes: de 2 a 60 cm, de 2.5 a 50 cm, de 2.5 a 40 cm, de 2.5 a 30 cm, de 2.5 a 20 cm, de 2.5 a 15 cm, de 2.5 a 10 cm, y de 3 a 7 cm.

58. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque el canal y la sección de tallo son axiales.

59. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque el canal se forma con una aguja.

60. El sistema de conformidad con la reivindicación 59, caracterizado porque el canal incluye una entrada definida dentro de los HVE .

61. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque el canal tiene un volumen comprendido en el intervalo de de 0.2 a 1.5 mL .

62. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque la mezcla incluye de 105 a 109 cfu de bacterias fijadoras de nitrógeno.

63. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque la mezcla es un medio mínimo de nitrógeno para inhibir de este modo el crecimiento de bacterias que no sean fijadoras de nitrógeno en la mezcla.

64. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque la mezcla incluye además al menos uno de los siguientes componentes: una fuente de carbono orgánico para las bacterias y micronutrientes .

65. El sistema de conformidad con la reivindicación 54, caracterizado porque incluye además una barrera selladora de la humedad que reviste al menos los HVE.